该方案概述了一种可行、可靠且可重复的小鼠左肺门阻断方法，可用于研究小鼠模型中的肺缺血-再灌注损伤。
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摘要
摘要
肺移植过程中的缺血再灌注损伤（IRI）是导致移植后并发症（包括原发性移植物功能障碍、急性和慢性排斥反应以及死亡）的主要危险因素。为了研究IRI的机制，已建立了一种可靠且可重复的小鼠左侧肺门夹闭模型。该模型涉及对麻醉并行气管插管的小鼠实施外科手术，进行左侧开胸术，随后仔细游离肺组织并解剖左侧肺门结构。肺门夹闭通过使用活结对肺门进行可逆性缝线结扎来实现，从而阻断动脉流入、静脉流出以及经左主支气管的气流。再灌注则通过小心拆除缝线完成。本实验室在当前研究中采用30分钟缺血和1小时再灌注的实验方案，但具体时间可根据不同的实验需求进行调整。在处死动物前，可先夹闭右侧肺门4分钟，随后从左心室采集动脉血气样本，以确保所测得的PaO2值仅反映受损左肺的功能状态。我们还描述了一种利用流式细胞术检测细胞外渗的方法：在处死前，经静脉注射针对目标细胞类型的荧光染料标记特异性抗体。随后可获取左肺组织用于流式细胞分析，或进行冷冻、固定、石蜡包埋免疫组织化学以及定量聚合酶链式反应检测。该肺门夹闭技术可 用于深入研究IRI背后的细胞与分子机制。代表性结果表明，在肺门夹闭后，左肺氧合能力下降，并出现肺损伤的组织学证据。该技术易于掌握，无论操作人员是否具备显微外科经验均可学习和重复，能够获得可靠且一致的结果，因而可作为研究肺IRI的一种广泛适用的模型。
引言
器官移植过程中的缺血-再灌注损伤（IRI）是导致移植物原发性功能障碍及后续排斥反应的重要危险因素1,2。在移植过程中，热缺血时间定义为从供体主动脉夹闭至开始冷灌注的时间段，以及从器官从冰中取出至器官植入的时间段；冷保存时间则定义为从冷灌注开始至器官从冰中取出的时间段3。相较于冷缺血，热缺血对器官后期功能的损害更为严重4,5,6，其潜在机制有待在临床前模型中进一步研究。此外，心脏死亡后捐献（DCD）的器官移植所经历的热缺血时间通常长于传统的脑死亡后捐献（DBD）7。尽管使用DCD供体可扩大供体来源并提高肺器官的利用率，但仍需开展更多的临床前研究，以评估热缺血对移植后肺功能的影响。下文将介绍一种通过夹闭小鼠左侧肺门实现热缺血-再灌注损伤的动物模型。
近年来已开发并改进了多种肺门阻断的动物模型，可能采用无创性微血管夹8,9,10,11,12,13、Rumel 止血带14,15或缝线结扎16作为肺门夹闭工具。肺门夹闭的关键在于其必须可逆，并对肺门结构造成最小甚至无损伤，以实现再灌注。本文中，我们描述了一种在小鼠中应用的肺门夹闭技术，该技术通过滑结实现左肺门的可逆性缝线结扎。该方法可阻断肺动脉血流进入、静脉血流出以及主支气管的通气。相较于血管夹、夹子或止血带，使用滑结的主要优势在于可在长时间缺血期间关闭胸腔，从而最大限度减少小鼠不显性液体和热量的丢失。我们同时提供了一套可靠的动脉血气（ABG）检测方案，以及肺门夹闭后细胞外渗的测量方法。
这种门控夹闭技术在肺移植的广泛研究中具有重要地位。与原位肺移植的小动物模型相比，门控夹闭技术可以在不增加手术吻合创伤或同种异体反应的情况下，单独分离出缺血-再灌注损伤（IRI）的影响17。此外，门控夹闭技术比小鼠肺移植模型更容易掌握，且学习过程更快。事实上，在过去十年中，利用门控夹闭技术已鉴定出多个在IRI发病机制中起关键作用的分子机制，例如TLR4、NADPH氧化酶以及腺苷A2A受体14,18,19,20。在以下实验方案中，我们介绍了一种可靠、可教学且可重复的门控夹闭方法，作为研究肺IRI的工具。
方案
所有研究均经华盛顿大学医学院机构动物护理和使用委员会批准。动物护理符合《实验动物护理和使用指南》第8版的要求。th 版本21 由美国国家科学院制定并由美国国立卫生研究院出版的《实验动物护理准则》，以及由美国医学研究学会制定的《实验动物护理原则》。
1. 麻醉与插管
- 选择一只体重至少为 25 g 的小鼠。由于声带之间的开口较大，这将有助于更顺利地进行气管插管。
- 通过腹腔注射给予小鼠氯胺酮（剂量为 100 mg/kg 体重）和赛拉嗪（剂量为 10 mg/kg 体重）的混合物。该混合物应装入带有½英寸29G针头的½ cc注射器中。等待约5分钟使氯胺酮起效——小鼠应无自发运动，且对脚趾夹捏无反应，以确认麻醉深度足够。
- 在手术前皮下注射布托啡诺（剂量为 0.05 mg/kg 体重），以提供额外的镇痛作用。
- 在两只眼睛上涂抹非药物性眼膏，以防止手术期间角膜干燥。
- 使用剪毛器剃除小鼠左侧胸部和背部的毛发（见图1A）；若计划进行剖腹手术，则剃毛范围应延伸至腹部（见步骤5.3）。
