本方案描述了在大鼠腹部迷走神经上植入电极阵列的外科手术技术，以及利用植入装置进行长期电生理记录和刺激的方法。
本文内容
摘要
摘要
腹部迷走神经刺激（VNS）可应用于大鼠膈下迷走神经分支。由于其解剖位置的特点，该方法不会产生颈段迷走神经刺激常见的呼吸和心脏脱靶效应。由于不存在呼吸和心脏方面的脱靶效应，因此无需降低刺激强度以减轻颈段VNS期间常见的副作用。近年来少数研究表明，腹部VNS在炎症性肠病、类风湿性关节炎的大鼠模型中具有抗炎作用，并可在2型糖尿病大鼠模型中降低血糖水平。大鼠是探索该技术潜力的理想模型，原因在于其迷走神经解剖结构明确、神经尺寸较大便于操作，且存在多种可用的疾病模型。本文描述了腹部VNS电极阵列的清洗与灭菌方法，以及在大鼠中实施手术的操作流程。我们还介绍了通过记录诱发电复合动作电位来确认超阈值刺激所需的技术。腹部VNS有望为包括炎症性疾病在内的多种病症提供选择性强且有效的治疗手段，其应用前景预计将类似于颈段VNS那样不断拓展。
引言
颈部颈区给予的迷走神经刺激（VNS）已获美国食品药品监督管理局（FDA）批准，用于治疗难治性癫痫、难治性抑郁症以及缺血性卒中后的康复治疗1，并在欧洲获得欧洲委员会批准用于心力衰竭治疗2。非侵入性颈段VNS已获FDA批准用于偏头痛和头痛的治疗1。随着近期临床试验显示VNS在克罗恩病3、类风湿关节炎4,5以及糖耐量受损和2型糖尿病6,7等其他适应证中具有疗效，其应用范围有望进一步扩大。尽管前景良好，颈段VNS可能因非靶向激活支配肺和心脏的神经纤维而导致心动过缓和呼吸暂停8,9,10。在接受颈段VNS治疗的患者中，常见不良反应包括咳嗽、疼痛、声音改变、头痛以及呼吸暂停-低通气指数升高11,12。降低刺激强度是减轻这些不良反应的常用策略，但刺激电荷减少可能因无法激活治疗性神经纤维而限制VNS疗法的疗效11。支持这一假说的证据显示，接受高强度刺激治疗癫痫的患者应答率高于接受低强度刺激的患者13。
腹部迷走神经刺激术作用于膈下迷走神经，位置在肝支和腹腔支上方14（图1）。我们之前的研究表明，在大鼠中，腹部迷走神经刺激不会引起与颈部迷走神经刺激相关的 cardiac 或 respiratory 副作用10。早期研究还表明，腹部迷走神经刺激在大鼠炎症性肠病和类风湿关节炎模型中具有抗炎作用10,15，并在2型糖尿病大鼠模型中降低血糖水平16。最近，腹部迷走神经刺激技术已进入首次人体临床试验，用于治疗炎症性肠病（NCT05469607）。
用于向腹侧迷走神经传递刺激的外周神经电极阵列（WO201909502017）为专用于大鼠而定制开发，包含两到三对铂电极，电极间距为4.7 mm，由医用级硅胶弹性套管支撑，并配有缝合标签以将阵列固定于食管，另含引线及用于安装在腰部区域的经皮连接器（图2）。引线沿动物左侧皮下走线。多电极对设计既可用于神经的电刺激，也可记录电刺激诱发的复合动作电位（ECAPs），从而确认植入物在神经上的正确位置以及刺激强度高于阈值。腹侧迷走神经刺激在自由活动的大鼠中可耐受数月10,15,16，这使其可用于评估该干预在疾病模型中的疗效。
本文描述了电极阵列灭菌、腹迷走神经植入手术以及在清醒大鼠中长期刺激和记录复合动作电位（ECAP）的方法，用于研究腹迷走神经刺激（VNS）在多种疾病模型中的疗效。这些方法最初是为研究腹迷走神经刺激在炎症性肠病大鼠模型中的疗效而开发的10，并已成功应用于类风湿关节炎15和糖尿病16的大鼠模型。
方案
