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强调分子生物学是蚊子研究的重点

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DOI:

10.3791/64975

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2023年1月20日

本文内容

摘要

文章讨论:

Chiu, MZ, Lannon, S., Luchetti, M., Wells, MB, Andrew, DJ 冈比亚按蚊幼虫唾液腺的解剖和免疫染色。可视化实验杂志。(175),e62989 (2021)。

Kojin, B. B., Tsujimoto, H., Jakes, E., O'Leary, S., Adelman, Z. N. 使用高分辨率熔解分析对埃及伊蚊进行 CRISPR/Cas9 诱变后的 Indel 检测。可视化实验杂志。(175),e63008 (2021)。

Kumpitak, C., Nguitragool, W., Cui, L., Sattabongkot, J., Bantuchai, S. 使用酶联免疫吸附测定法检测按蚊中的疟原虫子孢子。可视化实验杂志。(175),e63158 (2021)。

Taracena, M. et al. 对冈比亚按蚊成虫的有效口服 RNA 干扰 (RNAi) 给药。可视化实验杂志。(181),e63266 (2022)。

Erlank, E., Venter, N., Koekemoer, L. L. 用于检测按蚊媒介中恶性疟原虫感染的标准膜喂养测定法。可视化实验杂志。(183),e63546 (2022)。

社论

分子生物学支撑着许多推动过去 40 年基因研究科学进步的关键技术。蚊子及其传播的病原体已经被详细研究了 100 多年,最常见的是通过生态学、免疫学、疫苗学和媒介生物学的视角。分子生物学在为防止蚊媒疾病传播提供信息和开发新的、具体的方法方面仍然是一门未被充分利用的学科。该方法集题为“蚊子中肠和唾液腺的分子生物学”,重点介绍了应用于蚊媒生物学问题的关键方法,这些问题跨越分子生物学的许多方面和多个发育时间点。蚊子分子生物学研究工作的增长至关重要,应该有助于完成复杂的任务,例如基因组可塑性评估、基因驱动应用、多组学分析以及体内基因功能的全基因组研究,组织特异性背景。随着蚊子分子生物学工作的扩大,由于获取额外的特定背景基础研究信息所带来的转化进展,蚊子研究兴趣对蚊媒疾病患者的医学相关性将增加。

Chiu等人对如何解剖和对幼虫蚊子唾液腺(SGs)进行免疫染色提供了清晰、详细的解释1。从历史上看,SG一直被认为是一种难以大规模解剖的组织,从而限制了分析范围。在对成蚊SG研究2,3,4进行各种改进之后,该研究小组开发了一种强大的方法来观察成虫组织的幼虫前体1,并进一步证实该方法可以应用于多种按蚊物种。该技术的未来用途包括评估旨在禁用蚊子 SG 发育或功能的分子、遗传和药物策略。

Kojin等人提供了一种简洁的方法,在 埃及伊蚊 基因编辑后通过高分辨率熔融分析进行插入缺失检测5。重要的是,该测定不需要牺牲蚊子5。这有助于将该技术广泛应用于任何突变蚊子品系的生成,因为相同的个体仍然可用于随后的遗传杂交和/或表型测定。

Kumpitak 等人 2021 提供了一种使用 ELISA6 检测按蚊疟原虫子孢子的巧妙策略。与显微镜相比,这种方法具有明显的优势,并且可以广泛应用于寄生虫亚型。该方法已被用于研究蚊子感染跨季节和疟疾媒介物种的动态性。

Taracena 等人记录了在将产生 dsRNA 的细菌喂养给 按蚊 以进行强有力的基因敲低方面取得的极具影响力的进展,即使在内源性 RNAi 活性水平较低的组织(唾液腺)中也是如此7。该技术在测试的候选靶基因中始终有效,结果在多个检测读数中都有效,并且该方法几乎不需要专业知识和最少的努力。有了这种强大的方法,许多研究人员应该完全有能力开始对蚊子基因功能进行逆向遗传学研究。

Erlank等人仔细描述了标准膜喂养测定在 按蚊 中的应用,用于检测和筛选小分子处理和汞染料染色后的恶 性疟原虫 中肠卵囊8。在他们的研究中,非常关注成功所需的考虑因素、低喂养率的局限性以及该测定的广泛适用性8。

该方法集合展示了以尖端的、医学相关的方式应用分子生物学方法的许多机会,以支持下一代媒介控制措施的开发。其中的文章与新手研究人员和最近从其他领域加入媒介生物学领域的研究人员最相关。作者希望这些文章有助于规划新的实验和方法,旨在更好地了解媒介生物学并预防蚊媒疾病的传播。蚊子分子生物学方法及其用途的扩展潜力巨大,因此该馆藏也可以作为吸引该领域对该领域的关注和兴趣的灯塔。随着文章讨论蚊子基因编辑的验证和 RNAi 的有效方法等主题,这些研究将在未来保持高度相关性。

披露

作者没有什么可透露的。

致谢

作者感谢为本文集中的文章做出贡献的作者。

参考文献

  1. Chiu, M. Z., Lannon, S., Luchetti, M., Wells, M. B., Andrew, D. J. Dissection and immunostaining of larval salivary glands from Anopheles gambiae mosquitoes. Journal of Visualized Experiments. (175), e62989(2021).
  2. Wells, M. B., Andrew, D. J. Salivary gland cellular architecture in the Asian malaria vector mosquito Anopheles stephensi. Parasites & Vectors. 8, 617(2015).
  3. Wells, M. B., Villamor, J., Andrew, D. J. Salivary gland maturation and duct formation in the African malaria mosquito Anopheles gambiae. Scientific Reports. 7, 601(2017).
  4. Wells, M. B., Andrew, D. J. Anopheles salivary gland architecture shapes Plasmodium sporozoite availability for transmission. mBio. 10 (4), 01238(2019).
  5. Kojin, B. B., Tsujimoto, H., Jakes, E., O'Leary, S., Adelman, Z. N. Indel detection following CRISPR/Cas9 mutagenesis using high-resolution melt analysis in the mosquito Aedes aegypti. Journal of Visualized Experiments. (175), e63008(2021).
  6. Kumpitak, C., Nguitragool, W., Cui, L., Sattabongkot, J., Bantuchai, S. Detection of Plasmodium sporozoites in Anopheles mosquitoes using an enzyme-linked immunosorbent assay. Journal of Visualized Experiments. (175), e63158(2021).
  7. Taracena, M., et al. Effective oral RNA interference (RNAi) administration to adult Anopheles gambiae mosquitoes. Journal of Visualized Experiments. (181), e63266(2022).
  8. Erlank, E., Venter, N., Koekemoer, L. L. Standard membrane feeding assay for the detection of Plasmodium falciparum infection in Anopheles mosquito vectors. Journal of Visualized Experiments. (183), e6354(2022).

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