- 待小鼠麻醉后，在显微镜下、置于约37 °C的加热垫上进行气管插管，并继续后续操作（以维持小鼠正常体温）。
- 在清晰观察到声带后，将自制的导引器（见补充图1）插入1英寸20G套管针（作为气管导管，ETT），导引器末端应带有弯曲。将导引器尖端引导至声带之间并穿过声带，随后带入ETT。
注意：必须观察到ETT通过声带，以避免误插入食管。插管过程中应注意避免损伤声带（即插管尝试次数应限制在5次以内，若遇到阻力则不应继续推进ETT）。 - 插入ETT后，撤出导引器，并将ETT连接至小型动物呼吸机。观察胸部是否对称起伏，以确认气管插管位置正确。呼吸机参数设置应为：呼吸频率100–105次/分钟，吸入氧浓度100%。潮气量为0.35 mL，呼气末正压为1 cm H2O。
注意：应确保胸部而非腹部起伏，因为误将导管插入食管若未及时纠正，将导致动物死亡。 - 确认导管位置正确后，使用一条5 cm长、1英寸宽的丝质胶带围绕小鼠鼻部固定ETT，确保 胶带与ETT及鼻部充分贴合，防止ETT滑出口腔（见图1B-C）。
- 为在整个手术过程中维持足够的麻醉深度，应在氧气气路中持续给予1%–1.5%的异氟烷。
2. 开胸术
- 将小鼠置于右侧卧位，前肢用胶带固定于左上角，右后肢固定于左下角，左后肢固定于右下角（参见 图 2G 用于固定）。
- 用聚维酮碘对左侧胸部皮肤进行消毒，至少重复3次交替使用聚维酮碘和70%酒精。
- 在第4处做切口th 从腋前线至腋后线，沿肋间隙用剪刀切开覆盖的皮肤（参见 图2A）。4th 肋间隙位于腋中线腋窝下方约1厘米处。
- 为减少失血，使用手持电凝笔凝固皮下和肌肉层中可见的血管。
- 沿皮肤切口方向用剪刀锐性分离背阔肌和前锯肌（参见 图2B).
- 使用精细的弯镊，小心地抬起 4th 肋骨（注意不要损伤下方的肺组织），用精细剪刀在第5肋稍上方做一个针尖大小的剪切th 肋骨以进入第4个th 肋间隙（参见 图 2C）。在第5肋间上方进行开胸术th 肋骨，而非第4肋骨以下th 肋骨，以避免损伤肋间神经血管束。
- 一旦胸膜腔负压丧失且肺组织回缩离开胸壁，沿第4肋间切口向前及向后扩大开胸切口th 第5肋间隙上方的肋间空间th 肋（参见 图 2D-切口的全长应足够暴露整个肺脏，通常约为 ~1 cm。
注意：如果开胸切口向前延伸过度，可能导致胸内动脉出血——一旦发生，应立即电凝止血，以避免大量失血。 - 使用两个肋骨牵开器撑开肋间隙，以形成至少1 cm的操作窗口2 以实现充分可视化（参见 图 2F- G).
3. 肺门钳的应用
- 使用双头棉签，通过将左肺向上抬起，钝性分离透明的肺下韧带，从而游离左肺（见图3A-B）。
注意：若此操作易导致肺组织撕裂，可改用精细剪刀锐性切断肺下韧带。 - 将肺向前翻转，以暴露左侧肺门后部。剪取一段约10 cm长的6-0丝线，将其中点置于肺门后方（见图3C）。
- 随后，将左肺向后翻转，覆盖于丝线上，并将丝线两端向前牵拉（见图3D）。
- 利用丝线的两个自由端（A和B），使用镊子和弯蚊式钳打一个可逆的滑结。详见步骤3.4.1和3.4.2的详细说明。打结后即开始计算热缺血时间。打结后，左肺应不再随呼吸机通气而膨胀，颜色变为苍白，提示灌注已停止。
注意：应确保滑结位于肺门中央，避免无意中将左心房（中央）或肺实质（外侧）一并结扎（见图3F）。- 用优势手持钳，非优势手持镊，用镊子夹住A端，将A的中点绕闭合的钳子缠绕一圈（见图3E）。
- 用钳子夹住B的中点，双手同时牵拉以收紧滑结。注意不要让B端完全穿过结扣，否则将导致结不可逆。打结完成后，B端应从结中引出一个线环，而A端应保持平直（见图3F）。通过牵拉B端即可松开结。
- 通过手动阻断气管插管至呼吸机的出气管路，确认支气管是否充分闭塞，此时左肺应不再膨胀（见图3G）。由于肺动脉和静脉比软骨性支气管更易塌陷，因此支气管闭塞通常可同时实现血管闭塞。
- 肺门夹闭后，使用6-0尼龙缝线以单纯间断缝合法关闭皮肤切口，以减少热缺血期间的不显性液体丢失。
4. 解除门钳夹闭
- 在所需的热缺血时间结束后，轻轻牵拉丝线结的短端自由端（B）以松开活结 图3F 并执行步骤3.4。松开活结时开始计算再灌注时间。
注意：松开结扎后，可通过再次手动阻塞气管插管（ETT）的呼气端来确认肺通气情况，此时应观察到左肺膨胀。肺膨胀同样提示灌注的存在，但也可通过肺组织转为粉红色来进一步确认（参见 图 4A). - 在再灌注期间，分三层关闭胸腔以尽量减少不显性丢失。首先，关闭第4层th 用6-0尼龙缝线在肋间隙单针缝合，一针位于第4肋上方稍高处th 肋骨及第六肋骨上方约一咬合处th 肋（参见 图4B- C）。在肺部充分膨胀时打结，以最大程度降低医源性气胸的风险（参见 图 4D-).
