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临床前动脉瘤模型的当前方法

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2023年9月8日

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社论

对人类颅内动脉瘤 (IA) 病理生理学的了解不断加深,导致对 IA 生长和破裂过程的更深入理解。在过去的几十年里,研究和治疗策略主要集中在以管腔为导向的机械概念上,以防止或阻塞血流进入动脉瘤。然而,近年来的进一步见解揭示了与病变血管壁相关的生物学特征的基本作用,例如动脉瘤壁变性、血栓重塑、生长能力和潜在的 IA 破裂 1,2

临床前动物实验对理解IA的病理生理学做出了很大贡献。因此,开发和使用适当的动物模型对于在临床前环境中研究这种临床状况至关重要3.在临床前模型中,实验参数或结果测量技术的轻微修改可能会极大地影响结果4.由于人们越来越意识到普遍存在的方法学偏差和明显的转化障碍,为动物实验的所有步骤(包括计划、设计、执行和报告)建立标准化方案对于实现研究结果的可重复性并最终确保临床转化至关重要5

本合集旨在介绍目前使用的临床前方法和结果测量技术,以研究临床前模型中人类 IA 的病理生理学。

在丰富的临床前动脉瘤模型中,小鼠蛛网膜下腔出血(SAH)的血管内穿孔模型是最受欢迎的模型之一。然而,许多使用该模型的研究没有报告实验参数,并且参数的选择(例如灯丝尺寸或使用的麻醉剂)存在巨大差异。因此,使用该模型的文献的特点是报告的动物死亡率和测量结果存在显着的异质性。Liu 等人介绍了技术细节并建议选择参数,为血管内穿孔模型设定标准6。此外,他们通过在 SAH 诱导后 24 小时内进行标准磁共振成像 (MRI) 来完善模型,以验证出血并排除其他颅内病变。

Wanderer 等人的工作描述了兔子7 中的一种新动脉瘤模型。人类组织病理学研究表明,容易生长和破裂的 IA 的特征是动脉瘤壁细胞结构的丧失。考虑到这一事实,实验动脉瘤壁的修改——特别是使动脉瘤壁脱细胞——首先在赫尔辛基大鼠侧壁动脉瘤模型8 中被描述。在平移阶梯上,所提出的兔子模型还考虑了血流动力学情况,在真正的分叉星座中创建自体动脉袋动脉瘤以模拟不同的壁条件。该模型中的脱细胞动脉瘤显示出持续的长期通畅和随着时间的推移生长模式。

Boillat等以上述兔分叉模型为起点,严格应用3R原则(减少、替换、细化),提出了兔动脉瘤模型的细化模型9。他们对手术步骤的轻微修改使得在一次手术中能够形成残端和真正的分叉动脉瘤。这允许在单个动物内具有不同血管结构和血流动力学条件的动脉瘤中测试新型血管内装置,并允许不同的壁条件。

Popadic 等人的文章致力于在兔子中产生巨大动脉瘤10.源自颈外静脉的自体静脉囊缝合在颈总动脉之间人工形成的分叉处。术后乙酰水杨酸的给药和低分子肝素的长期给药是该方案的关键点。如果仔细执行实验步骤,该模型具有极低的发病率和高动脉瘤通畅率,因此非常适合测试新型血管内装置。

持续测量颅内压 (ICP) 是 SAH 临床管理中采取的基本行动。Peterson等人提出了一种将光纤压力传感器安全地放置在大鼠脑实质中的技术11。这样可以精确监测 ICP,同时测量平均动脉压 (MAP) 以计算脑灌注压。尽管专门描述了大鼠颅内出血,但相同的技术可用于以颅内压改变为特征的不同病理以及其他啮齿动物。

Wanderer 等人关于细胞追踪的文章涵盖了更多与基础研究相关的问题12.在这项工作中,作者研究了血管内治疗后介导动脉瘤愈合的细胞的起源。在转基因大鼠手术产生的侧壁动脉瘤的费力环境中,他们局部注射亲脂性细胞示踪剂(CM-Dil染料)以追踪起源于动脉瘤下方母动脉的内皮细胞及其衍生物。

总之,所提出的研究都旨在提高临床前动脉瘤模型的标准化。选择最合适的模型在很大程度上取决于研究的意图。例如,上面介绍的三种不同的兔子模型都有不同的关注点(即动脉瘤壁状况、血流动力学或动脉瘤大小)。在实验参数中建立更多的一致性并了解所选动物模型的局限性不仅会提高实验的可重复性,而且可能最终疏通从实验室到床边的平移道路。

披露

作者没有什么可透露的。

参考文献

  1. Gruter, B. E., von Faber-Castell, F., Marbacher, S. Lumen-oriented versus wall-oriented treatment strategies for intracranial aneurysms - A systematic review of suggested therapeutic concepts. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 42 (9), 1568-1578 (2022).
  2. Marbacher, S., Niemelä, M., Hernesniemi, J., Frösén, J. Recurrence of endovascularly and microsurgically treated intracranial aneurysms-Review of the putative role of aneurysm wall biology. Neurosurgical Review. 42 (1), 49-58 (2019).
  3. Marbacher, S. Systematic review of in vivo animal models of subarachnoid hemorrhage: Species, standard parameters, and outcomes. Translational Stroke Research. 10, 250-258 (2018).
  4. Dirnagl, U. Bench to bedside: The quest for quality in experimental stroke research. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 26 (12), 1465-1478 (2006).
  5. Gruter, B. E. Systematic review and meta-analysis of methodological quality in in vivo animal studies of subarachnoid hemorrhage. Translational Stroke Research. 11 (6), 1175-1184 (2020).
  6. Liu, S., et al. Endovascular perforation model for subarachnoid hemorrhage combined with magnetic resonance imaging (MRI). Journal of Visualized Experiments. (178), e63150(2021).
  7. Wanderer, S., et al. Arterial pouch microsurgical bifurcation aneurysm model in the rabbit. Journal of Visualized Experiments. (159), e61157(2020).
  8. Marbacher, S. Loss of mural cells leads to wall degeneration, aneurysm growth, and eventual rupture in a rat aneurysm model. Stroke. 45 (1), 248-254 (2014).
  9. Boillat, G., et al. Creation of two saccular elastase-digested aneurysms with different hemodynamics in one rabbit. Journal of Visualized Experiments. (170), e62518(2021).
  10. Popadic, B., Scheichel, F., Plasenzotti, R., Sherif, C. Microsurgical creation of giant bifurcation aneurysms in rabbits for the evaluation of endovascular devices. Journal of Visualized Experiments. , (2022).
  11. Peterson, C., Hawk, C., Puglisi, C. H., Waldau, B. Intrranial pressure monitoring in non traumatic intraventricular hemorrhage rodent model. Journal of Visualized Experiments. (180), e63309(2022).
  12. Wanderer, S., et al. Using a cell-tracer injection to investigate the origin of neointima-forming cells in a rat saccular side wall model. Journal of Visualized Experiments. (181), e63580(2022).

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