所有涉及动物的实验程序均经圣文森特医院（墨尔本）动物伦理委员会批准，并符合《澳大利亚科学研究中动物护理与使用的准则》（澳大利亚国家卫生与医学研究委员会）以及《防止虐待动物法案》（1986年）。本研究共使用了24只雌性深色阿古提大鼠（8-9周龄）。实验分组如下：正常对照组（n = 8），未接受胶原注射或迷走神经刺激（VNS）植入；未刺激疾病组（n = 8），接受植入和胶原注射（未进行电生理测试）；刺激疾病组（n = 8），接受植入、胶原注射、电生理测试及VNS治疗。植入手术在胶原注射前5天进行，VNS治疗的适应性训练在胶原注射后第4天开始，持续7天。VNS治疗在胶原注射后的第11至17天（含）进行15。对于刺激疾病组，电生理测试在植入手术后麻醉状态下立即进行，随后在胶原注射当天、胶原注射后10天以及实验终止日（胶原注射后第17天）各进行一次。
1. 电极阵列的超声处理与灭菌
- 将超声波清洗器设置为 80 kHz 的频率，并向超声波清洗槽中加入自来水。将电极阵列浸入清洁溶液中，放入洁净的塑料容器内，然后置于超声波清洗槽中。
注意：各步骤所用的清洁溶液及超声时间详见表 1。每一步均需使用洁净的容器。 - 使用经过 0.5% 液体清洁溶液（溶于蒸馏水中）超声处理并用蒸馏水冲洗过的洁净镊子，将超声处理后的电极阵列放入灭菌袋中。在最高温度 130 °C 的条件下对电极阵列进行高压灭菌 45 分钟，然后置于洁净工作台上晾干。
2. 腹腔迷走神经电极阵列的植入
注意：本研究中使用了雌性深色阿古蒂大鼠（8-9周龄）15。我们还成功地将该方案用于成年雄性斯普拉格-道利大鼠（10-14周龄）的慢性植入10,16。手术在无菌条件下进行，所有器械、电极阵列以及纱布和棉签等耗材均通过高压灭菌法进行灭菌。
- 使用3%异氟烷和1 L/min氧气在诱导室中麻醉大鼠。当脚趾捏压无足底反射时，将大鼠转移至手术台上带有恒温器的加热垫，并在其鼻部放置异氟烷面罩。
- 在整个手术过程中监测呼吸频率和直肠温度，并将异氟烷浓度调节在1.5%至2.5%之间，以维持呼吸频率在每分钟40至62次。如有需要，调节加热垫设置，以维持直肠温度在35.9 - 37.5 °C范围内。
- 术前通过皮下注射给予镇痛预处理，使用1 mL注射器配25G针头（皮下注射卡洛芬5 mg/kg和布托啡诺0.03 mg/kg）。
- 充分剃除切口部位周围的毛发，包括从剑突至肋笼末端的腹侧中线区域、沿背侧中线的腰部背部区域，以及前肢与后肢之间的左侧体壁区域，以便电极阵列进行皮下穿隧。
- 用棉球以环形方式交替使用聚维酮碘和酒精清洁手术区域三次，并在动物体表覆盖手术巾。使用1 mL注射器配25G针头在背侧和腹侧切口部位皮下注射布比卡因（1-2 mg/kg）。
- 将动物置于俯卧位，使用手术刀片在背部制作一个2 cm长的切口，用于固定经皮基座。
- 将大鼠翻转为仰卧位，使用手术刀片在剑突下方沿中线处制作一个3 cm长的皮肤切口。提起切口附近的皮肤，使用解剖剪钝性分离切口周围皮肤层与肌肉层。
- 为实现电极阵列从基座至植入部位的皮下穿隧，将动物置于右侧卧位，从腹侧切口插入止血钳并向背侧切口方向钝性分离。剪去针帽边缘，将电极阵列插入其中以在转运过程中保护阵列（图1B）。用手（佩戴无菌手套）将电极阵列经皮下隧道引向腹侧切口。
- 为暴露食管和迷走神经，再次将动物置于仰卧位。在剑突下方沿中线的肌肉层做一3 cm切口，切口需足够大以充分暴露整个肝脏长度。此步骤中应避免损伤肝脏。
- 在主腹侧切口的外侧（动物左侧）肌肉层上做一个较小的切口（小于1 cm）。使用步骤2.8中的针帽将电极阵列经此小切口穿入腹腔。
注意：此步骤可减少主切口部位的张力，降低缝线裂开的风险。 - 牵开皮肤和肌肉层以保持腹腔开放。操作组织时应使用浸有无菌生理盐水的棉签和纱布，确保组织保持湿润。
- 使用Vannas剪刀剪断肝脏周围的结缔组织，并将浸有生理盐水的小块纱布置于肝脏下方，用牵开器轻柔牵开肝脏。将牵开器置于食管与胃之间，轻柔牵开胃部，使食管及其上方的迷走神经伸直。
