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方法文章

基于醛脱氢酶1A1活性应用AlDeSense对卵巢癌细胞进行分层

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DOI：

10.3791/64713

⸱

2023年3月31日

 ,  ,  , 
1Department of Chemistry, University of Illinois Urbana-Champaign, 2Department of Biochemistry, University of Illinois Urbana-Champaign, 3Beckman Institute for Advanced Science and Technology, University of Illinois Urbana-Champaign, 4Cancer Center of Illinois, University of Illinois Urbana-Champaign

* These authors contributed equally

本文内容

摘要

由于ALDH1A1是干性的重要生物标志物，因此在活细胞中检测其活性的方法在癌症研究中至关重要。在本研究中，我们采用了一种亚型选择性荧光探针，用于测定五种卵巢癌细胞系中ALDH1A1活性的相对水平。

摘要

癌症治疗后的复发通常归因于一类被称为癌症干细胞（CSCs）的肿瘤细胞亚群的持续存在，这类细胞具有极强的肿瘤起始能力和自我更新能力。根据肿瘤来源的不同（例如卵巢），CSC的表面生物标志物谱可能存在显著差异，这使得通过免疫组织化学染色来鉴定这些细胞成为一项具有挑战性的工作。相反，醛脱氢酶1A1（ALDH1A1）因其在几乎所有前体细胞（包括CSCs）中保守的表达模式，已成为识别CSCs的优良标志物。ALDH1A1同工酶属于一个包含19种酶的超家族，负责将多种内源性和外源性醛类氧化为相应的羧酸产物。Chan等人近期开发了AlDeSense，这是一种针对ALDH1A1活性的同工酶选择性“开启型”探针，同时还合成了非反应性的匹配对照试剂（Ctrl-AlDeSense），以排除脱靶染色的干扰。该同工酶选择性工具已通过检测K562骨髓性白血病细胞、乳腺球及黑色素瘤来源的CSC异种移植模型中的ALDH1A1活性，被证明是一种多功能的化学工具。本文通过额外的荧光测定、共聚焦显微镜和流式细胞术实验，展示了该探针的应用价值，并测定了五种卵巢癌细胞系中ALDH1A1活性的相对水平。

引言

肿瘤干细胞（CSCs）是一类具有类似干细胞特性的肿瘤细胞亚群1。与非癌变的干细胞类似，CSCs 具有自我更新和增殖的非凡能力。此外，由于其内在机制（如 ATP 结合盒转运蛋白的上调），CSCs 常能逃避免疫清除，在初始手术减瘤以及后续辅助治疗中得以存活2。由于 CSCs 在治疗耐药3、复发4和转移5中起着关键作用，已成为癌症研究的重点。尽管存在多种可用于识别 CSCs 的细胞表面抗原（例如 CD133）6，但利用细胞质中醛脱氢酶（ALDHs）的酶活性已成为一种有吸引力的替代方法7。ALDHs 是由 19 种酶组成的超家族，负责催化内源性和外源性活性醛类氧化为相应的羧酸产物8。

一般来说，醛类解毒对于保护细胞免受不利的交联反应和氧化应激至关重要，这些损伤可能破坏干细胞的完整性9此外，1A1 亚型调控视黄酸代谢，进而影响细胞干性 通过 视黄醛信号传导10. AlDeSense11,12一种小分子活性依赖性传感（ABS）探针 recently developed，可选择性检测 ALDH1A1 活性。ABS 设计通过化学变化而非结合事件实现分析物检测，从而实现高选择性并降低脱靶响应13,14,15,16异构体选择性荧光探针的设计原理依赖于供体光诱导电子转移（d-PeT）淬灭机制17，源于醛基官能团，该基团可抑制探针的荧光信号18在ALDH1A1介导转化为羧酸后，辐射跃迁被激活，从而生成高度荧光的产物。由于d-PeT淬灭从未达到100%效率，在建立该检测方法时，已通过开发Ctrl-AlDeSense（一种具有匹配光物理特性（如量子产率）和相同细胞质染色模式的非响应性试剂）来考虑残余荧光可能导致假阳性结果的问题。当两者联合使用时，这一独特配对可可靠地区分ALDH1A1活性高与活性低的细胞。 通过 荧光测定法、分子成像和流式细胞术。相较于传统的免疫组织化学方法，使用亚型选择性可激活染料具有多项关键优势。例如，人们推测肿瘤干细胞（CSCs）可能深藏于肿瘤内部，因此小分子相比大分子抗体更易于接近这些细胞19此外，翻转的荧光产物不会共价修饰任何细胞组分，因此可被轻易去除 通过 洗涤循环以使CSC保持未修饰状态。最后，该开启响应仅能识别活细胞及其功能，这一点与MTT实验类似，因其依赖于NAD+ 辅因子

