需要JoVE订阅才能观看此内容。 请登录或开始免费试用

方法文章

利用磁性-阿基米德策略进行细胞图案化

2.1K 次观看

⸱

DOI：

10.3791/66063

⸱

2024年2月2日

 ,  ,  , 
1Department of Cardiology of The Second Affiliated Hospital, Zhejiang University School of Medicine, 2State Key Laboratory of Transvascular Implantation Devices, 3Cardiovascular Key Laboratory of Zhejiang Province

本文内容

摘要

本方案描述了一种基于磁性阿基米德效应的无墨、无标记、不受基底限制且高通量的细胞图案化方法。

摘要

细胞图案化技术能够精确控制细胞的位置分布，在研究细胞行为方面具有独特优势。本实验方案介绍了一种基于磁力-阿基米德（Mag-Arch）效应的细胞图案化策略。该方法无需使用墨水材料或标记颗粒，即可实现对细胞分布的精确调控。通过向细胞培养基中加入顺磁性试剂以增强其磁化率，细胞会受到磁铁的排斥作用，并在微流控基底下方磁体阵列的互补位置上自组织形成特定图案。

本文提供了基于Mag-Arch策略进行细胞图案化的详细操作流程，涵盖单细胞类型以及用于共培养实验的多细胞类型的图案化方法。同时，文中还提供了包含细胞图案化通道的微流控装置制备的全面指导。利用传统并行方法实现此类功能具有挑战性，而该策略则以简化且经济高效的方式实现了这一目标。采用基于Mag-Arch的细胞图案化技术，为研究人员提供了一种强大的工具 体外 研究

引言

细胞图案化正发展成为一种直观而强大的技术 体外 研究1通过调控培养板中的细胞位置，为包括细胞迁移在内的多种实验提供了解决方案2，仿生多细胞共培养3，类器官组装4，生物材料研究5，以及其他更多应用。在大多数情况下，无墨、无标记的细胞图案化方法更受青睐，因为它操作简便，并能为后续研究提供较高的细胞活性。

Mag-Arch效应是一种物理现象，即在顺磁性液体中的抗磁性物体会趋向于向磁场较弱的区域移动6。活细胞天然具有抗磁性，而通过向细胞培养基中添加可溶性顺磁性物质（如常用于核磁共振成像中作为对比剂的钆喷酸葡胺（Gd-DTPA）），可使培养基呈现顺磁性7。因此，细胞预期会受到周围顺磁性介质的排斥，向磁场较弱的区域移动8。使用一组钕铁硼磁体即可轻松产生具有特定图案的磁场。理想情况下，细胞形成的图案与磁体的排布图案相反。从技术上讲，该方法被定义为一种无标记方法，因为唯一添加的试剂Gd-DTPA仅存在于细胞外环境中，不会与细胞结合。因此，通过更换培养基即可轻松避免其对后续细胞培养可能产生的影响。与其他方法1,3,9,10相比，基于Mag-Arch的策略无需生物墨水组分，也不需要将特定颗粒应用于细胞以实现正向标记。此外，该方法已被证明可在多种支持细胞黏附的基底上实现，并具备高通量细胞图案化的能力4。

本文介绍了一种基于 Mag-Arch 方法的细胞图案化详细实验方案，涵盖了从器件制备到细胞图案调节的各个环节。除了文中已展示的图案外，用户还可利用磁铁和 Gd-DTPA 溶液轻松创建多种细胞图案。此外，本文还提供了组装复杂共培养图案以及在封闭式微流控芯片中操控细胞的实验方案。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