注意：牵开器由鱼钩尖端打磨圆滑制成。 - 暴露食管腹侧面后，识别腹腔迷走神经及其分支，包括肝支、腹腔支以及两条胃支（图1D）。
- 使用精细镊子和Vannas剪刀剪断固定腹腔迷走神经于食管上的结缔组织，从肝支和腹腔支上方开始向膈肌方向游离神经全长。操作中应避免撕裂、牵拉或夹压神经。将电极阵列置于神经旁，确认已游离的神经长度足以容纳阵列。
- 在神经周围结缔组织清除后，将电极侧阵列套管上的丝线缝合线（7-0）从神经下方穿过。打开阵列套管，小心将神经置入阵列通道内。
- 确保神经全长完全位于阵列通道内。将套管周围的缝线打结固定，牢固闭合套管，防止神经滑出通道。剪除多余缝线。
- 使用7-0丝线将阵列的固定片缝合至食管，以固定阵列位置并防止其扭转。操作中应避免损伤迷走神经其他分支或将针头过深插入食管平滑肌。
- 轻柔移除牵开器，并确认腹腔内所有纱布均已取出。使用1 mL注射器向腹腔内注射1-2 mL温热无菌生理盐水，并将肝脏复位至正常位置。
- 使用3-0丝线采用连续缝合技术关闭肌肉层，在两端均打牢方结（至少三重结）。缝线间距应紧密（约3 mm），以防止疝气或剑突突出等并发症。
- 使用缝线同时关闭腹膜和肌肉层切口，以降低组织粘连的风险。
- 使用可吸收缝线材料（Vicryl 4-0）关闭皮肤切口。采用埋藏缝合技术，如连续埋藏垂直褥式缝合或连续埋藏真皮缝合，以防止动物自行拔除缝线。
- 将动物转为俯卧位，使用剪刀将背侧切口延长至4-5 cm，并进一步在肌肉层与皮肤层之间进行钝性分离，使经皮连接器的基座能平整贴合于肌肉层。
- 使用3-0丝线在连接器基座周围做6至8个单纯间断缝合，将其牢固固定于下方肌肉层。使用水平褥式缝合技术关闭皮肤切口，确保打牢方结（至少三重结）。
注意：此步骤中优先选用编织丝线，因其操作方便且相比单丝缝线能形成更牢固的结 。 - 手术结束后，皮下注射乳酸林格氏液（1 mL/100 g/h）。关闭异氟烷，继续供给氧气（1.5 L/min），让动物在加热垫上恢复。当大鼠意识清醒且活动自如后，将其放回饲养笼，并置于加热垫上直至完全从麻醉中恢复。
- 密切观察动物从异氟烷麻醉中的恢复情况，确保其能够正常摄取食物和饮水。术后两天内每日皮下注射术后镇痛药（卡洛芬5 mg/kg），以缓解疼痛。每天至少监测两次，检查排便情况、毛发状态、活动水平以及手术切口是否有肿胀或分泌物。
- 记录动物体重；若极少数情况下动物体重减轻10%或以上，应启动强化治疗。强化治疗包括每日两次皮下注射 液体（乳酸林格氏液，每次10 mL）、提供新鲜蔬菜和膳食凝胶补充剂等额外食物，并将笼子一半置于带恒温器的加热垫上以提供额外保暖。增加监测频率直至动物恢复。根据面部疼痛评分（Grimace scale），必要时继续给予镇痛治疗（卡洛芬5 mg/kg，皮下注射，每日一次）。
3. 电生理学检测
注意：记录诱发电位复合动作电位（ECAPs）可证实电极阵列在迷走神经上的位置适当。此外，使用上述电极阵列记录ECAPs可提供迷走神经C纤维被电激活以及超阈值VNS的可能证据10,15。
- 测量电极的公共接地阻抗，以评估其完整性，并在记录ECAPs之前检测导线是否存在开路或短路。功能正常的腹部迷走神经电极 体内 应具有 4 - 20 kΩ 之间的阻抗值。
- 在麻醉状态下（即手术后立即）或清醒且自由活动状态下对实验动物进行测试。若进行清醒状态下的测试，应在手术后至少等待2-3天，以确保手术皮肤切口愈合并趋于稳定。准备阻抗测试和电生理测试所需的设备，包括定制刺激器、数据采集装置、隔离式差分放大器，以及数据采集与分析软件，具体清单如下所列 材料表.