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图1：AlDeSense 荧光开启的示意图。 异构体选择性染料可被ALDH1A1激活，可用于鉴定卵巢癌细胞中升高的ALDH1A1活性 通过 荧光测定法、分子成像和流式细胞术。 请点击此处以查看此图的放大版本。

在以往的研究中，亚型选择性荧光探针检测法已成功将K562人慢性白血病细胞、MDA-MB-231人乳腺癌细胞以及B16F0小鼠黑色素瘤细胞中的醛脱氢酶高表达（ALDH+）细胞与低表达（ALDH-）细胞区分开来。这一点非常重要，因为对于许多癌症类型而言，ALDH1A1蛋白的高表达意味着更差的临床预后20。这基于一个假设：ALDH1A1水平升高提示存在癌症干细胞（CSCs），这些细胞能够逃避治疗、产生耐药性并在全身扩散。然而，在卵巢癌中，已有研究报道了相反的结果（ALDH1A1高表达与患者生存期延长相关）21,22,23,24。尽管这在初看之下似乎相互矛盾，但基因或蛋白的表达水平并不一定与酶活性直接相关，后者可能受到肿瘤微环境变化（如pH波动、氧浓度梯度）、辅因子NAD+或醛类底物的可及性、羧酸水平（产物抑制）以及可改变酶活性的翻译后修饰等因素的影响25。此外，卵巢癌可分为五种主要组织学类型（高级别浆液性、低级别浆液性、子宫内膜样、透明细胞和黏液性），我们推测这些类型中ALDH1A1的酶活性水平将存在差异26。为了探究卵巢肿瘤中ALDH1A1的酶活性，本研究采用亚型选择性荧光探针检测法，对属于上述不同组织学类型的五种卵巢癌细胞系中的ALDH1A1+细胞亚群进行了鉴定。本研究所检测的细胞系包括BG-1、Caov-3、IGROV-1、OVCAR-3和PEO4细胞，涵盖了透明细胞和浆液性组织类型。本文展示了该探针的多功能性与普适性，可为希望在其他永生化癌细胞系及患者样本中开展类似研究的研究人员提供识别癌症干细胞的有效工具。AlDeSense的使用将有助于揭示复杂组织微环境中癌症干细胞维持所涉及的生化通路，并有望成为评估预后和衡量癌症侵袭性的临床工具。

