需要JoVE订阅才能观看此内容。 请登录或开始免费试用

方法文章

缺氧人胎盘来源的小细胞外囊泡破坏小鼠血脑屏障

1.8K 次观看

⸱

DOI：

10.3791/65867

⸱

2024年1月26日

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Vascular Physiology Laboratory, Department of Basic Sciences, Universidad del Bío-Bío, Chillan, 2Nursery School, Health Faculty, Universidad Santo Tomás, Los Angeles, 3Obstetrics and Gynecology Department, Herminda Martin Clinical Hospital, Chillan, 4Faculty of Medicine, Universidad Católica de la Santísima Concepción, Concepcion, 5Laboratory of Animal Biotechnology, Department of Animal Science, Faculty of Veterinary Sciences, Universidad de Concepción, Chillan, 6Group of Research and Innovation in Vascular Health (GRIVAS Health), Chillan

* These authors contributed equally

本文内容

摘要

本方案旨在评估在低氧条件下培养胎盘外植体（模拟子痫前期的某一特征）所分离出的小细胞外囊泡（sEVs）是否会破坏非妊娠成年雌性小鼠的血脑屏障。

摘要

脑血管并发症，包括脑水肿、缺血性卒中和出血性卒中，是子痫前期相关孕产妇死亡的首要原因。这些脑血管并发症的潜在机制尚不明确，但已知与胎盘功能障碍及血脑屏障（BBB）破坏有关。然而，这两个远端器官之间的关联机制仍有待阐明。越来越多的证据表明，胎盘会向母体循环系统释放包括细胞外囊泡在内的多种信号分子。细胞外囊泡根据其大小进行分类，其中直径小于200 nm的小细胞外囊泡（sEVs）被认为是生理和病理状态下重要的信号传递颗粒。在子痫前期，母体循环中的sEVs数量增加，但其信号功能尚未被充分理解。在子痫前期释放的胎盘sEVs，或由正常妊娠胎盘在缺氧条件下释放的sEVs，均可诱导脑血管内皮功能障碍及血脑屏障破坏。本实验方案旨在评估在缺氧条件下培养胎盘外植体所分离的sEVs（模拟子痫前期的某一特征）是否会导致血脑屏障的破坏 体内.

引言

约70%的子痫前期相关孕产妇死亡与急性脑血管并发症有关。子痫前期是一种以胎盘形成障碍、母体全身性血管内皮功能障碍以及在严重情况下出现多器官衰竭为特征的妊娠期高血压综合征1,2。大多数孕产妇死亡发生在中低收入国家5。然而，尽管子痫前期相关的脑血管并发症具有重要的临床和流行病学意义，其潜在机制仍不明确3,4。

另一方面，细胞外囊泡（EVs）（直径约30-400 nm）是组织和器官之间（包括母体-胎盘相互作用6）细胞间通讯的重要介质。除了表面携带的蛋白质和脂质外，EVs内部还含有多种物质（如蛋白质、RNA和脂质）。根据大小、生物发生方式、内容物及潜在的信号功能，EVs可分为三类：（1）外泌体（直径约50-150 nm，也称为小EVs（sEVs））；（2）中等/大型EVs；（3）凋亡小体。EVs的组成取决于其来源细胞类型以及疾病状态7。合体滋养层细胞来源的EVs表达胎盘碱性磷酸酶（PLAP）8,9，可用于检测妊娠期间来源于胎盘的循环小EVs（PDsEVs）。此外，PLAP还有助于区分子痫前期与正常血压妊娠中PDsEVs所携带物质的变化及其生物学效应10,11,12,13,14,15。

胎盘已被认为是子痫前期16或该疾病相关脑部并发症17,18,19病理生理学中的必要组成部分。然而，这一远隔器官如何诱导脑循环的改变尚不清楚。由于sEVs能够将生物活性成分从供体细胞转移至受体细胞，因而在细胞间通讯中发挥关键作用6,20,21，越来越多的研究已将胎盘来源的sEVs与子痫前期孕妇母体血管内皮功能障碍的发生联系起来21,22,23,24，包括脑血管内皮细胞的损伤25,26。因此，脑血管内皮功能的受损可能导致血脑屏障（BBB）的破坏，而血脑屏障是子痫前期相关脑血管并发症中的一个关键因素3,27。