- 如有需要，用毛巾包裹动物，将电缆连接至背部的经皮连接器，并将电缆另一端连接至刺激器。为测试电极的公共参考地阻抗，在目标电极与阵列中所有其他电极之间施加双相电流脉冲（每相持续时间100 µs，电流强度107 µA）。
- 测量电压波形第一相末尾的峰值电压（V总计）并计算总阻抗（Z总计) 使用欧姆定律（Z = 电压/电流）。
- 将一对电极连接至刺激器，另一对电极连接至记录设备，并使用皮下植入的VNS装置的参考电极作为参考点，进行双极刺激以诱发出ECAPs，用于ECAPs的差分记录。利用数据采集与分析软件，对总共50次重复刺激进行平均，完成两组记录。
- 使用以下设置进行测量。
电流：0 至 2 mA，以 0.1 mA 为增量
脉宽：25 - 200 µs；
间期间隔：8 - 50 µs；
刺激频率：10 - 30 脉冲/秒；
采样率：100 kHz
滤波器：高通 200 Hz，低通 2000 Hz，电压增益 1 × 102. - 使用数据分析软件，通过测量分析窗口内（刺激后 4 - 10 ms，图中以阴影表示）波形的峰峰值电压来分析 ECAP 反应 图3A，BECAP 阈值定义为产生至少 0.1 µV 反应幅度所需的最小刺激电流强度峰-峰 在两组平均电生理记录中均如此。有效反应应在阈值以上的至少两个电流强度下重复出现，且在阈值以下的至少两个电流强度下不出现。10,15.
4. 清醒大鼠的慢性腹部迷走神经刺激
注意：一旦经皮连接器周围的手术伤口愈合并稳定，即可对清醒动物实施腹部迷走神经刺激（VNS）。为减少应激反应并获得更佳的数据采集效果，动物在植入手术前7天开始，每天需适应测试人员的触摸及刺激环境，持续1小时。
- 在施加任何迷走神经刺激（VNS）之前，按照步骤3.4所述测量每个电极的阻抗。确保刺激电极的阻抗低于20 kΩ。
- 将一根电缆连接至背部经皮连接器，并将电缆另一端连接至已编程以施加适当刺激参数的刺激器（例如，27 Hz，1.6 mA，200 µs脉宽，50 µs相间间隔，30秒开启，2.5分钟关闭15），然后打开刺激器。
注意：尽管动物在适当适应后常在刺激期间进入睡眠状态，但尽可能使用带有保护性外层材料（如钢丝线圈）的电缆，以防止其被咬坏。 - 在每次VNS治疗开始时观察动物，确保没有出现与刺激时间同步的不良反应，例如过度理毛行为或活动水平突然升高或降低。
- 每30分钟监测一次，检查电缆是否发生缠绕或断开。若需长期应用VNS（例如，每天3小时，持续7天15），请在每次治疗开始时重复步骤4.1–4.3。
注意：使用换向器（commutator）可减少电缆缠绕的风险，并可能降低监测频率。
结果
术后立即记录诱发电位复合动作电位（ECAPs，图3A、B）是一种可用于确认神经在阵列通道内位置正确，并验证刺激能够有效激活迷走神经的技术。
在图3中，将VNS电极阵列植入雌性深色阿瓜地大鼠（8-9周龄）。随机选中接受治疗性刺激的大鼠，在术后立即（第0天，图3A）以及VNS治疗结束时（第23天，图3B）记录ECAP。ECAP的存在（图3B）表明刺激强度高于神经阈值，且神经已被成功激活。若未记录到ECAP，则将该动物从VNS治疗组中剔除，因为无法保证刺激已成功传递15。神经反应的潜伏期（图3A、B中绿色箭头所示）可用于评估被激活的是哪一类神经纤维。
在以往的研究中，我们观察到大多数神经反应通常发生在刺激后4毫秒至10毫秒之间10,15。鉴于刺激电极与记录电极之间的距离为4.7 mm，该反应时间窗对应的近似传导速度为0.47 - 1.2 m/s，与C纤维的传导速度一致18。