- 接下来，使用6-0尼龙缝线以连续缝合法关闭肌层。
- 最后，使用6-0尼龙缝线以单纯间断缝合法关闭皮肤切口（参见 图4F避免在皮肤上使用连续缝合，以防清醒的动物抓挠切口，导致伤口完全裂开。
- 从此处开始，可在达到预期的再灌注时间后直接收获肺脏。若需进行动脉血气（ABG）评估，请参见步骤5。若在处死前需追加静脉注射，请参见步骤6。本手术为终末性手术。
- 如果再灌注时间计划超过数小时，应关闭异氟烷以使小鼠从麻醉状态中苏醒并拔管。拔管指征包括足垫夹捏时出现肢体抽动、自主呼吸及自发运动。小鼠从氯胺酮与异氟烷复合麻醉中苏醒通常需要30–45分钟。本实验为存活手术。
- 为生存手术，皮下注射1 mL温热生理盐水，以补偿手术导致的体液流失。术前皮下注射布托啡诺（剂量0.05–0.1 mg/kg体重）以控制疼痛。每4–6小时重复麻醉一次 术后至少3天。可考虑沿切口进行布比卡因阻滞以加强镇痛效果。
5. 动脉血气评估
注意：如果需要进行动脉血气（ABG）测量，最好通过左心室动脉血抽吸获得。为了确保ABG仅反映左肺功能，应在夹闭右侧肺门约4分钟后获取此动脉血22,23，在此期间仅左肺进行氧合和通气。
- 若小鼠在肝门夹闭后已从麻醉中苏醒，请按照步骤1重新麻醉并进行气管插管。
- 在预定的再灌注时间结束前约15-20分钟，将小鼠仰卧位固定，用胶带固定四肢。
注意：应在再灌注结束前预留充足时间完成以下操作。开腹和开胸的具体时机取决于手术者及其经验水平。 - 沿腹中线从耻骨联合至剑突行正中剖腹切口，先用剪刀切开皮肤，再沿腹白线切开腹壁（见图5A-B）。
- 在剑突处将切口向左右两侧延伸至前腋线，沿最下缘肋骨的弧度进行（见图5C）。
- 从腹腔开始，在中线处切开前部膈肌以进入胸腔，注意不要过深，以免损伤心脏（见图5D-E）。然后，沿最下缘肋骨将前部膈肌切口向左右两侧延伸至前腋线（见图5D中的白色虚线）。
- 沿前腋线向上朝腋窝方向剪断双侧肋骨，形成蛤壳式开胸切口。随后将前胸壁（胸骨及双侧前肋）向上翻起，以充分暴露心脏和双侧肺组织（见图5F中的白色虚线）。
- 使用血管钳夹住已向上翻起的前胸壁以协助牵拉。用弯头蚊式钳在中线处向下牵拉膈肌，以改善胸腔视野（见图5F）。
- 为完全游离右肺（共4个肺叶），将延伸至中线左侧胸腔的副叶复位回右侧胸腔（见图5G-H）。该肺叶有一细韧带连接于左侧胸腔，可用棉签钝性分离或剪刀锐性切断。
注意：此副叶位于下腔静脉（IVC）后方并跨越中线，操作时需小心避免损伤下腔静脉。 - 待所有肺叶复位至右侧胸腔后，将整个右肺向前翻起，并在右肺门后方放置另一根6-0丝线结扎线（剪成约10 cm长）。然后将右肺复位回胸腔，覆盖于该结扎线之上。
- 采用与步骤3.4相同的技术，在右肺门处打另一个滑结，确保包绕右肺全部四个肺叶。此右肺门夹闭操作应安排在再灌注结束前约4分钟进行。
- 用约200 µL浓度为1000单位/mL的肝素涂抹一支1 cc结核菌素注射器上的½英寸31G针头。具体操作为：抽取该体积肝素后反复抽拉活塞3-4次，使肝素充分涂布注射器内壁。此步骤旨在最大限度降低血液样本从手术台转运至血气分析仪过程中发生凝血的风险。
- 在右肺门夹闭4分钟后，使用肝素化注射器从左心室抽取动脉血（见图5I）。注意避免穿刺室间隔，防止误吸右心室静脉血。右心室血液颜色较暗，左心室血液颜色较亮，两者有明显区别（见图5I 插图）。进针方向应朝向左侧颈部。可能需要多次穿刺才能获得足够的血量用于血气分析（约150 µL）。
注意：在右肺门夹闭的4分钟内，小鼠可能出现临终前呼吸，提示即将死亡。一旦出现此情况，应在心脏停搏前迅速完成动脉血抽取。无法从无搏动的心脏中抽吸血液。 - 将动脉血样本送血气分析仪检测，获取氧饱和度、氧分压、二氧化碳分压等指标。在完成血气分析采样和/或抗体处理后（见步骤6），对小鼠实施安乐死。
6. 用于测量细胞外渗的静脉内抗体注射
注意：该技术可用于检测细胞外渗，方法是在处死动物前通过下腔静脉（IVC）静脉注射荧光染料标记的抗体，随后进行流式细胞术分析，具体方法如先前文献所述18。简言之，可利用中性粒细胞特异性抗Ly6G抗体区分血管内中性粒细胞与间质中性粒细胞。在处死前5分钟，经静脉注射异硫氰酸荧光素标记（FITC标记）的抗Ly6G抗体（克隆号1A8），以标记循环中的血管内中性粒细胞。所用FITC-Ly6G抗体的浓度为100 ng，溶于200 µL磷酸盐缓冲液中。随后，将左肺组织制备成单细胞悬液用于流式细胞术分析，并使用别藻蓝蛋白标记（APC标记）的抗Ly6G抗体（克隆号1A8）对所有中性粒细胞进行染色。因此，APC-Ly6G+FITC-Ly6G+的中性粒细胞为血管内细胞，而APC-Ly6G+FITC-Ly6G-的中性粒细胞则为血管外或间质中性粒细胞。该技术亦可适用于其他细胞类型，例如使用抗Ly6C抗体检测单核细胞，或使用抗CD19抗体检测B细胞。
- 将所需抗体加入带有5/16英寸31G针头的3/10 cc注射器中，注意尽量减少注射器内的气泡。在步骤6.5中用于经静脉注射至下腔静脉（IVC）。
- 按照步骤5.3–5.4进行剖腹手术。