然而，使用子痫前期女性血清处理的大鼠脑血管28或暴露于子痫前期女性血浆的人脑微血管内皮细胞29的临床前研究发现，循环中的某些因子可导致血脑屏障（BBB）破坏。尽管在子痫前期孕妇的母体循环中存在多种可能损害血脑屏障的候选因子，例如升高的促炎性细胞因子（如肿瘤坏死因子）18,28、血管调节因子（如血管内皮生长因子（VEGF））29,30,31，或氧化分子如氧化型脂蛋白（oxo-LDL）32,33等34，但这些因子均未能建立胎盘与血脑屏障之间的直接联系。最近研究表明，从缺氧胎盘中分离出的sEVs可在非妊娠雌性小鼠中破坏血脑屏障25。由于胎盘来源的sEVs可能携带上述大多数具有破坏血脑屏障能力的循环因子，因此sEVs被认为是连接受损胎盘、作为有害循环因子的载体并在子痫前期中导致血脑屏障破坏的合适候选介质。

本方案旨在研究在低氧条件下培养的胎盘外植体所分离出的小细胞外囊泡（sEVs）是否可在非妊娠雌性小鼠中破坏血脑屏障（BBB），从而作为理解子痫前期期间脑部并发症病理生理机制的替代模型。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

方案

本研究遵循《赫尔辛基宣言》所表达的原则，并在各伦理审查委员会的授权下进行。所有人类参与者在样本采集前均签署了知情同意书，如前所述。25此外，比奥比奥大学的生物伦理与生物安全委员会批准了本项目（Fondecyt 资助编号 1200250）。动物实验严格遵循实验动物使用中“3R原则”的基本要求。35，并遵循美国国立卫生研究院（US National Institute of Health）发布的《实验动物护理和使用指南》中的建议。动物饲养于比奥比奥大学（University of Bío-Bío）动物实验中心的适宜环境中。足月妊娠（妊娠38至41周）、年龄为28至31岁的健康产妇在智利奇廉市赫明达·马丁临床医院（Herminda Martin Clinical Hospital, Chillan, Chile）接受选择性剖宫产术后1小时内获取新鲜胎盘组织（n = 4），获取方法如先前报道所述。25. 以应用 体内 模型采用4-6月龄雌性未孕小鼠（C57BLACK/6品系），分为三组实验组：（1）对照组（无处理），（2）经常氧培养胎盘来源sEVs（sEVs-Nor）处理组，（3）经低氧培养胎盘来源sEVs（sEVs-Hyp）处理组，用于评估血脑屏障（BBB）的破坏情况 体内25所有注射溶液均为无菌。此外，sEVs 的制备均在无菌条件下于二级生物安全柜中进行，以避免污染。