在第0天（377 µA，图3A）与第23天（1335 µA，图3B）之间，神经阈值有所升高，这一变化可能随时间推移而发生，原因可能是电极-组织界面周围形成了轻微的良性纤维化10,15。
图3C展示了实验测试装置以及后部连接器的定位情况，该连接器在为期3周的测试期间保持稳定15。
图1：颈段迷走神经刺激（VNS）与腹段迷走神经刺激（VNS）的作用位点。（A）颈段VNS施加于支配心脏和气道的分支之上，而腹段VNS则施加于这些分支之下。（B）将电极阵列插入针帽（已去除边缘）中，以在皮下穿行过程中保护电极。（C）大鼠腹段VNS电极阵列被植入并用缝线固定，（D）位于膈肌下方的腹腔支和肝支上方。缩写：VN = 迷走神经，b. = 分支。请点击此处查看该图的高清版本。
图2：大鼠VNS电极阵列。（A）大鼠VNS阵列由经皮连接器和通过导线连接的电极阵列组成。（B）靠近电极阵列处有一个标签状结构，可缝合至食管以帮助固定阵列位置。标准的大鼠腹部迷走神经电极阵列配有两对电极（E1和E2，以及E3和E4），两对电极均可用于刺激或记录。经皮连接器安装在动物的腰部区域，导线从动物左侧皮下穿过。当电极阵列植入后，导线上的参考电极被置于动物左侧皮下。电极阵列植入于胃上方、膈肌下方沿食管走行的迷走神经上。（C）导线在动物左侧皮下预留的额外长度可起到应力缓冲作用。缩写：E = 电极。请点击此处查看该图的放大版本。
图3：慢性植入期间从腹部迷走神经记录的典型电生理信号，以及接受迷走神经刺激（VNS）治疗的大鼠。（A）每条电生理信号均为25次重复的平均值。绿色阴影区域表示大鼠腹部迷走神经中C纤维反应的典型潜伏期，介于4 ms至10 ms之间（使用电极阵列，刺激电极对与记录电极对中心间距为4.7 mm）。ECAPs以绿色箭头标示。（B）大鼠在饲养笼内通过背部经皮连接器接受VNS治疗。请点击此处查看该图的放大版本。
| 清洗液 | 超声时间 |
| 1. 0.5% pyroneg 溶于超纯水 | 15 min |
| 2. 超纯水 | 5 min |
| 3. 超纯水 | 5 min |
| 4. 96% 乙醇 | 10 min |
| 5. 超纯水 | 5 min |
| 6. 超纯水 | 5 min |
表1：超声处理步骤。 本表提供了此处进行的超声处理的详细信息。
讨论
这种腹部迷走神经刺激（VNS）植入手术方法以及对迷走神经进行慢性刺激并记录复合动作电位（ECAPs）的技术已在大鼠中成功应用，并在植入后5周内表现出良好的耐受性10,15,16。在手术过程中，将胃、肝脏和肠道牵拉以充分暴露食管和迷走神经，是关键步骤之一。当这些器官被牵开后，迷走神经即可被清晰地显露。牵拉胃部可能会影响动物的呼吸功能，此时应适当放松牵开器。此外，在切开食管周围结缔组织以暴露迷走神经时，需特别注意避免损伤膈肌，否则可能导致胸腔内压力紊乱、严重呼吸抑制，甚至造成动物在术中死亡。建议仅清除足够容纳电极阵列置于肝支和腹腔支上方所需的食管周围结缔组织即可。
可能的术后并发症包括食管周围的组织粘连、疝气以及术后肠麻痹。术中及关闭腹腔前，在腹腔内充分使用无菌生理盐水可减少组织粘连的发生。将腹膜层与肌肉层一起缝合也有助于保护内脏器官并减少组织粘连。由于肝脏容易发生挫伤，而肠道操作可能引发术后肠麻痹，因此对这些器官进行最小限度且轻柔的操作至关重要。最后，特别是在较重的动物中，关闭腹腔时必须将连续缝合的缝线间距留得较近，或改用间断缝合，以防止疝气及剑突突出。