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方案

1. 测定卵巢癌细胞匀浆中总ALDH1A1活性 通过 荧光测定法

  1. 解冻 1 × 106 T25 细胞培养瓶中的细胞，加入 5 mL 下述细胞培养基：
    1. IGROV-1 和 PEO4：含 10% 胎牛血清（FBS）和 1% 青霉素/链霉素（P/S）的 Roswell Park Memorial Institute（RPMI）1640 培养基。
    2. BG-1 和 Caov-3：含 10% FBS 和 1% P/S 的杜尔贝科改良伊格尔培养基（DMEM）。
    3. OVCAR-3：RPMI 1640 培养基，含 20% FBS、1% P/S 和 0.01 mg/mL 胰岛素。
  2. 将细胞置于37 °C、5% CO₂的培养箱中培养2 传代2到3次。传代前确保细胞融合度不超过80%–90%。
  3. 用0.25%胰蛋白酶消化细胞10分钟，使用自动细胞计数仪计数，并将1 × 10⁶个细胞离心成细胞沉淀7 细胞 通过 25 °C下离心（180 × g）5分钟。
  4. 小心移除上清液 通过 吸取，加入1 mL 1×PBS重悬细胞以洗涤沉淀，再次离心收集细胞沉淀 通过 离心，条件与步骤4中所述相同。
  5. 将细胞重悬于含有1×蛋白酶抑制剂的1×PBS溶液中，每2.5 × 10⁶个细胞使用1 mL该溶液。6 细胞
  6. 将细胞悬液置于冰上，使用细胞匀浆探头超声处理2分钟（脉冲1秒，振幅40%）。
  7. 沉淀不溶性/膜组分 通过 在25 °C下以3,200 × g离心15分钟。弃去沉淀，保留上清液，此即用于后续步骤的匀浆液。将匀浆液分装至三支比色皿中，以进行三组平行实验。
  8. 将探针加入匀浆液中，使探针终浓度为 4 µM。用移液器上下吹打三次，充分混匀溶液。
  9. 在荧光计上立即测定加样后及所需孵育时间后的荧光信号。可通过优化孵育时间以观察最大倍数的信号开启（本实验中为1 h）。在比较不同细胞系时，孵育时间必须保持一致。
    1. 将激发波长设置为 496 nm。
    2. 将发射波长设置为510-600 nm。
    3. 将狭缝宽度设置为 0.5 mm。
    4. 将溶液移入1 mL石英比色皿中，放入荧光分光光度计，开始扫描。
  10. 将516 nm（最大荧光波长）处的最终荧光强度除以初始读数在相同波长处的强度，以确定亚型选择性染料的激活倍数。

2. 使用荧光显微镜对高ALDH1A1活性的细胞进行成像

  1. 在5 mL适当的细胞培养基中，于T25细胞培养瓶中解冻1 × 106个细胞。
  2. 将细胞置于37 °C、5% CO2的培养箱中培养2至3代。传代前确保细胞融合度不超过80%–90%。
  3. 共聚焦成像前一天，将4 × 105个细胞接种至8孔细胞培养板中。
    1. 每孔加入聚-L-赖氨酸（0.1 mg/mL，100 µL/孔）包被底部，孵育10分钟后吸除。
    2. 每孔加入细胞培养级水（100 µL/孔），洗涤3次，每次洗涤后吸除液体。
    3. 用0.25%胰蛋白酶消化细胞10分钟，使用自动细胞计数仪计数，并以每孔4 × 105个细胞的密度接种。
    4. 让细胞沉降并贴壁过夜（12–16小时）。
  4. 吸除生长培养基，每孔加入无血清培养基500 µL，并添加 2 µM的探针或 对照探针。
  5. 在室温下与探针孵育30分钟，随后立即进行细胞成像。
  6. 开启共聚焦显微镜并调整至适合样本的设置。
    1. 以最低放大倍数小心加载样本，找到细胞以确保正确位置。
    2. 确保物镜为10倍放大，定位细胞。
  7. 本实验需使用FITC通道（激发：488 nm激光；发射：516–521 nm）和T-PMT（透射光）通道。使用T-PMT定位并聚焦细胞，确保整个实验过程中聚焦于同一z平面，以消除偏差。
  8. 调节激光功率和FITC增益至适当水平，使Ctrl-AlDeSense AM样本的信号刚好可检测，同时仍能在AlDeSense AM样本中观察到信号。各参数可通过滑动对应滑块进行调节。可能需要多次调整以确定最佳参数。一旦优化完成，后续该细胞系的所有实验均应使用相同参数。
  9. 每孔拍摄三张图像，每种处理条件共三孔（总计九张图像）。使用T-PMT聚焦于正确的焦平面，避免使用荧光通道或合并图像进行聚焦，以减少偏差。
  10. 处理图像以确定ALDH1A1+细胞的百分比。
    1. 使用图像处理软件将czi文件拆分为不同通道。
    2. 计数每个图像中的总细胞数和荧光阳性细胞总数。
    3. 为计算ALDH1A1+细胞的百分比，将每张图像中荧光阳性细胞数除以总细胞数。必须以相同方式对每张图像进行计数，不得对图像进行任何操作（例如调节亮度），以免引入混杂变量。