1. 胎盘组织培养外植体

  1. 为提取正常妊娠胎盘的外植体，请参考 Miller 等人于 2005 年发表的方法36。
  2. 使用灭菌镊子小心去除人胎盘底板上的血凝块。提取小块外植体，以获得最终 10 g 的组织样本。
  3. 确保从胎盘母体部分的四个象限中分别获取胎盘外植体，并排除无活力组织和钙化区域。
  4. 操作胎盘组织时，应在冰上、无菌条件下并在生物安全柜内进行。
  5. 用大量（相当于外植体体积五倍）的冷（4 °C）磷酸盐缓冲液（PBS 1x，pH 7.4）对外植体进行充分洗涤（至少三次），以尽可能去除血液。每次洗涤之间在室温下离心（252 × g，10 分钟）。
  6. 将洗涤后的 10 g 外植体重悬于 20 mL 培养基中，培养基中添加 2% 胎牛血清、100 IU/mL 青霉素和 100 µg/mL 链霉素（见材料表）。
  7. 将悬液转移至 100 mm 培养皿中，在 37 °C、21% 氧气和 5% CO2 的培养箱中孵育 2 小时。
  8. 之后，用 37 °C 的 1x PBS 重新洗涤外植体（三次），每次洗涤之间在室温下离心（252 × g，10 分钟）。
  9. 随后，将组织重悬于 20 mL 预先去除纳米颗粒的培养基中。
    注：为去除纳米颗粒，需进行超速离心（120,000 × g，室温 18 小时）和微孔过滤（0.22 µm 滤器）。
  10. 将重悬的外植体均分至两个 100 mm 培养皿中，每个培养皿加入 10 mL 重悬液。
  11. 随后，将其中一个含胎盘外植体的培养皿置于标准培养条件（37 °C、8% 氧气和 5% CO2）下，另一个置于含 1% O2 的低氧环境中。
    注：（可选）可采用相同组织样本并按照其他文献所述方法37,38 进行组织活力分析，如 3-(4,5-二甲基噻唑-2-基)-2,5-二苯基四氮唑溴盐（MTT）法。使用外植体匀浆中测定的总蛋白浓度对 MTT 结果进行标准化处理。
  12. 培养 18 小时后，收集外植体的条件培养基至新的 15 mL 离心管中。
    ​注：此步骤中，条件培养基可于 -80 °C 长期冻存（数周）。

2. 胎盘来源的小细胞外囊泡（sEVs）分离

  1. 采用差速离心和微滤方法，按照先前发表的文献报道从条件培养基中分离小细胞外囊泡（sEVs）25,39。
  2. 对收集的条件培养基进行连续离心。离心步骤依次为：(1) 300 × g 离心10分钟，(2) 2000 × g 离心10分钟，(3) 10,000 × g 离心30分钟，以及 (4) 120,000 × g 在室温下离心2小时。
  3. 在所有这些离心步骤中，使用20–100 μL移液器小心收集上清液，并弃去沉淀。
  4. 完成后，将最后一次收集的上清液通过0.22 µm滤膜过滤（见材料表）。随后，在室温下以120,000 × g 再次离心18小时。
  5. 之后，弃去上清液，将沉淀（含有胎盘来源sEVs）重悬于500 µL PBS（pH 7.4）中，并再次通过0.22 µm滤膜过滤。最后，在室温下以120,000 × g 离心3小时。
  6. 接着，将沉淀（含有胎盘来源sEVs）重悬于500 µL PBS（pH 7.4，预先去除sEVs）中，并通过0.22 µm滤膜过滤。
  7. 将样品标记为常氧条件下的sEVs储备液（sEVs-Nor）或低氧条件下的sEVs储备液（sEVs-Hyp）。
    注：将分离得到的sEVs分装为50–100 µL的小份，用于后续实验。小细胞外囊泡可在-80 °C长期保存（数月）。
  8. 按照先前报道的方法对胎盘来源sEVs进行粒径、数量及sEV蛋白标志物的表征25。理想的sEVs平均粒径范围为50–150 nm。
    注：sEVs的表征应包括CD63、Tsg101、Alix和HSP70的阳性检测（用于鉴定富含外泌体的sEVs群体）。此外，使用PLAP作为胎盘来源的标志物25。
  9. 根据BCA蛋白检测试剂盒的说明书测定sEVs溶液中的总蛋白含量（见材料表）。
    ​注：图1展示了胎盘组织外植体培养及细胞外囊泡分离的整体流程。

3. 小鼠注射

  1. 在麻醉诱导室中使用5%异氟烷进行麻醉诱导（参见 材料表）。验证麻醉水平 通过 脚趾夹捏
  2. 约40秒后，将小鼠放入麻醉系统中，通过面罩给予2%异氟烷以维持麻醉状态。
  3. 接下来，将动物放置在加热平台上（参见 材料表在28 °C的室温下进行。使用人工泪液保持眼睛湿润。
  4. 注射前，将胎盘sEVs（总蛋白200 μg）用磷酸盐缓冲液（pH 7.4）稀释至终体积70 µL。
  5. 使用70%乙醇和棉签对注射部位进行消毒。确保使用带有30 G针头的胰岛素注射器注射sEVs溶液。
    注意：可将注射器置于加热平台上5分钟，以达到生理温度。
  6. 然后，将溶液注入外颈静脉。此步骤需要经过专门培训。
    注意：操作过程必须谨慎，缓慢回撤针头并轻柔抽吸，观察是否有血液回流。
  7. 注射后，用干燥的棉签对注射部位施加轻压约15秒，随后将动物放回各自的笼具中。
  8. 确保在15分钟内评估意识状态和行为。意识恢复的指标是动物完全恢复自主运动活动。
    ​注意：确保动物笼具内保持适宜的温度。