作为标准的术后护理，动物在手术后应定期检查是否排便、体重变化、毛发状况、活动水平以及手术伤口是否有任何肿胀或渗出物。在极少数情况下，手术伤口周围可能出现过多渗出物、发红和肿胀，提示可能存在感染。此时应给予抗生素治疗，例如拜耳锐（Baytril，0.2 mg/mL，加入饮水中连续使用3–5天），直至感染消除。虽然正常大鼠通常术后恢复良好，但健康状况受损的动物（即疾病模型）可能需要更长时间才能在术后开始测试和刺激。对此类动物实施适当的术后护理（如步骤2.26中总结）对其福利至关重要。
本方案的一个局限性在于，尽管大鼠VNS电极阵列的设计非常适合记录较慢的C纤维反应，但电极对之间的间距（4.7 mm）可能不适合捕获某些较快纤维类型的活动。虽然阵列的总长度受限于肝支和腹腔支以上膈下迷走神经的可用长度，但这些VNS阵列可购买带有额外电极对的型号。此类阵列可用于探索阻断性刺激的应用，从而调控VNS的方向16,19，拓展该模型的潜在应用范围。
记录ECAP可用于评估电极阵列在神经周围的放置位置、电极界面的质量以及设备激活迷走神经纤维的能力。迷走神经是一条自主神经，其中97%–99%为C纤维。18,20，其余1%–3%的纤维为有髓纤维（功能未知），该结论已通过透射电子显微镜研究证实20. 反应在 图3 可能源于迷走神经的电刺激诱发电活动，而非肌源性活动，因其形态与周围神经复合动作电位的特征相符21,22此外，大鼠腹部迷走神经复合动作电位（ECAPs）的典型传导速度为0.47 - 1.2 m/s，与C纤维的传导速度一致。18在初始设备开发的预实验研究中，通过在刺激电极和记录电极之间切断迷走神经，验证了记录信号的有效性，该操作导致所有诱发电位消失（数据未显示）。电极阵列设计为使迷走神经位于铂-硅胶材质的通道内，从而有效地将其与周围结构（如食管）在电学上隔离。刺激和记录均采用双极构型，利用相邻电极进行，进一步最大限度地减少了刺激扩散和记录信号污染的可能性。我们持续在麻醉和清醒状态下的实验模型中观察到腹腔迷走神经电刺激后产生相似的波形10,15,16,19,23，包括通过刺激的生理效应证实迷走神经被激活的研究10,15,16尽管无法完全排除记录信号受到肌源性活动污染的可能性，但肌源性反应通常因其快速且大幅度增长的振幅特征而易于与神经反应相区分。24 与我们在研究中观察到的逐渐减小的生长曲线相反10,15 以及在 图3A，B第0天：当前水平 377 µA，潜伏期：7.24 ms > 当前水平 1750 µA：6.74 ms。
尽管已证明激活主要由C纤维组成的膈下迷走神经对治疗炎症性肠病10、类风湿性关节炎15和糖尿病16的临床前模型有效20,25，但尚未充分探索用于最大化其治疗效果的最佳腹部迷走神经刺激（VNS）参数14。对该课题的进一步研究将大有裨益，因为目前已有首次人体临床试验正在探索腹部VNS在治疗炎症性肠病中的应用。由于腹部VNS的抗炎作用被认为是全身性的26，该疗法在其他炎症性疾病（如系统性红斑狼疮27和慢性肾病28）中也具有广阔的应用潜力。
我们的大鼠研究表明，腹部迷走神经刺激（VNS）相较于颈部迷走神经刺激具有独特优势，即不会引起心脏或呼吸系统的脱靶效应10。在不损害动物呼吸功能或心率的前提下，可应用更高强度且持续时间更长的刺激。结合监测诱发出的神经反应以确认刺激强度达到阈上水平的能力，该方法为研究腹部迷走神经刺激治疗多种疾病的有效性提供了优良的模型。随着迷走神经刺激应用范围的不断拓展，这种迷走神经刺激方法的应用前景也预计将随之扩大。
披露
本研究是在不存在任何可能被解释为潜在利益冲突的商业或财务关系的情况下进行的。
致谢