3. 应用流式细胞术鉴定具有高ALDH1A1活性的细胞

  1. 解冻 1 × 106 T25细胞培养瓶中加入5 mL合适的细胞培养基培养细胞。
  2. 将细胞置于37 °C、5% CO₂的培养箱中培养2 传代2到3次。传代前确保细胞融合度不超过80%–90%。
  3. 胰酶消化，计数，并在15 mL离心管中离心收集细胞 通过 25 °C下离心（180 × g）5分钟。
  4. 在1 mL PBS中的2 µM探针/对照探针溶液中重悬细胞。室温下轻轻摇动细胞60分钟，以确保染料均匀接触细胞。
  5. 孵育结束后，离心收集细胞 通过 在25 °C下以180 × g离心5分钟。用0.5 mL PBS重悬细胞。通过细胞筛网（35 µm尼龙滤网）过滤细胞，以去除可能堵塞流式细胞仪的细胞团块。立即将细胞置于冰上。
  6. 打开仪器并运行启动程序。
  7. 检查鞘液并清空废液。
  8. 用10%的次氯酸钠溶液和水分别冲洗管路各5分钟。
  9. 运行质控微球以确保功能正常。
  10. 在设置选项卡中，选择 FSC（前向散射）、SSC（侧向散射）和 FITC（异硫氰酸荧光素） 用于荧光滤光片。
  11. 绘制以下图形以进行活率、单细胞和荧光设门。优化激光功率（根据用户所用仪器的具体情况）以确保细胞群体位于给定参数范围内，用于后续分析。
    1. FSC-A 与 SSC-A 散点图：主要细胞群位于图的中心附近。
    2. FSC-A 与 FSC-W 散点图：呈狭窄的水平带状分布，提示为单细胞（而非细胞团块）。
    3. FITC-A 与 FSC-A 散点图：观察由亚型选择性荧光开启探针分选的细胞分布情况。
    4. FITC-A 直方图：通过观察 FITC 荧光信号的人群偏移，确定 ALDH1A1+ 细胞的百分比。
  12. 为优化FITC激光功率，先运行含有探针的样本，使直方图曲线右侧尾部接近最大FITC-A信号值。随后运行含有对照探针的样本，应可观察到明显的群体偏移，以显示最大动态范围。激光功率优化步骤可能需要重复多次，但在实验确定设定后，不得在不同样本间更改激光功率。
  13. 每个样本运行 10,000 次计数（设三个重复）。
  14. 对每种细胞系重复步骤 3.12，因为不同细胞系在摄取能力和 ALDH1A1 活性方面存在差异。
  15. 样本采集完成后，依次使用10%次氯酸钠溶液和水各运行管路5分钟，然后启动仪器关机程序。
  16. 使用流式细胞术软件处理数据，并圈定目标细胞群体。设置门控，使所有事件均落入 ALDH1A1- 或 ALDH1A1+ 门内。利用矩形门选工具，设定 ALDH1A1- 门，使其涵盖 >对照探针样本中99.5%的事件位于此门内，其余细胞被视为ALDH1A1阳性。相同的门控可应用于探针样本，以定量分析被判定为ALDH1A1阴性和ALDH1A1阳性的事件数量。

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结果

卵巢癌细胞匀浆中总ALDH1A1活性
本实验测得各细胞系的平均诱导倍数分别为：BG-1（1.12 ± 0.01）；IGROV-1（1.30 ± 0.03）；Caov-3（1.72 ± 0.06）；PEO4（2.51 ± 0.29）；以及OVCAR-3（10.25 ± 1.46）（图2）。

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图2：通过荧光测定法测量各卵巢癌细胞系匀浆中亚型选择性染料的荧光增强倍数（均值 ± 标准差）（n = 3）。

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讨论

广谱选择性是许多醛脱氢酶探针的主要局限；然而，近期已有若干种亚型选择性探针的实例被报道32,33,34,35,36,37,38,39,40,41本研究中使用的亚型选择性荧光探针是首个经过合理设计的探针，即使在存在大量竞争性酶的情况下，仍仅与ALDH1A1亚型发生反应。11,

