猪在腹部移植外科转化研究中的气管插管、中心静脉导管及动脉置管

摘要

为了获得最佳的实验结果，进行转化医学研究实验的外科医生应熟练掌握插管和血管通路置入技术。本文介绍了多伦多器官保存实验室用于实施这些操作的技术方法。

摘要

猪的转化外科研究模型对于开发安全的临床前方案至关重要。然而，实验手术的成功不仅依赖于研究团队的外科技术，围手术期护理和管理操作（如气管插管、中心静脉置管和动脉置管）同样是必要的，且对获得理想的实验结果具有至关重要的意义。由于研究团队中通常没有麻醉科医生或其他非外科人员，参与转化研究的外科团队必须掌握和/或发展实施围手术期护理所需的技术能力。本文旨在介绍多伦多器官保存实验室在过去10年中应用并不断完善的一系列技术，包括气管插管、中心静脉导管置入和动脉置管方法，以供未来加入本团队或其他从事猪类转化研究和/或腹部器官移植研究实验室的研究人员参考。

引言

由于猪具有与人类相似的解剖学和生理学特性，猪的实验模型常被用于研究人类疾病。这些模型在安全的临床前方案开发中至关重要，但也受到法律和伦理限制¹。猪在科研中的使用必须在尽可能最佳的条件下进行，以避免因与研究项目无关的麻醉并发症而导致动物不必要的损失和痛苦。

术前操作技术与技能，如气管插管、中心静脉置管和动脉置管，对于获得成功且可重复的结果至关重要。

每只接受外科手术全身麻醉的动物都必须进行气管插管，以保持气道通畅，便于辅助通气，并避免支气管误吸²。猪气管插管最常见的体位包括仰卧位、侧卧位和胸卧位^3,4。对于接受过人类气管插管培训的人员而言，胸卧位操作通常更为简便³，本研究机构的工作人员即属于此类情况。

良好的血管通路对于术中和术后输注液体、药物以及采样至关重要。在腹部移植手术期间，由于缺血-再灌注损伤导致血流动力学不稳定，常需使用血管加压药。通过外周静脉通路输注血管加压药可能因血管收缩作用而引起局部组织损伤⁵。中心静脉置管可实现大量液体和血管加压药的输注。我们倾向于采用导丝辅助的经皮技术进行中心静脉置管，因为该方法可最大程度减少对软组织和血管的损伤⁶。

手术期间需要维持动物的血流动力学稳定，而血压是通常用于监测该状态的参数⁷。动脉导管可实现连续血压测量，其准确性高于传统的无创测量方法⁸，因为无创技术在高血压期间会低估血压值，而在低血压期间会高估血压值^7,8。在这些实验中，准确测量血压对于控制必须给予猪的液体量和血管加压药物剂量至关重要。

多伦多器官保存实验室使用猪模型已有十多年，并在此期间对这些操作流程进行了标准化，取得了优异的结果。尽管文献中可找到相同操作的其他方法，但本文旨在介绍我们实验室多年来开发并不断完善的技术。

方案

本研究中使用的所有动物均按照人道准则进行护理 "实验动物护理原则" 由美国医学研究学会和 "实验动物护理指南" 由加拿大安大略省国立卫生研究院出版。所有研究均获得多伦多综合研究所动物护理委员会的批准。本研究使用了11至12周龄、体重为30至40 kg的雄性约克夏猪。