4. 小鼠快速昏迷和行为评分（RMCBS）

  1. 使用RMCBS评估动物的神经功能和健康状况参数40。
    注：RMCBS可在操作者干预较少的情况下实现快速评估（约3分钟），对动物造成的应激最小。RMCBS包含十个参数（每项评分为0-2分）。
  2. 在注射sEVs前0小时以及注射后3小时、6小时、12小时和24小时，使用RMCBS量表评估小鼠的健康状况。
    ​注：在注射sEVs后6小时检测claudin-5，在注射后24小时检测伊文思蓝外渗，以评估血脑屏障（BBB）的破坏情况（图2）。

5. 伊文思蓝外渗分析

  1. 胎盘sEVs注射后24小时，按照步骤3.1所述方法麻醉小鼠。
  2. 配制伊文思蓝溶液（2%，用1×磷酸盐缓冲液稀释）（参见 材料表).
  3. 通过眶后途径25，按 2 mL/kg 注射伊文思蓝溶液。
  4. 在维持麻醉的条件下，使伊文思蓝溶液循环20分钟。
  5. 接下来，按照先前描述的方案进行心脏内灌注41 用生理盐水（约 3 mL，0.9%，w/v）冲洗以清除循环中的伊文思蓝染料。此步骤为必需。
    注意：进行此操作时，将麻醉深度增加至5%，并确认动物已达到深度麻醉状态（即呼吸频率显著降低）。
  6. 暴露心脏 通过 胸骨旁开胸术41 (图3).
  7. 随后，通过心脏灌注4%多聚甲醛溶液（溶于PBS，v/v）固定整个动物。
    注意：通过检查尾部的僵硬度来监测固定是否适当。
  8. 此外，固定完成后，小心取出脑组织，称重并拍照记录41用整个大脑紧贴直尺进行拍照42.
  9. 接下来，将脑组织放入小鼠脑切片器中（参见 材料表).
  10. 将脑组织沿头尾方向解剖为九个部分，包括小脑（每个部分厚度为100 μm）。
  11. 解剖后，在体视变倍显微镜下观察并采集脑切片的图像（参见 材料表).
  12. 使用采集的图像，通过 ImageJ 软件定量分析伊文思蓝外渗（参见 材料表).
    注意：为了分析伊文思蓝染料的存在，需使用脑切片的阳性对照（来自注射了染料但未进行心内灌注的对照动物）来设定伊文思蓝的数值。阳性对照中获得的伊文思蓝数值在蓝色通道的强度直方图中通常介于75至110之间。图4).
  13. 确保由相关实验组对脑部图像进行盲法分析，以避免观察者偏倚。或者，可通过脑组织匀浆后分光光度法定量伊文思蓝外渗。43.
    注意：在独立实验中，使用sEVs注射后小鼠（6小时）新鲜分离的脑组织，分析紧密连接蛋白5（claudin 5，CLND-5）的蛋白水平（参见 材料表），一种与血脑屏障紧密性相关的关键紧密连接蛋白44 (图5).