- 剖腹术后，使用两个尖头棉签钝性进行右侧内脏中线旋转。在小鼠中，此操作通过将全部肠管移至腹腔左侧实现，从而清晰暴露下腔静脉（IVC）（见图6A）。
- 使用棉签钝性清除覆盖在下腔静脉（IVC）上方的脂肪组织。
- 通过静脉穿刺将抗体溶液注入下腔静脉（IVC）（见图6B）。拔出针头后，立即用棉签对穿刺部位施加轻柔压力，直至止血（通常约2–3分钟）。
- 将脱出的肠管复位回腹腔，覆盖于棉签上方，以持续对下腔静脉（IVC）施加压迫（见图6C）。
- 按照步骤5.5–5.7进行双侧开胸术以采集左肺。在处死和组织采集前，确保抗体至少循环5分钟。在完成动脉血气（ABG）采集和/或抗体处理后，对小鼠实施安乐死。
7. 组织学（H&E）染色
- 将左肺组织经福尔马林固定、石蜡包埋后切成 5 µm 厚切片，用二甲苯脱蜡（两次，每次 10 分钟）。
- 依次用乙醇梯度脱水：100% 乙醇洗涤两次，每次 5 分钟；95% 乙醇洗涤一次，持续 2 分钟；70% 乙醇洗涤一次，持续 2 分钟。然后用去离子水冲洗。
- 用苏木精染色 2–4 分钟，随后用去离子水冲洗 5 分钟或直至水流清澈。苏木精染色的具体时间需根据组织类型和所需的细胞核染色强度进行优化。
- 用分化液洗涤 30 秒以实现染色分化，然后用水洗涤 2 分钟。再用促蓝液洗涤 30 秒，随后用水洗涤 2 分钟。
- 将切片浸入 95% 乙醇中 15 次进行进一步脱水。用伊红染色 1 分钟。
- 用乙醇洗涤两次，每次 2 分钟，再用二甲苯洗涤两次，每次 2 分钟。最后封片并加盖盖玻片。
结果
左侧肺门阻断后，来自左肺的动脉血氧分压（PaO2）约为100 mmHg，显著低于假开胸术后约500 mmHg的水平（图7A，n=6-7）。需要注意的是，假开胸术在B6小鼠中进行，并在右侧肺门阻断4分钟后采集动脉血气，以反映仅由左肺贡献的数值。肺门阻断侧左肺的H&E染色显示气道内有大量浸润的炎性细胞，血管充血并充满红细胞，而未处理的左肺则无上述表现（图7B，n=2）。这些结果表明，缺血-再灌注过程可迅速导致组织损伤和细胞浸润。
如步骤6所述，可在处死小鼠前5分钟通过静脉注射FITC标记的抗Ly6G抗体，随后使用APC-Ly6G抗体对所有中性粒细胞进行标记，从而区分血管内与间质中的中性粒细胞18,24。代表性图谱显示，在结扎左肺门后，约75%的中性粒细胞位于血管内（APC-Ly6G+FITC-Ly6G+），约25%位于间质（APC-Ly6G+FITC-Ly6G-）（图7C，n=4）。这些结果展示了一种可靠评估中性粒细胞外渗的方法，并可根据所使用的抗体拓展至其他细胞类型（例如，使用抗Ly6C抗体标记单核细胞，抗CD19抗体标记B细胞）。该技术适用于缺血-再灌注损伤（IRI）后细胞动态的研究。
图1：小鼠插管。（A）左侧胸部和腹部已剃毛的小鼠。（B）连接至呼吸机管路的气管内插管。（C）确认插管成功后，用胶带将插管沿周向固定于小鼠鼻部。（D）已插管的小鼠，其进气和出气管路分别连接至小型动物呼吸机。请点击此处查看该图的放大版本。
图2左侧开胸术 (A) 在4处做皮肤切口th 肋间隙（ICS）。B肌肉层分为4层th 肋间隙。C在5上方做一个小切口th 肋。D) 向前和向后延长切口4th ICS。E) 在4中显示的肺部th ICS。F-G放置肋骨牵开器。 请点击此处以查看此图的放大版本。
图3：左侧肺门夹闭。（A）使用棉签游离左侧肺。（B）可见下肺韧带（IPL）。（C）将左侧肺向前翻转，于肺门后方放置丝线结扎。（D）将左侧肺向后翻转并覆盖于丝线上，暴露肺门前部。（E）在左侧肺门处用器械打滑结。（F）肺门上的滑结。（G）手动阻断流出道后，左侧肺不膨胀，表明肺门夹闭成功。请点击此处查看该图的放大版本。
图4松开左侧肺门钳并关闭左侧胸腔。 (A滑结松开后，左肺重新膨胀。B) 在第4肋骨上方一针缝合肋间闭合th 肋骨和（C) 6 以上轻轻咬合一次th 肋。D-E胸部在吸气末以单针缝合关闭。F) 用间断缝合关闭皮肤（肌肉层用连续缝合关闭后）。 请点击此处以查看此图的放大版本。
图 5：剖腹术、双侧蛤壳式胸廓切开术及动脉采血。（A）将小鼠调整为仰卧位。（B）在腹部正中线处做皮肤切口。（C）从剑突至耻骨行剖腹术，切口沿最下缘肋骨向左、右两侧延伸。（D-E）切开膈肌以进入胸腔，膈肌切口沿最下缘肋骨向左、右两侧延伸（虚线）。（F）沿前腋线（虚线）向胸部顶点做双侧蛤壳式胸廓切开术。（G）右肺副叶延伸至左胸，位于下腔静脉后方。（H）将副叶游离并复位至右胸腔。（I）从左心室抽取动脉血（插图：左右心室血液颜色差异）。请点击此处查看该图的放大版本。
图6：下腔静脉静脉注射。（A）向右内侧翻转内脏以暴露下腔静脉（IVC）。（B）向下腔静脉（IVC）注射溶液。（C）对下腔静脉（IVC）施加压力以实现止血。请点击此处查看该图的放大版本。