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披露

我们披露了一项关于 AlDeSense 技术的待批准专利（US20200199092A1）。

致谢

本工作由美国国立卫生研究院（R35GM133581，授予 JC）和伊利诺伊州癌症中心研究生奖学金（授予 SG）资助。JC 感谢卡米尔和亨利·德雷福斯基金会提供的支持。作者感谢 Thomas E. Bearrood 博士在制备 AlDeSense 和 AlDeSense AM 储液过程中的初期贡献。感谢 Oliver D. Pichardo Peguero 先生和 Joseph A. Forzano 先生在制备多种合成前体方面的协助。感谢 Erik Nelson 教授（伊利诺伊大学厄巴纳-香槟分校分子与整合生理学系）提供 Caov-3、IGROV-1 和 PEO4 细胞。感谢 Paul Hergenrother 教授（伊利诺伊大学厄巴纳-香槟分校化学系）提供 BG-1 细胞。感谢卡尔·R·沃斯基因组生物学研究所核心设施提供蔡司 LSM 700 共聚焦显微镜及相应软件的使用权限。感谢流式细胞术设施提供 BD LSR II CMtO 分析仪的使用权限。感谢 Sandra McMasters 博士和细胞培养基设施在细胞培养基制备方面的协助。

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材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
 不含钙、镁和碳酸氢钠的HBSS中的0.25%胰蛋白酶和0.1%EDTA康宁  25-050-CI
1×磷酸盐缓冲液康宁21-040-CMX12
AccuSpin Micro 17RFisher Scientific13-100-675
AlDeSense自行合成
BG-1由伊利诺伊大学厄巴纳-香槟分校 Paul Hergenrother 教授实验室提供
BioLite 25 cm2 烧瓶赛默飞世尔科技 130189
生物安全柜 1300 系列 A2赛默飞世尔科技 
Caov-3由伊利诺伊大学厄巴纳-香槟分校 Erik Nelson 教授实验室提供
细胞匀浆器Fisher Scientific
Centrifuge 5180REppendorf22627040
对照-AlDeSense自行合成
DMEM，10% FBS，1% P/S由伊利诺伊大学厄巴纳-香槟分校细胞培养基实验室制备
Falcon 圆底聚苯乙烯试管，带细胞滤网 snap 盖，5 mL康宁352003
FCS Express 6由伊利诺伊大学厄巴纳-香槟分校 CMtO 提供
荧光显微镜EVOS
荧光计Photon Technology International
Forma Series II 水套式 CO2 培养箱 培养箱Fisher Scientific3110
IGROV-1由伊利诺伊大学厄巴纳-香槟分校 Erik Nelson 教授实验室提供
ImageJ美国国立卫生研究院
Innova 42R 恒温摇床
LSM 700Zeiss
LSR IIBD
Nunc Lab-Tek 带孔 #1.0 硼硅酸盐盖玻片培养系统赛默飞世尔科技 155383
OVCAR-3ATCCHTB-161
PEO4由伊利诺伊大学厄巴纳-香槟分校 Erik Nelson 教授实验室提供
Pierce蛋白酶抑制剂片剂赛默飞世尔科技A32963
聚-L-赖氨酸Cultrex3438-100-01
摇床VWR
RPMI，10% FBS，1% P/S由伊利诺伊大学厄巴纳-香槟分校细胞培养基实验室制备
RPMI，20% 胎牛血清，1% 青霉素-链霉素，0.01 mg/mL 胰岛素由伊利诺伊大学厄巴纳-香槟分校细胞培养基实验室制备