1. 插管

1. 在手术前至少将猪饲养5天，以使其适应环境并降低整体应激水平
2. 麻醉前禁食猪6小时。
3. 在饲养设施中，通过肌内注射给予猪氯胺酮（20 mg/kg）作为分离麻醉剂、咪达唑仑（0.15 mg/kg）以实现镇静，以及阿托品（0.04 mg/kg）以减少唾液和支气管分泌物。
4. 给予 O₂ 使用面罩给予异氟烷（5%），在猪只入睡至少5分钟后进行。
5. 将猪移至运输车中，并转运至手术室（OR）。
6. 将猪仰卧位放置于手术台上。
7. 将通气面罩以2 L/min的流量连接氧气₂ 和 5% 异氟烷。
   注意：确保猪有吸气努力。
8. 将血氧饱和度探头置于猪的耳朵上。
   注意：探头也可放置于舌部、尾部或悬蹄处³，嘴唇或腹股沟皱襞。
9. 请助手放置心电图电极和血压袖带。
   注意：电极置于右侧腋窝皱襞、左侧腋窝皱襞和左侧腹股沟皱襞。血压袖带可放置于前肢或后肢。
10. 用5%异氟烷通气4-5分钟后，检查下颌是否松弛。
    注意：如果发现抵抗，需继续使用异氟烷通气额外3分钟，或直至下颌松弛。
11. 请助手将下颌向上托起，上颌向下压，并将舌头移开。
12. 沿中线插入带有直型Miller喉镜片的喉镜，挑起会厌。
    注意：使用气管插管向下推动软腭，使会厌上抬（图1).
13. 观察声带，并使用利多卡因非气雾喷雾剂（10 mg/次剂量）喷洒两次，以预防插管期间发生痉挛。
14. 移除喉镜，更换氧气面罩，持续30秒。
15. 取下氧气面罩，沿中线插入Miller直喉镜片，抬起会厌。将7.0 mm气管导管经声门插入。
    注意：如果声带存在阻力或痉挛，重复步骤 1.13 和 1.14。
16. 固定气管插管位置，然后抽出喉镜和导丝。
17. 用5–8 ml空气充盈气管插管套囊，并将其连接至二氧化碳监测传感器，以确认插管位置正确。
    注意：其他确保正确位置的方法包括观察胸部起伏、查看气管导管内有无冷凝水以及听双侧呼吸音。
18. 打开呼吸机，调节呼吸频率为15-20次/分钟，异氟烷浓度为2%-2.5%，潮气量为10-15 mL/kg体重，吸气峰压维持在18-20 cmH₂O。₂O^9,10,11.
19. 用胶带固定气管插管。
20. 涂抹眼用润滑剂以防止手术过程中出现干燥和溃疡。
21. 通过评估下颌肌张力并相应调整异氟烷浓度，确保麻醉到位。下颌肌肉僵硬提示麻醉深度不足。³.

2. 中心静脉导管置入

注意：导管的选择取决于所使用的模型类型。对于存活模型，使用在操作结束时可进行隧道化的导管。对于终末模型，则使用较简单的型号（参见材料表）。

1. 插管后，将猪置于仰卧位，使用碘溶液或氯己定溶液对颈部两侧进行消毒。
2. 用5至10 mL生理盐水冲洗导管，确保其内部无空气，然后将扩张器插入导管中。
3. 检查并测试导丝，确认其外观完好且功能正常。
   注意：导丝必须能在鞘内自由移动，不得有任何缺陷或弯折。如发现异常，应立即更换导丝。
4. 在猪的颈部确定以下三个解剖标志点：(1) 下颌骨的尾侧支，(2) 胸骨柄的头侧端，以及 (3) 由肱骨大结节形成的右肩头侧点⁶（图2）。
5. 将连接5 mL注射器的穿刺针插入由上述三个标志点构成的三角区域中心，穿刺角度为与皮肤呈45°，方向朝向尾侧，同时轻微回抽注射器活塞。
6. 一旦进入颈外静脉，立即取下注射器，用手拇指固定穿刺针针座以稳定针头，确保穿刺针位置固定。
   注意：若怀疑从针口流出的血液为动脉血，应立即拔出穿刺针，并施加压力压迫5分钟。
7. 将导丝经穿刺针送入，并推进至颈外静脉（采用Seldinger技术¹²），过程中应无明显阻力或仅有轻微阻力。随后拔出穿刺针，保留导丝原位。
   注意：可通过心电图监测确保导丝未插入过深。若发现心律异常，应稍许退出导丝。
8. 将11号刀片尖端插入穿刺点，切开皮肤（约0.5 cm），以便后续插入扩张器和导管。
9. 沿导丝将扩张器和导管一起推进，以扩张皮肤及皮下组织。到位后，将扩张器从导管中取出。
10. 抽吸导管腔以确认通畅，并用5–10 mL生理盐水冲洗。
11. 使用0号丝线将导管缝合固定于皮肤，确保导管稳固¹³。

3. 动脉置管

注意：优先选择颈动脉置入动脉导管，因为其通路更直接接近心脏，且颈部血管比股血管更粗¹¹。理想情况下，动脉导管应置于中心静脉导管的对侧，并在直视下进行；若无法实现，也可置于与静脉导管同侧。

1. 使用电灼笔在气管内侧做一条5-7 cm的纵向切口（图3）。
2. 分离皮下组织以及颈阔肌与胸锁乳突肌之间的筋膜层¹¹。
3. 解剖气管与胸锁乳突肌之间的筋膜平面，以定位并打开颈动脉鞘¹¹（图4）。
4. 采用钝性分离法游离颈总动脉（图5）。
5. 在颈总动脉上放置两根2-0丝线结扎线用于血管控制，并结扎远端的一根（图6）。
6. 将直角止血钳置于动脉下方。
7. 请助手牵拉近端结扎线，并以45°角将套管针针尖插入颈总动脉；见到回血后，略微向前推进针头，改为浅角度进针，随后仅将导管送入动脉内。
8. 在保持导管位置不变的情况下撤出针芯。
9. 将导管连接至动脉测压管路，抽吸并用5-10 mL生理盐水冲洗，确认无阻力。
10. 在导管与动脉周围打结固定导管。