方案

1. 组装磁铁组

  1. 组装用于条带图案的磁铁组件。
    1. 选择扁平的矩形磁铁，如图1A所示。本演示中使用的矩形磁铁尺寸为1.5 mm × 10 mm × 35 mm（厚度 × 高度 × 长度）（见材料表）。磁铁的厚度决定了细胞条带之间的间隙。
    2. 将2 mm厚的硅胶板（见材料表）切割成2 mm × 8 mm × 30 mm的矩形。确保这些硅胶板的后两个尺寸略小于上述矩形磁铁的对应尺寸，以优化组装效果。硅胶板的厚度决定了细胞条带的宽度。
    3. 如图1A所示，将矩形磁铁和硅胶板逐层组装。每组磁铁组件由4块磁铁和3块硅胶板组成。确保相邻磁铁的磁极相反，以便磁铁组件能够由于内在的吸引力而自动对齐。
    4. 使用前对磁铁进行灭菌。
      注：建议先用纯水清洗磁铁组件，然后将其浸入75%乙醇中10分钟。这些磁铁组件的整体尺寸为12 mm × 10 mm × 35 mm，设计用于适配标准的6孔细胞培养板。
  2. 组装用于点阵图案的磁铁组件
    1. 选择微型圆柱形磁铁，如图1B所示。本演示中使用的圆柱形磁铁尺寸为Φ1.5 mm × 10 mm（直径 × 高度），沿轴向磁化。
    2. 按照图1B所示方式组装圆柱形磁铁。确保每组磁铁组件由36个圆柱形磁铁排列成6 × 6的网格。同时，确保相邻磁铁的磁极相反，以便磁铁组件能够由于内在的吸引力而自动对齐。
    3. 使用前对磁铁进行灭菌，操作步骤同1.1.4。这些磁铁组件的整体尺寸为9 mm × 10 mm × 9 mm，设计用于适配标准的6孔细胞培养板。

2. 在玻璃载片上进行细胞图案化

  1. 准备细胞培养装置。
    1. 使用厚度为 2 mm 的硅胶板制作硅胶模具。用打孔器在板上打出一个 1 cm × 1 cm 的方形孔，并围绕该孔修剪硅胶板，制成一个中心有孔的圆形模具（直径 = 25 mm），如图 1C所示。
    2. 使用超声波清洗器彻底清洁硅胶模具。通过先用纯水清洗 10 分钟，再更换为 75% 乙醇继续清洗 10 分钟，对模具进行灭菌处理。最后，在 65 °C 下将模具置于灭菌盒中干燥 60 分钟。
    3. 将灭菌后的硅胶模具贴附于 Φ25 mm 的圆形玻璃细胞载片上，并轻轻按压，使硅胶与玻璃紧密粘合，如图 1C所示。最终得到的细胞培养装置底部为玻璃，具有 200 µL 的培养腔室，装置尺寸为 Φ25 mm × 2.15 mm，适用于标准的 6 孔细胞培养板。
      注意：上述细胞培养装置可用底部厚度小于 0.5 mm 的其他培养皿替代，例如共聚焦培养皿。
    4. 将磁体组件放置于 6 孔板中。建议使用非磁性镊子以方便操作。
      注意：从此时起直至观察细胞图案为止，所有后续步骤均应在无菌条件下进行。
    5. 将细胞培养装置置于 6 孔板内磁体组件的上方。确保装置水平放置，且其底部与磁体组件紧密接触。
  2. 制备含 Gd-DTPA 的细胞培养基。
    1. 准备市售的 Gd-DTPA 注射液（见材料表），通常浓度为 500 mM。取 30 µL Gd-DTPA 注射液加入 470 µL 完全细胞培养基中，稀释至目标浓度 30 mM。
      注意：根据当地法规和可获得性，使用其他相同目标浓度的钆基对比剂（GBCAs）可能获得类似结果11。
  3. 构建细胞图案。
    1. 收集用于图案化的细胞。本演示中使用人脐静脉内皮细胞（HUVECs，见材料表）进行图案化（图 2）。将细胞在室温下以 200 × g 离心 5 分钟，从悬浮液中收集细胞，用含 Gd-DTPA 的培养基重悬，并测定细胞密度。
    2. 用含 Gd-DTPA 的培养基将细胞密度调整至约 ~2 × 105 个细胞/mL。轻轻混匀细胞悬液后，取 200 µL 加入每个细胞培养模具的腔室中，使液面充满至边缘。
    3. 小心将培养板转移至细胞培养箱中，在 3–6 小时内孵育，直至细胞充分贴附于基底。避免用力关闭培养箱门，以防干扰细胞图案的组装。对于贴附能力较差的细胞，通常可安全地进行过夜 GBCA 处理12。
    4. 当细胞已贴附于细胞培养装置腔室底部时，视为细胞图案构建完成。此时更换为完全培养基。
    5. 将细胞培养装置从磁体组件上取下。可立即观察细胞图案，或将装置转移至新的培养板中继续培养。