图7左肺门夹闭后肺氧合、组织学及中性粒细胞外渗的代表性结果 (A假性开胸术与肺门夹闭术处理的C57BL/6小鼠动脉血氧分压比较。数据以均值±标准误表示，n=6-7。 p 由 Mann-Whitney 计算得出的数值 U 测试。**p <0.01. (B) H&C57BL/6小鼠经假开胸术与肺门夹闭术后，对福尔马林固定、石蜡包埋的肺组织切片进行苏木精-伊红（H&E）染色。比例尺代表 250 µm. (C) 血管内（APC-Ly6G）分布的代表性图像+FITC-Ly6G+）与血管外（APC-Ly6G+FITC-Ly6G-C57BL/6小鼠经门静脉夹闭后Ly6G+中性粒细胞的变化 请点击此处以查看此图的放大版本。
补充图1：气管插管引导器。请点击此处下载该文件。
讨论
我们介绍一种肺门钳夹技术，该技术通过在左侧肺门处打一个活结，阻断肺动脉、静脉和支气管，从而诱导温缺血，随后进行再灌注。肺门钳夹后，可获取左肺用于多种实验技术，如组织学、流式细胞术、批量或单细胞测序以及定量聚合酶链式反应。此外，血液和脾脏可用于研究全身效应，而未发生缺血的右肺则可作为内部对照。在本方案中，我们还详细描述了获取动脉血气（ABG）测量值和/或确定细胞外渗的方法。
小鼠门钳夹技术对于研究肺缺血-再灌注损伤（IRI）以及更广泛的肺移植领域至关重要。例如，利用这一门钳夹模型，我们课题组发现脾脏来源的CCR2+经典单核细胞介导了中性粒细胞在IRI后向肺组织的外渗18。另一研究团队利用门钳夹模型证明，Ⅱ型肺泡上皮细胞以NADPH氧化酶-IL-17-TNFα依赖的方式产生CXCL1（一种中性粒细胞趋化因子）19。此外，在小鼠门钳夹模型中发现TLR4在肺水肿形成过程中发挥重要作用20。
尽管原位小鼠肺移植在临床上更具适用性，并可模拟热缺血和冷缺血，但它同时会因血管和支气管吻合引入手术创伤，并因供体与受体之间的不匹配而产生同种异体刺激。因此，门钳技术的主要优势在于能够将肺缺血-再灌注损伤（IRI）的效应与其他这些因素分离开来。此外，对于经验不足的小鼠显微外科操作者而言，门钳操作 在技术上要求较低，相较于肺移植更容易掌握。门钳模型的一个局限性在于难以实现冷缺血。原位冷缺血已在猪模型中通过左肺动脉顺行灌注实现25，但由于小鼠体型更小且手术期间需要维持正常体温，该操作在小鼠中具有更大挑战性。然而，孤立性热缺血的研究仍然十分重要，因为与冷缺血相比，热缺血通常对器官功能的损害更为严重4,5,6。此外，越来越多的移植中心正在采用心脏死亡后捐献（DCD）肺移植，这类移植所伴随的热缺血时间远长于传统的脑死亡捐献（DBD）肺移植7。因此，对热缺血期间及其后续再灌注阶段事件的深入研究至关重要，而该门钳模型可有效实现这一研究目标。
在过去几十年中，门钳技术已发展出多种变体。这些变体包括使用无创微血管钳8,9,10,11,12,13、Rumel 止血带14,15，以及在门部使用带滑结的结扎线16。本文描述了我们在小鼠中对滑结技术的改良应用。该技术相较于其他门钳技术的主要优势在于，可在缺血期间关闭胸腔，从而最大限度地减少不显性液体丢失，尤其适用于缺血时间较长的实验方案。而当使用钳夹或止血带置于门部时，无法实现胸腔的关闭。
在动物选择方面，我们选择小鼠而非大鼠或大型动物（如猪）来建立该模型。原因有两点：首先，我们的实验室在小鼠显微外科手术及原位小鼠肺移植方面具有丰富的经验17；其次，尽管小鼠比大鼠体型更小、手术操作技术难度更高，但目前 commercially available 的转基因小鼠品系数量远多于大鼠品系26,27。此外，小鼠繁殖速度更快，有利于新品系的快速培育，这在研究缺血-再灌注损伤（IRI）的免疫机制时尤为有利。基于上述原因，我们选择在小鼠中建立该技术。
据我们所知，这是首篇采用套索法对小鼠进行左肺门夹闭技术的视频文章。Saito 等人曾发表过一篇视频文章，展示了使用微血管夹对大鼠进行肺门夹闭的技术22。在小鼠模型中，Liao 等人报道了一种通过套索法夹闭肺动脉（PA）建立肺缺血-再灌注损伤（IRI）模型的方法，但在该模型中支气管未被夹闭，肺仍保持通气状态28。肺动脉夹闭技术已被用于研究肺栓塞29、肺动脉高压和/或右心室功能衰竭30,31。由于本研究关注的是肺移植中的肺缺血-再灌注损伤，因此我们选择夹闭整个肺门结构（包括支气管），以在缺血损伤基础上最大程度减少气压伤的发生。
值得注意的是，选择30分钟的热缺血后接1小时的再灌注，是因为我们关注的是缺血-再灌注损伤（IRI）后极早期肺部浸润细胞的动态变化。例如，已有研究报道，在仅30分钟缺血后接2小时再灌注后，细胞保护基因（如血红素加氧酶1）即出现上调13。以往认为中性粒细胞是IRI后浸润肺组织的主要细胞类型32，但我们已证明单核细胞早于中性粒细胞到达肺部18,24。最近，我们进一步发现B细胞甚至早于单核细胞，在再灌注后1小时内即进入肺组织（未发表数据）。在应用该技术时，可根据具体的研究问题和假设调整热缺血和再灌注的持续时间。由于在该阶段可关闭胸腔，因此可在不担心过度液体和热量丢失的情况下实现更长时间的热缺血。
围手术期可能发生多种并发症，其最终共同结果为围手术期死亡。我们观察到，随着外科医生反复操作该技术，术中动物死亡的发生率逐渐降低。我们估计，外科医生需要至少2个月的练习和/或完成至少20例手术，才能达到技术熟练的稳定水平。在此阶段，我们估计术中死亡率约为每50例中发生1例。麻醉小鼠的死亡通常以濒死呼吸为先兆，表现为膈肌和胸壁肌肉的强烈收缩。一旦出现此类濒死呼吸，若不进行干预，动物将在3至5分钟内死亡。导致术中死亡的原因有多种，其中许多是可以识别并预防的。下文将重点介绍该手术的关键步骤以及为确保成功结果而采取的故障排除技术。