参考文献

  1. Bonnet, D., Dick, J. E. Human acute myeloid leukaemia is organised as a heirarchy that originates from a primitive haematopoetic cell. Nature Medicine. 3 (7), 730-737 (1997).
  2. Begicevic, R. R., Falasca, M. ABC transporters in cancer stem cells: Beyond chemoresistance. International Journal of Molecular Sciences. 18 (11), 2362(2017).
  3. Cojoc, M., Mäbert, K., Muders, M. H., Dubrovska, A. A role for cancer stem cells in therapy resistance: Cellular and molecular mechanisms. Seminars in Cancer Biology. 31, 16-27 (2015).
  4. Islam, F., Gopalan, V., Smith, R. A., Lam, A. K. Y. Translational potential of cancer stem cells: A review of the detection of cancer stem cells and their roles in cancer recurrence and cancer treatment. Experimental Cell Research. 335 (1), 135-147 (2015).
  5. Li, F., Tiede, B., Massagué, J., Kang, Y. Beyond tumorigenesis: Cancer stem cells in metastasis. Cell Research. 17 (1), 3-14 (2007).
  6. Kim, W. T., Ryu, C. J. Cancer stem cell surface markers on normal stem cells. BMB Reports. 50 (6), 285-298 (2017).
  7. Pors, K., Moreb, J. S. Aldehyde dehydrogenases in cancer: An opportunity for biomarker and drug development. Drug Discovery Today. 19 (12), 1953-1963 (2014).
  8. Jackson, B., et al. Update on the aldehyde dehydrogenase gene (ALDH) superfamily. Human Genomics. 5 (4), 283-303 (2011).
  9. Vasiliou, V., Pappa, A., Petersen, D. R. Role of aldehyde dehydrogenases in endogenous and xenobiotic metabolism. Chemico-Biological Interactions. 129 (1-2), 1-19 (2000).
  10. Tomita, H., Tanaka, K., Tanaka, T., Hara, A. Aldehyde dehydrogenase 1A1 in stem cells and cancer. Oncotarget. 7 (10), 11018-11032 (2016).
  11. Anorma, C., et al. Surveillance of cancer stem cell plasticity using an isoform-selective fluorescent probe for aldehyde dehydrogenase 1A1. ACS Central Science. 4 (8), 1045-1055 (2018).
  12. Bearrood, T. E., Aguirre-Figueroa, G., Chan, J. Rational design of a red fluorescent sensor for ALDH1A1 displaying enhanced cellular uptake and reactivity. Bioconjugate Chemistry. 31 (2), 224-228 (2020).
  13. Chan, J., Dodani, S. C., Chang, C. J. Reaction-based small-molecule fluorescent probes for chemoselective bioimaging. Nature Chemistry. 4 (12), 973-984 (2012).
  14. East, A. K., Lucero, M. Y., Chan, J. New directions of activity-based sensing for in vivo NIR imaging. Chemical Science. 12 (10), 3393-3405 (2021).
  15. Yadav, A. K., et al. Activity-based NIR bioluminescence probe enables discovery of diet-induced modulation of the tumor microenvironment via nitric oxide. ACS Central Science. 8 (4), 461-472 (2022).
  16. Yadav, A. K., et al. An activity-based sensing approach for the detection of cyclooxygenase-2 in Live Cells. Angewandte Chemie. 59 (8), 3307-3314 (2020).
  17. Ueno, T., et al. Rational principles for modulating fluorescence properties of fluorescein. Journal of the American Chemical Society. 126 (43), 14079-14085 (2004).
  18. Tanaka, F., Mase, N., Barbas 3rd, C. F. Design and use of fluorogenic aldehydes for monitoring the progress of aldehyde transformations. Journal of the American Chemical Society. 126 (12), 3692-3693 (2004).
  19. Thurber, G. M., Schmidt, M. M., Wittrup, K. D. Antibody tumor penetration: transport opposed by systemic and antigen-mediated clearance. Advanced Drug Delivery Reviews. 60 (12), 1421-1434 (2008).
  20. Marcato, P., Dean, C. A., Giacomantonio, C. A., Lee, P. W. K. Aldehyde dehydrogenase its role as a cancer stem cell marker comes down to the specific isoform. Cell Cycle. 10 (9), 1378-1384 (2011).
  21. Meng, E., et al. ALDH1A1 maintains ovarian cancer stem cell-like properties by altered regulation of cell cycle checkpoint and DNA repair network signaling. PLoS One. 9 (9), e107142(2014).