3. 通过磁力侧向共培养图案化：可移动模板的制备

注意：以下步骤旨在利用基于 Mag-Arch 的细胞图案化技术，并探索其更多应用的可能性。

  1. 按照步骤1和步骤2准备用于条带状细胞图案化的装置。但需将细胞密度降低至1 × 105 个细胞/mL，并将分隔磁铁的硅胶板替换为更薄的型号，从而使每条细胞条带图案更窄。
    注意：这为在条带图案中排列多个细胞提供了足够的空间。作为参考，建议使用1 mm厚的硅胶板代替2 mm厚的硅胶板来分隔磁铁。
  2. 按照步骤2.2–2.3所示方法对第一种细胞进行图案化。此步骤同样需要3–6小时以完成细胞贴附。
    注意：为了在共培养系统中区分不同类型的细胞，用户可在图案化前使用荧光染料（如DiI、DiD或细胞示踪剂CMTPX、CMFDA、CMAC等）对细胞进行标记。例如，对于DiI和DiD染色，每1 mL无FBS培养基中加入1 µL储存液（10 mM）（参见材料表），充分混匀制成工作液。用该工作液替换原有培养基，覆盖贴壁细胞。30分钟孵育后，用PBS洗涤三次，随后进行细胞收集。
  3. 完成第一种细胞的图案化后，将细胞培养装置从下方磁铁位置向右移动1 mm，如图3Aii所示。
  4. 用200 µL PBS轻轻清洗载玻片两次。避免载玻片干燥。
  5. 按照步骤2.2–2.3所示方法，以相同方式对第二种细胞进行图案化。
  6. 将细胞培养装置从下方磁铁位置再向右移动1 mm，如图3Aiii所示，并再次用200 µL PBS清洗载玻片。然后按照步骤2.2–2.3所示方法对第三种细胞进行图案化。
  7. 完成所有类型细胞的图案化后，用200 µL PBS轻轻清洗载玻片两次，随后更换为完全培养基。
  8. 将细胞培养装置从磁铁组件中移除。此时可直接观察细胞图案，或将装置转移至新的培养板中进行后续培养。

4. 通过调节 Gd-DTPA 浓度实现共培养图案化

注意：在工作浓度（≤75 mM）下，钆类造影剂（GBCAs）对细胞黏附或后续生长无显著影响。此外，细胞图案的形态受 Gd-DTPA 浓度的影响：浓度越高，形成的细胞图案越小/越细。因此，通过简单调节 Gd-DTPA 的浓度即可构建共培养系统。本示例展示了同心圆环状阵列的图案化过程。

  1. 使用步骤1.2中的微型圆柱形磁铁，按照步骤2.2–2.3所示方法对第一种细胞进行图案化。在收获细胞前，用荧光染料（如DiI、DiD或细胞示踪剂，参见步骤3）标记细胞，以便在共培养系统中区分不同类型的细胞。
    注意：此处需要更高浓度的Gd-DTPA（50 mM，而非30 mM），以及较低的细胞密度，约为1 × 105 个细胞/mL。
  2. 完成第一种细胞的图案化后，用200 µL PBS轻轻洗涤载玻片两次。避免载玻片干燥。
  3. 按照前述相同步骤对第二种细胞进行图案化。保持载玻片在磁铁上相对静止，以防止移位。建议在载玻片底面连接一个带有与磁铁组匹配孔洞的硅胶板。
    注意：此处需要较低浓度的Gd-DTPA（20 mM，而非30 mM），从而使第二种细胞形成的图案预期比第一种更大，如图3B所示。
  4. 完成所有类型细胞的图案化后，用200 µL PBS轻轻洗涤载玻片两次，并将培养基更换为完全细胞培养基。
  5. 将细胞培养装置从磁铁组上取下。随后可直接观察细胞图案，或将装置转移至新的培养板中进行进一步培养。