插管
首要的关键步骤是仔细进行插管并妥善固定气道，以防止意外脱管。在存活手术中，尤其需要确保初次插管时声带不受损伤，因为小鼠在拔管后若声带受损将无法正常呼吸。气管导管（ETT）通过声门时，应在显微镜直视下推进。若插管过程中遇到阻力，不应盲目推进导管。使用蚊式钳保持口咽部开放时，应注意避免刺破口腔黏膜，以免出血影响气道视野。插管尝试次数应限制在五次以内。
意外脱管
在操作过程中，如果发现肺部未正常膨胀，则可能发生了气管导管（ETT）移位。另一种未被及时发现的意外脱管表现是小鼠突然出现临终前的喘息样呼吸。初次插管后，应使用丝线胶带围绕鼻部妥善固定气管导管，尽量避免调整小鼠的颈部和躯干。如果左右两侧肺均未膨胀，可能是气管导管已完全脱离气管。此时可尝试将导管重新推进，但若无效，则需尽快重新进行插管，以避免动物过早死亡。如果仅有一侧肺膨胀而预期应为双侧膨胀，则可能是导管插入过深，应小心地将导管稍许回撤并重新固定。
肺的游离
应使用棉签轻轻按压肺实质进行左肺游离，因为压迫性损伤可能损害肺泡并降低肺的顺应性。不应使用镊子或钳子抓取肺组织，以免损伤肺实质。
肺门钳的应用
应在直视下放置左肺门钳，注意不要将结扎结打得过于靠中央（以免夹住左心房）或过于靠外周（以免夹住任何肺实质）。若肺门钳夹到左心房，可能引发心房颤动并继而导致 死亡。可通过充分牵开肋骨以扩大视野，从而改善肺门结构的可视化。在收紧滑结后，可通过实施一次通气复张操作来确认钳夹是否完全闭塞——手动阻断连接气管插管（ETT）与呼吸机的出气管路，并确认左肺在正压通气下不发生膨胀。由于肺动脉和静脉比软骨性支气管更容易塌陷，因此在确认支气管闭塞后，可推定血管也已闭塞。此外，肺门钳结扎时不应施加过大张力，否则会压碎左主支气管的软骨部分，导致在松开肺门钳后左肺无法重新膨胀。一旦松开肺门钳，必须通过再次进行通气复张操作，检查肺是否仍能正常通气。
胸部关闭
关闭胸腔时，4th 和 5th 在肺部处于最大吸气末时，应将肋骨合拢。这将最大限度地减少胸膜腔内残留的空气量，否则在肋骨闭合后可能导致气胸。肌肉层和皮肤应以密闭方式缝合，以防止张力性气胸的发生。
获取动脉血气
最后，在获取动脉血气（ABG）时，首先夹闭右侧肺门非常重要，以确保ABG测量结果仅反映左肺功能22,23。如果不夹闭右侧肺门，正常通气的右肺将充分代偿受损的缺血性左肺，导致ABG测量结果看似正常。
总之，我们上述描述的门钳技术是研究肺移植的有力工具，尤其重要的是，该技术能够在不引入同种异体性、手术吻合相关创伤或冷缺血保存的情况下，独立研究温缺血再灌注损伤（warm IRI）。值得注意的是，这种门钳技术易于教学、可广泛推广，并能够获得可靠且可重复的实验结果。
披露
作者无相关披露信息。
致谢
本工作未从公共、商业或非营利机构的任何资助机构获得特定资助。
材料
| 姓名 | 公司 | 目录编号 | 评论 |
|---|---|---|---|
| 药物 | |||
| 10% 聚维酮碘溶液 | Aplicare | NDC 52380-0126-2 | 用作消毒剂 |
| 布托啡诺 1.3 mg/mL | Fidelis Animal Health | NDC 86084-100-30 | 用于疼痛控制 |
| 卡洛芬 | Cronus Pharma | NDC 69043-027-18 | 用于疼痛控制 |
| 肝素 1000 单位/mL | Sagent | NDC 25021-404-01 | 用于获取动脉血 |
| 异氟烷 1%-1.5% | Sigma Aldrich | 26675-46-7 | 用于麻醉 |
| 盐酸氯胺酮 100 mg/mL | Vedco | NDC 50989-996-06 | 用于麻醉 |
| Puralube Vet 眼膏 | Medi-Vet.com | 11897 | 用于防止角膜干燥 |
| 赛拉嗪 20 mg/mL | Akorn | NDC 59399-110-20 | 用于疼痛控制 |
| 工具与仪器 | |||
| Argent 高温精细尖电凝笔 | McKesson | 231 | 用于凝固血管 |
| 弯蚊式钳 | Fine Science Tools | 13009-12 | 用于手术操作 |
| 精细弯镊 | Fine Science Tools | 11274-20 | 用于手术操作 |
| 精细剪刀 | Fine Science Tools | 15040-11 | 用于手术操作 |
| 气管插管固定钳装置 | Fine Science Tools | 18374-44, 18144-30 | 用于在插管期间通过舌头垂直固定小鼠。见补充图1A。 |
| 磁性肋骨牵开器 | Fine Science Tools | 18200-01, 18200-10 | 用于开胸术中的牵拉。磁性固定器与牵开器应通过下方的微乳胶管连接。 |