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

结果

本方案旨在评估在低氧条件下培养的胎盘来源sEVs破坏非妊娠小鼠血脑屏障（BBB）的能力。该方法有助于更深入地理解胎盘与大脑在生理及病理状态下之间的潜在联系。特别是，该方法可作为分析胎盘sEVs在子痫前期相关脑部并发症发生中作用的间接手段。

与注射sEVs-Nor的小鼠不同，注射sEVs-Hyp的小鼠神经学评分持续下降至24小时（表1），表明sEVs-Hyp具有损害脑功能的能力。

此外，注射 sEVs-Hyp 的小鼠脑组织新鲜重量高于注射 sEVs-Nor 或对照组小鼠的脑组织（分别为 0.51 ± 0.008；0.46 ± 0.008；0.47 ± 0.01 g），这可能构成脑水肿的宏观指标45。

与此发现一致，本方案可使人识别伊文思蓝外渗现象，作为血脑屏障（BBB）破坏的指标。在这方面，注射了sEVs-Hyp的小鼠脑组织比注射了sEVs-Nor的小鼠脑组织表现出更高的伊文思蓝外渗水平（

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

讨论

本研究揭示了在低氧条件下培养的人胎盘外植体所分离的小细胞外囊泡（sEVs）对啮齿类动物血脑屏障破坏的潜在危害。该病理机制涉及后脑区域CLND-5的减少25。

既往研究表明，子痫前期患者的血浆sEV可诱导多种器官的内皮功能障碍 体外 模型46,47本研究重点考察了血脑屏障，揭示了来自低氧培养胎盘的sEVs可破坏这一重要屏障，为该领域提供了新的视角。这些发现开辟了一个新的研究方向，即sEVs可能在正常及病理性妊娠（如子痫前期）等情况下，作为胎盘与大脑之间通讯的媒介。

本方案操作简便，但有几个关键步骤需要特别说明。本方案要求在分娩后1小时内获取新鲜胎盘。我们还建议不要将培养时间延长超过24小时，以防止组织降解。本方案可避免小鼠胎盘产生的小细胞外囊泡（sEVs）带来的潜在污染。伊文思蓝外渗的数字化分析较为耗时。此外，脑组织切片后伊文思蓝染色的可见度会降低...

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

披露

作者声明无任何利益冲突。

致谢

作者谨向隶属于GRIVAS健康组织的研究人员致以诚挚的感谢。同时感谢来自智利奇廉医院妇产科服务部门的助产士和临床工作人员。本研究由Fondecyt Regular 1200250项目资助。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
成年小鼠脑切片矩阵 3D 打印开放获取文件成年小鼠成年小鼠脑切片器，使用 PLA 丝材打印
抗 β-肌动蛋白一抗Sigma-Aldrich克隆 AC-74用于上样对照（Western blot）的抗体
抗 Claudin5 一抗Santa Cruz Biotechnologysc-374221用于检测小鼠血脑屏障紧密连接蛋白 CLDN5 的一抗（Western blot）
BCA 蛋白检测试剂盒Thermo Scientific23225用于测定蛋白浓度的试剂盒
培养基 #200 500 mLThermo Fisher Scientificm200500胎盘外植体培养用培养基
D180 CO2 培养箱RWD Life ScienceD180用于稳定外植体及培养 sEVs-Nor 的标准培养箱
伊文思蓝染料  > 75% 10 gSigma-AldrichE2129.10G用于体内分析血脑屏障破坏的染料
胎牛血清 500 mLThermo Fisher Scientific16000044培养基 200 的添加型生长因子
Himac 超速离心机 CP100NXHimac eppendorf group5720410101用于条件培养基的超速离心（> 1,20,000 × g）
ImageJ 软件NIHhttps://imagej.nih.gov/ij/download.html
异氟烷 100 mLUSP Baxter212-094用于小鼠的挥发性吸入麻醉剂
CellTiter 96 非放射性检测试剂盒 Promega0000105232体外 胎盘外植体活力检测
小鼠 IgG 二抗Thermo Fisher ScientificMO 63103用于 CLDN5 检测的二抗（Western blot）
NanoSight NS300Malvern Panalytical90278090用于分析胎盘外植体条件培养基中颗粒的纳米追踪系统
多聚甲醛 E 97% 溶液 500 mLThermo Fisher ScientificA11313.22用于脑组织切片及心脏灌注固定的固定液（稀释后使用）
PBS 1× pH 7.4 500 mLThermo Fisher Scientific10010023胎盘外植体洗涤液
青霉素-链霉素 100× 20 mLThermo Fisher Scientific10378016胎盘外植体培养基用抗生素
ProOX C21 细胞中心 O2 和 CO2 子室控制器BioSpherixSCR_021131CO2 调节器，用于在密闭腔室中诱导低氧以制备 sEVs-Hyp
硫喷妥钠 1 gChemie7061人道安乐死试剂
Somnosuite 低流量麻醉系统Kent ScientificsSS-01用于小型啮齿动物的异氟烷蒸发器
手术加热平台Kent ScientificsA41166用于维持小鼠麻醉期间体温的加热平台
注射器滤器，聚四氟乙烯（PTFE），疏水性，0.22 µm，无菌，25 mmSouthern Labware10026用于过滤从胎盘外植体收获的条件培养基 
台式高速微量离心机 HITACHI himac CT15E/CT15REHitachi 医疗系统6020用于条件培养基的系列离心（< 1,20,000 × g）
三目体视显微镜，透射与反射光源，10x–160x Center Medical2597用于记录脑切片的体视显微镜