5. 微流控芯片中的细胞图案化

注意：基于 Mag-Arch 的方法在我们之前的研究中已证明可在封闭的狭窄腔室中使用8。以下是于微流控通道中构建点阵图案的示例。

  1. 微流控芯片的制备
    1. 定制 40 mm × 75 mm × 20 mm 聚四氟乙烯（PTFE）模具（参见 材料清单) 包含一个如图所示的矩形腔体，尺寸为24 mm × 50 mm × 8 mm， 图 4A.
    2. 将厚度为0.5 mm的硅胶板压平，然后根据流体通道的形状切割硅胶板；流体通道具有一个15 mm × 20 mm × 0.5 mm的矩形腔体，其进样口和出样口两侧均设有三角形缓冲区，如图所示 图 4A，B.
    3. 定制 40 mm × 75 mm 矩形玻璃板。用空气等离子体清洁玻璃板 30 秒。
    4. 空气等离子清洗后，立即在玻璃板上覆盖0.5 mL市售的防粘附缓冲液（参见 材料表）并使其自然晾干。用乙醇清洗玻璃板一次，然后让其自然晾干。
    5. 将步骤 5.1.2 中制备的硅胶板牢固地固定在玻璃板中央，如图所示 图4A.
    6. 按照制造商说明制备聚二甲基硅氧烷（PDMS）预聚物（参见 材料表)。对于每个PDMS芯片，将10 g基础组分和1 g固化剂称量至50 mL离心管中。
    7. 用玻璃搅拌棒将试剂充分混合，直至胶体中均匀分布细小气泡。混合时间根据胶体体积而定，为5-10分钟。将胶体预聚物在500 × g下离心1分钟。 g （室温下）以消除气泡。
    8. 缓慢地将约10 mL预聚物倒入空腔中，以填满PTFE模具。
    9. 将模具小心放入真空储液器中，并保持水平，以防止预聚物流出。
    10. 使用真空泵去除预聚物中的残留气泡。抽真空过程需要120-180分钟。
    11. 如有需要，可倒入更多预聚物以进一步填充模具型腔，再抽真空60分钟。
    12. 小心地用玻璃板盖住聚四氟乙烯模具，使二氧化硅面朝向腔体，如图所示 图4Bi.
    13. 确保消除所有气泡。将模具转移至60 °C的干燥烘箱中，使预聚物过夜固化。
    14. 从烤箱中取出模具。冷却后，小心脱去固化的PDMS盖。使用Φ1 mm的针头打孔器创建进样口和出样口。
    15. 按照步骤2.1.2清洗PDMS盖片和24 mm × 50 mm盖玻片。
      注意：以下步骤需在无菌条件下进行。
    16. 将PDMS盖片和盖玻片固定，以制备高度约为500 µm的微流控芯片。底部应使用约0.15 mm厚的玻璃盖玻片，以便采用基于Mag-Arch的策略进行细胞图案化。
  2. 将市售无菌接头安装到微流控芯片的入口和出口8.
  3. 配制2%（w/v，溶于PBS）的明胶包被缓冲液。通过高压灭菌对该缓冲液进行灭菌。
  4. 将明胶包被缓冲液注入芯片 通过 使用1 mL注射器通过入口适配器注入包被缓冲液。若有气泡产生，用额外的包被缓冲液将其冲洗出去。
  5. 将芯片放入一个10 cm的细胞培养皿中。在培养皿底部加入1 mL PBS，以防止干燥。将培养皿转移至细胞培养箱中。包被过程需30分钟。
  6. 用2 mL含钆培养基（30 mM）冲洗掉包被缓冲液 通过 入口
  7. 用1 mL注射器缓慢注入含有30 mM Gd-DTPA的1 mL细胞悬液。
  8. 使用步骤1.2中的微型圆柱形磁铁，按照步骤2.2–2.3所示进行细胞图案化。
    注意：建议将带有与磁铁组匹配的空腔的硅胶板固定在玻璃载片的下表面，如图所示。 图4Ci.
  9. 图案化后，用1 mL注射器冲洗，轻轻更换含Gd-DTPA的培养基为1 mL完全培养基。
    注意：微流控芯片中的细胞图案化过程（步骤5.7–5.9）约需180分钟，与在标准玻璃载玻片上的细胞图案化所需时间相似。
  10. 在显微镜下对模式进行定量分析。如有需要，将微流控芯片连接至循环培养装置以进行进一步培养。
    注意：根据我们的经验，当使用简单的基于微型泵的装置为微流控系统在细胞培养箱中持续提供新鲜培养基时，细胞至少可生长72小时8.