大鼠腹部迷走神经刺激（VNS）植入装置的开发由美国国防高级研究计划局（DARPA）生物技术办公室（BTO）资助，在Doug Weber博士和Eric Van Gieson博士的指导下，通过空间与海军战系统中心执行（合同号：N66001-15-2-4060）。本出版物所报告的研究得到了仿生学研究所孵化基金的支持。仿生学研究所感谢维多利亚州政府通过其运营基础设施支持计划提供的支持。我们谨此感谢Owen Burns先生在机械设计方面的贡献，John B Furness教授在解剖学方面的专业指导，Robert K Shepherd教授在外周接口、神经调节和记录技术方面的专业知识，Philippa Kammerer女士和Amy Morley女士在动物饲养与实验测试中的协助，Fenella Muntz女士和Peta Grigsby博士在术后动物护理方面的建议，以及Jenny Zhou女士和NeoBionica公司电极制造团队在VNS阵列生产中的支持。
材料
| 姓名 | 公司 | 目录编号 | 评论 |
|---|---|---|---|
| 0.9% 生理盐水 | Briemarpak | SC3050 | |
| 拜耳灵（Baytril） | Bayer | ||
| 贝塔碘（Betadine） | 赛诺菲-安万特医疗（Sanofi-Aventis Healthcare） | ||
| 布普利菲（Buprelieve，丁丙诺啡） | Jurox | ||
| 数据采集设备 | National Instruments | USB-6210 | |
| DietGel Boost（饮食凝胶补充剂） | ClearH2O | ||
| Dumont 镊子，5号型 | ProSciTech | T05-822 | |
| Dumont 镊子，N7号型，自闭式 | ProSciTech | EMS72864-D | |
| Elmasonic P 超声仪 | Elma | ||
| 哈特曼溶液（Hartmann's solution） | Baxter | AHB2323 | |
| 止血钳 | ProSciTech | TS1322-140 | |
| HPMC/PAA 保湿眼用凝胶 | Alcon | ||
| Igor Pro-8 软件 | Wavemetrics, Inc | ||
| 异氟烷（Isoflo，Isoflurane） | Zoetis | ||
| 隔离式差分放大器 | World Precision Instruments | ISO-80 | |
| 液体派洛内格（Liquid pyroneg） | Diversey | HH12291 | 清洗溶液 |
| 马卡因（Marcaine，布比卡因） | Aspen | ||
| 塑料手术单 | Multigate | 22-203 | |
| 大鼠迷走神经植入装置 | Neo-Bionica | ||
| 力美达（Rimadyl，卡洛芬） | Zoetis | ||
| 丝线缝合线 3-0 | Ethicon | ||
| 丝线缝合线 7-0 | Ethicon | ||
| SteriClave 高压灭菌器 | Cominox | 24S | |
| 无菌一次性手术衣 | Zebravet | DSG-S | |
| 自杀镍钩（Suicide Nickel hooks） | Jarvis Walker | ||
| 超纯水 | Merck Millipore | Milli-Q Direct | |
| 吸水垫 | Zebravet | UP10SM | |
| Vannas 剪刀 | ProSciTech | EMS72933-01 | |
| 薇乔缝合线 4-0 | Ethicon |
参考文献
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