| 光学级无护套塑料光纤，500μm | Edmund Optics | 02-532 | 用于制作气管导管的导入器。见补充图1B。该光纤取1.5英寸长度，一端应粘贴一小段丝带胶布，即可作为气管导管的导入器使用。导入器末端应略微弯曲。 |
| Power Pro Ultra 电动剃毛器 | Oster | 078400-020-001 | 用于剃除毛发 |
| 剪刀 | Fine Science Tools | 14370-22 | 用于手术操作 |
| 小型动物加热垫 | K&H Pet Products | Thermo-Peep Heated Pad | 用于维持正常体温 |
| 小型动物呼吸机 | Harvard Apparatus | 55-0000 | 用于通气（潮气量 0.35 cc，呼气末正压 1 cm H2O，呼吸频率 100-105 次/分钟，吸入氧浓度 100%） |
| Spearit 微型乳胶橡胶管（外径 1/8 英寸，内径 1/16 英寸） | Amazon.com | https://www.amazon.com/Rubber-Tubing-CONTINUOUS-Select-Length/dp/B00H4MT7V0?th=1 | 用于开胸术中的牵拉 |
| Stat Profile Prime 危重症血气分析仪 | Nova Biomedical | https://novabiomedical.com/prime-plus-critical-care-blood-gas-analyzer/index.php?gad=1&gclid=Cj0KCQjwmICoBhDx ARIsABXkXlInZX--R3ezBkc304nS_GVGI9Z2T3Esr33 2aM8WGPiUVhicPQZ Wj2AaAqhDEALw_wcB | 用于开胸术中的牵拉 |
| 直钳 | Fine Science Tools | 13008-12 | 用于手术操作 |
| 直镊 | Fine Science Tools | 91113-10 | 用于手术操作 |
| 手术显微镜 | Wild Heerbrugg | 已停产 | 用于插管和手术操作；建议更换为 Leica 手术显微镜 |
| 耗材 | |||
| ½ cc 注射器配 ½ 英寸 29G 针头 | McKesson | 942665 | 用于腹腔注射氯胺酮/赛拉嗪 |
| 1 cc 结核菌素注射器配 ½ 英寸 31G 针头 | McKesson | 16-SNT1C2705 | 用于从左心室抽吸动脉血 |
| 1 英寸 20G 静脉导管 | Terumo | SROX2025CA | 用作气管导管（ETT） |
| 1 英寸丝带胶布 | Durapore | 3M ID 7100057168 | 用于将气管导管固定于鼻部及固定四肢 |
| 3/10 cc 注射器配 5/16 英寸 31G 针头 | McKesson | 102-SN310C31516P | 用于向下腔静脉注射抗体 |
| 带 P-10 针头的 6-0 单股缝线 | McKesson | S697GX | 用于关闭开胸切口、肌肉层及皮肤 |
| 6-0 丝线结扎线 | Surgical Specialties Look | SP102 | 用于制作支气管钳的滑结 |
| 尖头棉签 | Solon | 56225 | 用于操作肺组织及钝性分离 |
参考文献
- Bharat, A., et al. Immunological link between primary graft dysfunction and chronic lung allograft rejection. Ann Thorac Surg. 86 (1), 189-195 (2008).
- Daud, S. A. Impact of immediate primary lung allograft dysfunction on bronchiolitis obliterans syndrome. Am J Respir Crit Care Med. 175 (5), 507-513 (2007).
- Halazun, K. J., Al-Mukhtar, A., Aldouri, A., Willis, S., Ahmad, N. Warm ischemia in transplantation: search for a consensus definition. Transplant Proc. 39 (5), 1329-1331 (2007).
- Warnecke, G., et al. Warm or cold ischemia in animal models of lung ischemia-reperfusion injury: is there a difference . Thorac Cardiovasc Surg. 52 (3), 174-179 (2004).