参考文献

  1. Lisonkova, S., Joseph, K. S. Incidence of preeclampsia: risk factors and outcomes associated with early- versus late-onset disease. Am J Obstet Gynecol. 209 (544), 544.e1-544.e12 (2013).
  2. Sibai, B., Dekker, G., Kupferminc, M. Preeclampsia. Lancet. 365 (9461), 785-799 (2005).
  3. Hammer, E. S., Cipolla, M. J. Cerebrovascular dysfunction in preeclamptic pregnancies. Curr Hypertens Rep. 17 (8), 64(2015).
  4. Okanloma, K. A., Moodley, J. Neurological complications associated with the preeclampsia/eclampsia syndrome. Int J Gynaecol Obstet. 71, 223-225 (2000).
  5. Frias, A. E., Belfort, M. A. Post magpie: how should we be managing severe preeclampsia. Curr Opin Gynecol Obstet. 15 (6), 489-495 (2003).
  6. Familari, M., Cronqvist, T., Masoumi, Z., Hansson, S. R. Placenta-derived extracellular vesicles: Their cargo and possible functions. Reprod Fertil Dev. 29 (3), 433-447 (2017).
  7. Montoro-Garcia, S., Shantsila, E., Marin, F., Blann, A., Lip, G. Y. Circulating microparticles: new insights into the biochemical basis of microparticle release and activity. Basic Res Cardiol. 106, 911-923 (2011).
  8. Germain, S. J., Sacks, G. P., Sooranna, S. R., Sargent, I. L., Redman, C. W. Systemic inflammatory priming in normal pregnancy and preeclampsia: the role of circulating syncytiotrophoblast microparticles. J Immunol. 178 (9), 5949-5956 (2007).
  9. Tannetta, D., Masliukaite, I., Vatish, M., Redman, C., Sargent, I. Update of syncytiotrophoblast derived extracellular vesicles in normal pregnancy and preeclampsia. J Reprod Immunol. 119, 98-106 (2017).
  10. Collett, G. P., Redman, C. W., Sargent, I. L., Vatish, M. Endoplasmic reticulum stress stimulates the release of extracellular vesicles carrying danger-associated molecular pattern (DAMP) molecules. Oncotarget. 9 (6), 6707-6717 (2018).
  11. Cooke, W. R., et al. Maternal circulating syncytiotrophoblast-derived extracellular vesicles contain biologically active 5'-tRNA halves. Biochem Biophys Res Commun. 518 (1), 107-113 (2019).
  12. Gill, M., et al. Placental syncytiotrophoblast-derived extracellular vesicles carry active nep (neprilysin) and are increased in preeclampsia. Hypertension. 73 (5), 1112-1119 (2019).
  13. Kandzija, N., et al. Placental extracellular vesicles express active dipeptidyl peptidase IV; levels are increased in gestational diabetes mellitus. J Extracell Vesicles. 8 (1), 1617000(2019).
  14. Motta-Mejia, C., et al. Placental vesicles carry active endothelial nitric oxide synthase and their activity is reduced in preeclampsia. Hypertension. 70 (2), 372-381 (2017).
  15. Sammar, M., et al. Reduced placental protein 13 (PP13) in placental derived syncytiotrophoblast extracellular vesicles in preeclampsia - A novel tool to study the impaired cargo transmission of the placenta to the maternal organs. Placenta. 66, 17-25 (2018).
  16. Burton, G. J., Woods, A. W., Jauniaux, E., Kingdom, J. C. Rheological and physiological consequences of conversion of the maternal spiral arteries for uteroplacental blood flow during human pregnancy. Placenta. 30 (6), 473-482 (2009).