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

结果

选择矩形（1.5 mm × 10 mm × 35 mm）和圆柱形（Φ1.5 mm × 10 mm）磁铁用于创建细胞图案，以作演示。用户可根据需要灵活调整磁铁的尺寸和形状，或采用不同的组装方式，以生成多样化的细胞图案。在图1A、B中，磁铁已进行组装，磁极以蓝色（南极）和红色（北极）标示，以便清晰识别。在此构型中，磁铁在侧向相互吸引并自行对齐，如图2所示。图1C、D展示了细胞培养装置的结构及细胞图案化操作流程。

图2 显示了单细胞类型的图案。使用GFP标记的HUVECs在荧光显微镜下进行观察。利用相应的磁体组将细胞排列成条带状和点阵图案。对于HUVECs这类在玻璃载片上黏附迅速（120–180分钟内）的细胞，整个操作过程在4小时内完成。按照本方案操作可获得边缘清晰、均一性高的细胞图案...

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

讨论

基于 Mag-Arch 的细胞图案化技术为大多数生物医学实验室提供了一种操作简便的解决方案。该方法具有无墨、无标记、不受基底限制以及可实现高通量图案化的优点8,13。对于单一类型细胞的图案化，该方法可通过一步操作完成细胞排布，仅需更换培养基即可完成整个流程。

既往研究利用磁性颗粒标记细胞，并通过磁铁吸引细胞形成精确的图案14,15。然而，细胞上存在磁性颗粒引发了人们对细胞行为可能受到影响的担忧。基于 Mag-Arch 的细胞图案化技术则采取了相反的策略，即让细胞外液体具有顺磁性，而非细胞本身。该策略使得通过更换培养基即可更轻松地去除额外的顺磁性试剂。已有研究利用基于 Mag-Arch 的细胞图案化技术生成了细胞球体和点阵列11,16。...

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

披露

作者无竞争性财务利益。

致谢

本研究由国家重点研发计划&中国国家重点研发计划（2021YFA1101100）、国家自然科学基金（32000971）、中央高校基本科研业务费专项资金（编号：2021FZZX001-42）以及浙江大学上海高等研究院星夜科学基金（项目编号：SN-ZJU-SIAS-004）。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
A2780 卵巢癌细胞ProcellCL-0013
细胞培养基（DMEM，高糖）Gibco11995040
盖玻片Citotest Scientific80340-3610用于微流控芯片制备。尺寸：24 mm × 50 mm
DiDMedChemExpress (MCE) HY-D1028用于细胞红色荧光标记（激发波长：640 nm）
DiIMedChemExpress (MCE) HY-D0083 用于细胞橙色荧光标记（激发波长：550 nm）
胎牛血清（FBS）BiochannelBC-SE-FBS07
钆喷酸葡胺（Gd-DTPA）北京北陆药业 H10860002
明胶Sigma AldrichV900863
玻璃细胞培养载片Citotest Scientific80346-2510直径：25 mm；厚度：0.19–0.22 mm
玻璃板PURESHI 硬件商店用于微流控芯片制备。尺寸：40 mm × 75 mm
人脐静脉内皮细胞（HUVECs）ServicebioSTCC12103G-1
钕铁硼磁铁（N52）Lalaci
无毒玻璃板涂层（Gel Slick 溶液）Lonza1049286微流控芯片制备时便于脱模
磷酸盐缓冲液（PBS）ServicebioG4200
等离子清洗仪SANHOPTTPT-2S
聚二甲基硅氧烷（PDMS）试剂盒DOWSILSYLGARD 184 硅橡胶弹性体试剂盒用于微流控芯片制备
聚四氟乙烯（PFTE）模具PURESHI 硬件商店在线定制，用于微流控芯片制备
硅片PURESHI 硬件商店
平滑肌细胞（SMC）ProcellCL-0517
超声波清洗仪SapeenCSA-02