4. 术后护理（存活模型）

1. 将静脉导管穿隧道并固定在猪的颈部。
2. 动物血流动力学稳定且可停用血管活性药物后，拔除动脉导管，结扎颈动脉远端，并确认止血完全。使用连续缝合关闭切口。
3. 将猪转移到运输车上，并使其呈胸卧位。
4. 关闭异氟烷，监测猪直至出现麻醉复苏迹象（对抗呼吸机的运动和呼吸）。
5. 一旦观察到有效的自主呼吸，即关闭呼吸机，但继续维持氧气供应。₂ 以2 L/min供气。
6. 关闭 O₂ 10-15 分钟后停止供氧。猪应能自主维持至少 94% 的血氧饱和度。若无法达到，开启 O₂₂ 再次重复，并在另外5-10分钟后重新评估。
7. 将猪移回其圈舍，一旦其维持 O₂ 饱和度
   注意：应将猪移回其圈舍，同时保持气管插管原位。
8. 手术结束后2至4小时内，一旦出现吞咽和/或咀嚼迹象，即拔除气管插管。
9. 在猪的圈舍中持续监护，切勿让其独处。待猪拔管后能够维持胸卧位时，方可暂时无人看护。

结果

手术期间对猪的监测至关重要，手术期间预期的正常参数见表1^3,14。每项操作所需的大致持续时间见表2。

如前所述，本实验室在过去10年中一直开展这些实验操作。在此期间，共进行了595次肝脏实验、277次肾脏实验和100次胰腺实验（表3）。

在过去2年中进行了100次胰腺实验（涉及151头猪），这些实验结果在此作为代表性数据使用。

有两只动物出现困难气道，需由经验丰富的兽医技术人员进行插管。其余操作均无其他并发症发生。这相当于98.7%的插管成功率（表4）。

在此期间，不幸有五只动物因中心静脉置管操作而死亡，相当于96.7%的成功率（表4...

讨论

每个研究中心都必须为转化研究模型制定自身的方案和指南；然而，为确保获得成功的结果，必须遵循一些基本规则。

首先，猪只运抵饲养设施后，必须立即进行体格检查。在手术前，需要进行为期5至7天的适应性饲养，以降低其应激水平，并使其恢复在运输过程中损失的体重³。需要注意的是，我们所使用的猪来自繁殖场，并非专为科研目的饲养，因此如预期一样，全年均可能出现健康问题（如季节性病毒）。

手术前，猪应禁食固体食物6-8小时，但可自由饮水直至手术开始³。尤其需要注意的是，猪容易在麻醉过程中发生心律失常。在麻醉诱导和建立血管通路期间放置心电图（ECG）监测有助于及时发现异常，必要时可给予抗心律失常药物治疗³。这在我们的实验中曾是导致猪只死亡的重要原因。实验过程中应配备有资质的兽医或经验丰富的兽医技术人员，以应对团队无法处理的突发情况。由于超声设备供应有限，本实验室并不常规使用超声；我们仅将其用于处理困难病例。...

材料

本文使用的材料清单

姓名	公司	目录编号	评论
0.9% 氯化钠注射液，符合美国药典标准	Baxter	JF7124	生理盐水
Angiocath 16 号导管，1.88，1.7 x 48 mm	BD	381157
硫酸阿托品（8 mg/20 mL - 0.4 mg/mL）	West-Ward	17733	20 mL 小瓶
Cook TPN 单腔导管套装	Cook medical	G08132	含 10 Fr 可剥离导入器套装
Hickman 9.6 F 单腔中心静脉导管	Bard	600560
喉镜	Heine
咪达唑仑（5 mg/mL）	Sandoz	46237968	10 mL 小瓶
Miller 4 号刀片	Heine		185 mm 刀片长度
Narketan（氯胺酮 - 100 mg/mL）	Vetoquinal	8-00223	50 mL 小瓶
带套囊鼻气管插管  7.0 mm 内径	Covidien	86450
Optixcare 犬猫眼用润滑膏	Aventix	5914304	20 g
经皮套管导入器套装，带一体化止血阀/侧端口，适用于 7.5 Fr 导管	Arrow	SI-09880	8.5 Fr，10 cm，0.035 英寸直径弹簧导丝
通用电外科负极板：分体式带导线	3M	9165
Valleylab 摇控开关电刀笔套	Covidien	E2515H
Xylocaine 10% 喷雾	AstraZeneca	73050036	利多卡因（每次定量喷雾 10 mg）