  22. Kaipio, K., et al. ALDH1A1-related stemness in high-grade serous ovarian cancer is a negative prognostic indicator but potentially targetable by EGFR/mTOR-PI3K/aurora kinase inhibitors. The Journal of Pathology. 250 (2), 159-169 (2020).
  23. Deng, S., et al. Distinct expression levels and patterns of stem cell marker, aldehyde dehydrogenase isoform 1 (ALDH1), in human epithelial cancers. PLoS One. 5 (4), e10277(2010).
  24. Chang, B., et al. ALDH1 expression correlates with favorable prognosis in ovarian cancers. Modern Pathology. 22 (6), 817-823 (2009).
  25. Gardner, S. H., Reinhardt, C. J., Chan, J. Advances in activity-based sensing probes for isoform-selective imaging of enzymatic activity. Angewandte Chemie. 60 (10), 5000-5009 (2021).
  26. Reid, B. M., Permuth, J. B., Sellers, T. A. Epidemiology of ovarian cancer: a review. Cancer Biology and Medicine. 14 (1), 9-32 (2017).
  27. Tulake, W., et al. Upregulation of stem cell markers ALDH1A1 and OCT4 as potential biomarkers for the early detection of cervical carcinoma. Oncology Letters. 16 (5), 5525-5534 (2018).
  28. Nwani, N. G., et al. A novel ALDH1A1 inhibitor targets cells with stem cell characteristics in ovarian cancer. Cancers. 11 (4), 502(2019).
  29. Roy, M., Connor, J., Al-Niaimi, A., Rose, S. L., Mahajan, A. Aldehyde dehydrogenase 1A1 (ALDH1A1) expression by immunohistochemistry is associated with chemo-refractoriness in patients with high-grade ovarian serous carcinoma. Human Pathology. 73, 1-6 (2018).
  30. Landen Jr, C. N., et al. Targeting aldehyde dehydrogenase cancer stem cells in ovarian cancer. Molecular Cancer Therapeutics. 9 (12), 3186-3199 (2010).
  31. Condello, S., et al. β-catenin-regulated ALDH1A1 is a target in ovarian cancer spheroids. Oncogene. 34 (18), 2297-2308 (2015).
  32. Storms, R. W., et al. Isolation of primitive human hematopoietic progenitors on the basis of aldehyde dehydrogenase activity. Proceedings of the National Academy of Sciences. 96 (16), 9118-9123 (1999).
  33. Duellman, S. J., et al. A bioluminescence assay for aldehyde dehydrogenase activity. Analytical Biochemistry. 434 (2), 226-232 (2013).
  34. Minn, I., et al. A red-shifted fluorescent substrate for aldehyde dehydrogenase. Nature Communications. 5, 3662(2014).
  35. Dollé, L., Boulter, L., Leclercq, I. A., van Grunsven, L. A. Next generation of ALDH substrates and their potential to study maturational lineage biology in stem and progenitor cells. American Journal of Physiology. Gastrointestinal and Liver Physiology. 308 (7), 573-578 (2015).
  36. Yagishita, A., et al. Development of highly selective fluorescent probe enabling flow-cytometric isolation of ALDH3A1-positive viable cells. Bioconjugate Chemistry. 28 (2), 302-306 (2017).
  37. Maity, S., et al. Thiophene bridged aldehydes (TBAs) image ALDH activity in cells: Via modulation of intramolecular charge transfer. Chemical Science. 8 (10), 7143-7151 (2017).
  38. Koenders, S. T. A., et al. Development of a retinal-based probe for the profiling of retinaldehyde dehydrogenases in cancer cells. ACS Central Science. 5 (12), 1965-1974 (2019).
  39. Oe, M., et al. Deep-red/near-infrared turn-on fluorescence probes for aldehyde dehydrogenase 1A1 in cancer stem cells. ACS Sensors. 6 (9), 3320-3329 (2021).
  40. Yagishita, A., Ueno, T., Tsuchihara, K., Urano, Y. Amino BODIPY-based blue fluorescent probes for aldehyde dehydrogenase 1-expressing cells. Bioconjugate Chemistry. 32 (2), 234-238 (2021).
  41. Okamoto, A., et al. Identification of breast cancer stem cells using a newly developed long-acting fluorescence probe, C5S-A, targeting ALDH1A1. Anticancer Research. 42 (3), 1199-1205 (2022).

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ALDH1A1 AlDeSense
基于醛脱氢酶1A1活性应用AlDeSense对卵巢癌细胞进行分层
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