参考文献

  1. Christian, J., et al. Control of cell adhesion using hydrogel patterning techniques for applications in traction force microscopy. J Vis Exp. 179, e63121(2022).
  2. Abbas, Y., Turco, M. Y., Burton, G. J., Moffett, A. Investigation of human trophoblast invasion in vitro. Hum Reprod Update. 26 (4), 501-513 (2020).
  3. Park, M., et al. Modulation of heterotypic and homotypic cell-cell interactions via zwitterionic lipid masks. Adv Healthc Mater. 6 (15), 1700063(2017).
  4. Ren, T., Chen, P., Gu, L., Ogut, M. G., Demirci, U. Soft ring-shaped cellu-robots with simultaneous locomotion in batches. Adv Mater. 32 (8), e1905713(2020).
  5. Ren, T., Steiger, W., Chen, P., Ovsianikov, A., Demirci, U. Enhancing cell packing in buckyballs by acoustofluidic activation. Biofabrication. 12 (2), 025033(2020).
  6. Ge, S., et al. Magnetic levitation in chemistry, materials science, and biochemistry. Angew Chem Int Ed Engl. 59 (41), 17810-17855 (2020).
  7. Puluca, N., et al. Levitating cells to sort the fit and the fat. Adv Biosyst. 4 (6), e1900300(2020).
  8. Ren, T., et al. Programing cell assembly via ink-free, label-free magneto-archimedes based strategy. ACS Nano. 17 (13), 12072-12086 (2023).
  9. Li, Y. C., et al. Programmable laser-assisted surface microfabrication on a poly(vinyl alcohol)-coated glass chip with self-changing cell adhesivity for heterotypic cell patterning. ACS Appl Mater Interfaces. 7 (40), 22322-22332 (2015).
  10. Chliara, M. A., Elezoglou, S., Zergioti, I. Bioprinting on organ-on-chip: Development and applications. Biosensors (Basel). 12 (12), 1135(2022).
  11. Moncal, K. K., Yaman, S., Durmus, N. G. Levitational 3D bioassembly and density-based spatial coding of levitoids. Adv Funct Mater. 32 (50), 2204092(2022).
  12. Parfenov, V. A., et al. Magnetic levitational bioassembly of 3D tissue construct in space. Sci Adv. 6 (29), eaba4174(2020).
  13. Dell, A. C., Wagner, G., Own, J., Geibel, J. P. 3D bioprinting using hydrogels: Cell inks and tissue engineering applications. Pharmaceutics. 14 (12), 2596(2022).
  14. Ino, K., Ito, A., Honda, H. Cell patterning using magnetite nanoparticles and magnetic force. Biotechnol Bioeng. 97 (5), 1309-1317 (2007).
  15. Okochi, M., Matsumura, T., Honda, H. Magnetic force-based cell patterning for evaluation of the effect of stromal fibroblasts on invasive capacity in 3d cultures. Biosens Bioelectron. 42, 300-307 (2013).
  16. Mishriki, S., et al. Rapid magnetic 3D printing of cellular structures with mcf-7 cell inks. Research (Wash D C). 2019, 9854593(2019).
  17. Ozturk-Oncel, M. O., Leal-Martinez, B. H., Monteiro, R. F., Gomes, M. E., Domingues, R. M. A. A dive into the bath: Embedded 3D bioprinting of freeform in vitro models. Biomater Sci. 11, 5462-5473 (2023).
  18. Sahni, G., Yuan, J., Toh, Y. C. Stencil micropatterning of human pluripotent stem cells for probing spatial organization of differentiation fates. J Vis Exp. 112, e54097(2016).
  19. Joddar, B., et al. Engineering approaches for cardiac organoid formation and their characterization. Transl Res. 250, 46-67 (2022).

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

重印与许可

探索更多文章

顺磁性试剂微流控装置细胞分布磁铁组Gd-DTPA共培养图案化细胞迁移类器官组装
利用磁性-阿基米德策略进行细胞图案化
联系我们
向图书馆推荐

隐私政策

使用条款

政策

版权所有 © 2026 MyJoVE Corporation。保留所有权利。