- Hasenauer, A., et al. Effects of cold or warm ischemia and ex-vivo lung perfusion on the release of damage associated molecular patterns and inflammatory cytokines in experimental lung transplantation. J Heart Lung Transplant. 40 (9), 905-916 (2021).
- Iskender, I., et al. Effects of warm versus cold ischemic donor lung preservation on the underlying mechanisms of injuries during ischemia and reperfusion. Transplantation. 102 (5), 760-768 (2018).
- Santos, P., Teixeira, P. J. Z., Moraes Neto, D. M., Cypel, M. Donation after circulatory death and lung transplantation. J Bras Pneumol. 48 (2), e20210369(2022).
- Moskowitzova, K., et al. Mitochondrial transplantation enhances murine lung viability and recovery after ischemia-reperfusion injury. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 318 (1), L78-L88 (2020).
- Nakata, K., et al. Functional blockage of S100A8/A9 ameliorates ischemia-reperfusion injury in the lung. Bioengineering (Basel). 9 (11), 673(2022).
- Nakata, K., et al. Protective effects of anti-HMGB1 monoclonal antibody on lung ischemia reperfusion injury in mice. Biochem Biophys Res Commun. 573, 164-170 (2021).
- Wang, Q., Li, Y., Wu, C., Wang, T., Wu, M. Aquaporin-1 inhibition exacerbates ischemia-reperfusion-induced lung injury in mouse. Am J Med Sci. 365 (1), 84-92 (2023).
- Gielis, J. F., et al. A murine model of lung ischemia and reperfusion injury: tricks of the trade. J Surg Res. 194 (2), 659-666 (2015).
- Zhang, X., et al. Mitogen-activated protein kinases regulate HO-1 gene transcription after ischemia-reperfusion lung injury. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 283 (4), L815-L829 (2002).
- Sharma, A. K., et al. Adenosine A2A receptor activation on CD4+ T lymphocytes and neutrophils attenuates lung ischemia-reperfusion injury. J Thorac Cardiovasc Surg. 139 (2), 474-482 (2010).
- Yang, Z., Sharma, A. K., Linden, J., Kron, I. L., Laubach, V. E. CD4+ T lymphocytes mediate acute pulmonary ischemia-reperfusion injury. J Thorac Cardiovasc Surg. 137 (3), discussion 702 695-702 (2009).
- Sayah, D. M., et al. Neutrophil extracellular traps are pathogenic in primary graft dysfunction after lung transplantation. Am J Respir Crit Care Med. 191 (4), 455-463 (2015).
- Okazaki, M., et al. A mouse model of orthotopic vascularized aerated lung transplantation. Am J Transplant. 6 (7), 1672-1679 (2007).
- Hsiao, H. M. Spleen-derived classical monocytes mediate lung ischemia-reperfusion injury through IL-1beta. J Clin Invest. 128 (7), 2833-2847 (2018).
- Sharma, A. K., Mulloy, D. P., Le, L. T., Laubach, V. E. NADPH oxidase mediates synergistic effects of IL-17 and TNF-alpha on CXCL1 expression by epithelial cells after lung ischemia-reperfusion. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 306 (1), L69-L79 (2014).
- Zanotti, G., et al. Novel critical role of Toll-like receptor 4 in lung ischemia-reperfusion injury and edema. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 297 (297), L52-L63 (2009).
- National Research Council. Guide for the care and use of laboratory animals. , The National Academies Press. Washington, DC. (2011).
- Saito, M., et al. Pirfenidone alleviates lung ischemia-reperfusion injury in a rat model. J Thorac Cardiovasc Surg. 158 (1), 289-296 (2019).
- Tanaka, S., et al. Protective effects of Imatinib on ischemia/reperfusion injury in rat lung. Ann Thorac Surg. 102 (5), 1717-1724 (2016).
- Kreisel, D., et al. In vivo two-photon imaging reveals monocyte-dependent neutrophil extravasation during pulmonary inflammation. Proc Natl Acad Sci U S A. 107 (42), 18073-18078 (2010).
- Koletsis, E., et al. In situ cooling in a lung hilar clamping model of ischemia-reperfusion injury. Exp Biol Med (Maywood). 231 (8), 1410-1420 (2006).
- Hermsen, R., et al. Genomic landscape of rat strain and substrain variation. BMC Genomics. 16 (1), 357(2015).
- Beck, J. A., et al. Genealogies of mouse inbred strains. Nat Genet. 24 (1), 23-25 (2000).
- Liao, W. I., et al. A mouse model of orotracheal intubation and ventilated lung ischemia reperfusion surgery. J Vis Exp. (187), 64383(2022).
- Murata, T., Nakazawa, H., Mori, I., Ohta, Y., Yamabayashi, H. Reperfusion after a two-hour period of pulmonary artery occlusion causes pulmonary necrosis. Am Rev Respir Dis. 146 (4), 1048-1053 (1992).
- Ukita, R., et al. A large animal model for pulmonary hypertension and right ventricular failure: Left pulmonary artery ligation and progressive main pulmonary artery banding in sheep. J Vis Exp. (173), 62694(2021).
- Wang, Q., et al. Induction of right ventricular failure by pulmonary artery constriction and evaluation of right ventricular function in mice. J Vis Exp. (147), 59431(2019).
- Welbourn, C. R., et al. Pathophysiology of ischaemia reperfusion injury: central role of the neutrophil. Br J Surg. 78 (6), 651-655 (1991).
重印与许可
勘误
Formal Correction: Erratum: Murine Left Pulmonary Hilar Clamp Model of Lung Ischemia Reperfusion Injury
Posted by JoVE Editors on 7/09/2024. Citeable Link.
This corrects the article 10.3791/66232