  17. Warrington, J. P., et al. Placental ischemia in pregnant rats impairs cerebral blood flow autoregulation and increases blood-brain barrier permeability. Physiological Reports. 2 (8), e12134-e12134 (2014).
  18. Warrington, J. P., Drummond, H. A., Granger, J. P., Ryan, M. J. Placental Ischemia-induced increases in brain water content and cerebrovascular permeability: Role of TNFα. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 309 (11), R1425-R1431 (2015).
  19. Johnson, A. C., et al. Magnesium sulfate treatment reverses seizure susceptibility and decreases neuroinflammation in a rat model of severe preeclampsia. PLoS ONE. 9 (11), e113670(2014).
  20. Escudero, C. A., et al. Role of extracellular vesicles and microRNAs on dysfunctional angiogenesis during preeclamptic pregnancies. Front Physiol. 7, 1-17 (2016).
  21. Salomon, C., et al. Placental exosomes as early biomarker of preeclampsia: Potential role of exosomalmicrornas across gestation. J Clin Endocrinol Metab. 102 (9), 3182-3194 (2017).
  22. Knight, M., Redman, C. W., Linton, E. A., Sargent, I. L. Shedding of syncytiotrophoblast microvilli into the maternal circulation in pre-eclamptic pregnancies. Br J Obstet Gynaecol. 105 (6), 632-640 (1998).
  23. Gilani, S. I., Weissgerber, T. L., Garovic, V. D., Jayachandran, M. Preeclampsia and extracellular vesicles. Curr Hypertens Rep. 18 (9), 68(2016).
  24. Dutta, S., et al. Hypoxia-induced small extracellular vesicle proteins regulate proinflammatory cytokines and systemic blood pressure in pregnant rats. Clin Sci (Lond). 134 (6), 593-607 (2020).
  25. Leon, J., et al. Disruption of the blood-brain barrier by extracellular vesicles from preeclampsia plasma and hypoxic placentae: attenuation by magnesium sulfate. Hypertension. 78 (5), 1423-1433 (2021).
  26. Han, C., et al. Placenta-derived extracellular vesicles induce preeclampsia in mouse models. Haematologica. 105 (6), 1686-1694 (2020).
  27. Amburgey, O. A., Chapman, A. C., May, V., Bernstein, I. M., Cipolla, M. J. Plasma from preeclamptic women increases blood-brain barrier permeability: role of vascular endothelial growth factor signaling. Hypertension. 56 (5), 1003-1008 (2010).
  28. Cipolla, M. J., et al. Pregnant serum induces neuroinflammation and seizure activity via TNFalpha. Exp Neurol. 234 (2), 398-404 (2012).
  29. Bergman, L., et al. Preeclampsia and increased permeability over the blood brain barrier - a role of vascular endothelial growth receptor 2. Am J Hypertens. 34 (1), 73-81 (2021).
  30. Torres-Vergara, P., et al. Dysregulation of vascular endothelial growth factor receptor 2 phosphorylation is associated with disruption of the blood-brain barrier and brain endothelial cell apoptosis induced by plasma from women with preeclampsia. Biochim Biophys Acta Mol Basis Dis. 1868 (9), 166451(2022).
  31. Schreurs, M. P., Houston, E. M., May, V., Cipolla, M. J. The adaptation of the blood-brain barrier to vascular endothelial growth factor and placental growth factor during pregnancy. FASEB J. 26 (1), 355-362 (2012).
  32. Schreurs, M. P., Cipolla, M. J. Cerebrovascular dysfunction and blood-brain barrier permeability induced by oxidized LDL are prevented by apocynin and magnesium sulfate in female rats. J Cardiovasc Pharmacol. 63 (1), 33-39 (2014).
  33. Schreurs, M. P. H., et al. Increased oxidized low-density lipoprotein causes blood-brain barrier disruption in early-onset preeclampsia through LOX-1. FASEB J. 27 (3), 1254-1263 (2013).
  34. Escudero, C., et al. Brain vascular dysfunction in mothers and their children exposed to preeclampsia. Hypertension. 80 (2), 242-256 (2023).
  35. Russell, W. M. S., Burch, R. L. The principles of humane experimental technique. Universities Federation of Animal Welfare. , https://awionline.org/lab-animal-search/russell-w-m-s-burch-r-l-1959-principles-humane-experimental-technique-methuen-co (1959).
  36. Miller, R. K., et al. Human placental explants in culture: approaches and assessments. Placenta. 26 (6), 439-448 (2005).
  37. Troncoso, F. A. J., Herlitz, K., Ruiz, F., Bertoglia, P., Escudero, C. Elevated pro-angiogenic phenotype in feto-placental tissue from gestational diabetes mellitus. Placenta. 36 (4), 2(2015).
  38. Zhang, H. C., et al. Microvesicles derived from human umbilical cord mesenchymal stem cells stimulated by hypoxia promote angiogenesis both in vitro and in vivo. Stem Cells Dev. 21 (18), 3289-3297 (2012).
  39. Thery, C., Amigorena, S., Raposo, G., Clayton, A. Isolation and characterization of exosomes from cell culture supernatants and biological fluids. Curr Protoc Cell Biol. Chapter 3 (Unit 3), 22(2006).
  40. Carroll, R. W., et al. A rapid murine coma and behavior scale for quantitative assessment of murine cerebral malaria. PLoS One. 5 (10), e13124(2010).
  41. Wu, J., et al. Transcardiac perfusion of the mouse for brain tissue dissection and fixation. Bio Protoc. 11 (5), e3988(2021).
  42. Walchli, T., et al. Quantitative assessment of angiogenesis, perfused blood vessels and endothelial tip cells in the postnatal mouse brain. Nat Protoc. 10 (1), 53-74 (2015).
  43. Wang, H. L., Lai, T. W. Optimization of Evans blue quantitation in limited rat tissue samples. Sci Rep. 4, 6588(2014).
  44. Morita, K., Sasaki, H., Furuse, M., Tsukita, S. Endothelial claudin: claudin-5/TMVCF constitutes tight junction strands in endothelial cells. J Cell Biol. 147 (1), 185-194 (1999).
  45. Lara, E., et al. Abnormal cerebral microvascular perfusion and reactivity in female offspring of reduced uterine perfusion pressure (RUPP) mice model. J Cereb Blood Flow Metab. 42 (12), 2318-2332 (2022).
  46. Chang, X., et al. Exosomes from women with preeclampsia induced vascular dysfunction by delivering sflt (soluble fms-like tyrosine kinase)-1 and seng (soluble endoglin) to endothelial cells. Hypertension. 72, 1381-1390 (2018).
  47. Smarason, A. K., Sargent, I. L., Starkey, P. M., Redman, C. W. The effect of placental syncytiotrophoblast microvillous membranes from normal and pre-eclamptic women on the growth of endothelial cells in vitro. BJOG. 100 (10), 943-949 (1993).

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

重印与许可

探索更多文章

胎盘缺氧子痫前期小鼠模型脑血管内皮功能障碍伊文思蓝外渗胎盘外植体培养梯度离心颈静脉注射神经功能评分评估
缺氧人胎盘来源的小细胞外囊泡破坏小鼠血脑屏障
联系我们
向图书馆推荐

隐私政策

使用条款

政策

版权所有 © 2026 MyJoVE Corporation。保留所有权利。