在大鼠模型中植入种植体是临床研究中一项基本的实验操作。本研究提供了一套完整的手术方案，用于将钛种植体植入患有糖尿病和骨质疏松症的大鼠模型胫骨中。
需要JoVE订阅才能观看此内容。 请登录或开始免费试用
本文内容
摘要
摘要
大鼠长期以来在种植牙科和骨科领域作为有价值的动物模型，尤其适用于研究生物材料与骨组织之间的相互作用。大鼠胫骨常被选用，因其可通过较薄的软组织层（皮肤和肌肉）实现便捷的手术入路，且其内侧面呈扁平状，有利于骨内植入装置的手术置入。此外，该模型可诱导特定疾病状态，模拟多种临床条件，以评估不同种植体条件（如几何形状、表面纹理或生物信号）下的生物学反应。然而，尽管大鼠胫骨具有坚固的皮质骨结构，某些骨内装置仍可能需要在设计和尺寸上进行调整，以实现成功植入。因此，建立标准化的手术方法，以规范植入区域软组织和硬组织的操作，对于确保种植体或螺钉装置的准确放置至关重要，尤其在种植牙科和骨科领域。本研究共纳入80只斯普拉格-多利大鼠，根据所建立的疾病类型分为两组：第1组为骨质疏松模型，第2组为2型糖尿病模型。植入手术分别在术后4周和12周进行，均由同一名外科医生采用一致的手术技术完成。观察到良好的生物学反应，表明所有植入物均实现了完全的骨整合。这些结果验证了该手术方案的成功性，可为其他研究提供可重复的操作范式，并为生物材料领域提供参考基准。值得注意的是，在两种疾病模型中，4周和12周时的骨整合水平均保持稳定，表明种植体具有随时间推移的持久整合能力，并强调早在术后4周即已形成紧密的骨结合。
引言
选择大鼠作为实验对象的常见原因是，与较大的动物模型相比，它们易于繁殖且相对便宜。随着新方法的出现，例如能够可靠地复制某种疾病（如骨质疏松症或糖尿病），这一模型在分析治疗手段的潜在应用，以及疾病对药物和外科器械或手术操作生物学反应影响方面的价值尤为突出1,2。
大鼠的骨量增加主要发生在出生后的前6个月内，尽管一些研究人员认为长骨至少在一年内持续生长，并伴随长度的渐进性增加1。随着年龄增长，骨组织由建模（modeling）向重塑（remodeling）转变，但这种转变在所有骨骼中并非均等发生2。雌性Sprague Dawley大鼠的生长速度较雄性慢，且体重峰值低于雄性大鼠1。大鼠持续的骨伸长以及多变的骨重塑动态是研究人类健康问题时必须考虑的因素；然而，目前尚未发现任何实验研究能够证明大鼠终生的骨发育过程或该物种缺乏骨重塑能力1。 若实验在约10月龄时开始，由于存在纵向骨生长，在胫骨生长板周围应至少保留1 mm的完整区域，这一点在牙种植体研究中需特别注意2。激素也是骨研究中的关键参数，因为在8月龄时，雄性大鼠的胫骨骨宽度比雌性大22%，断裂强度高33%3。
因此，在骨科和种植牙科中，可靠地复制疾病模型非常重要，因为骨科螺钉或牙科种植体的骨整合是一个复杂的过程，受到多种因素影响，这些因素会调控机体对植入物置入骨组织后的全身反应。已知骨质疏松症和糖尿病等全身性疾病会影响骨科和种植牙科的治疗成功率，因此，通过在大鼠模型中可靠地复制这些疾病，可用于探索克服这些局限性的方法。
大鼠胫骨由于手术通路便利、骨量适中，且内侧骨板呈扁平状，适合用于外科骨植入实验4,5，已被广泛应用于众多研究中，以探讨植入物表面特性对骨整合的影响4,5,6。越来越多的研究评估了在健康动物7以及患有糖尿病或骨质疏松等疾病的动物模型中，植入物表面添加涂层或物质对骨整合的影响8,9,10,11,12,13,14。
在一只大鼠胫骨中植入的装置数量有限，且可能因研究类型的不同而有所差异。根据植入物数量或实验条件的不同，必须调整装置的尺寸以尽量减少手术创伤。在单植入物研究中，可植入接近人类尺寸的植入物（直径2.0 mm，长度4至5 mm），并可实现双皮质固定6,7,15,16。在多植入物实验方案中，应采用适当尺寸的植入物（直径1.5 mm，长度2.5 mm）4,17。
本研究旨在描述一种在两种大鼠模型——骨质疏松模型和糖尿病模型——的胫骨上植入钛种植体的标准外科手术方案。此外，本研究还允许通过该手术方案来测试不同类型的种植体表面生物功能化方法及其对骨整合的影响。
将80只大鼠的样本分为两组。第1组包括40只卵巢切除的Sprague Dawley雌性大鼠和5只假手术动物，平均体重为484 g，平均年龄为12周。根据供应商建议（见材料表），在去势手术三个月后开始实验。这一等待期确保了性激素的消失。在手术时，通过显微计算机断层扫描（micro-CT）骨分析确认骨质疏松，与假手术组相比，骨量平均减少20%。第2组包括40只具有II型糖尿病的BBDR（Bio Breeding Diabetes Resistant）基因修饰Sprague Dawley大鼠。平均体重为730 g，平均年龄为12周。在手术前，通过连续三天血糖测量结果均高于200 mg/dL来确认糖尿病状态。血糖检测在禁食6小时后使用血糖仪进行，通过尾部穿刺采集一滴血液。
使用长度为 2 mm、直径为 1.8 mm 的 3 级钛种植体。所有种植体均在洁净室条件下进行灭菌处理：将种植体置于超声波清洗仪（230 VAC，50/60 Hz，360 W）中，依次用环己烷超声清洗 3 次（每次 2 分钟）、丙酮清洗 1 次（1 分钟）、去离子水清洗 3 次（每次 2 分钟）、乙醇清洗 3 次（每次 2 分钟），再用丙酮清洗 3 次（每次 2 分钟）。随后，样品用氮气干燥，并以 0.5 bar 的氮气流直接吹扫样品表面。植入前，种植体先浸入去离子水中，再置于 70% 乙醇（v/v）中浸泡 10 分钟。之后将种植体转移至无菌微量离心管中，并在无菌条件下保存直至手术使用。
访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。
方案
所有实验操作均遵循欧盟关于用于科学目的动物保护的指导方针（指令 2010/63/EU），并符合西班牙法律（皇家法令 53/2013）及加泰罗尼亚自治区法规（法令 214/97）的规定。所有动物操作和处理均获得巴尔德希伯伦研究机构动物实验伦理委员会的伦理批准（注册编号 72/18 CEEA）。在骨质疏松模型中，使用了平均体重为 484 g、平均年龄为 12 周的雌性 Sprague Dawley 大鼠。在糖尿病模型中，使用了经基因修饰的雌性 BBDR（Bio Breeding Diabetes Resistant）大鼠，其平均体重为 730 g，平均年龄为 12 周。所有动物均来自商业供应商。本研究中所使用的动物、试剂和设备的具体信息列于材料表中。
1. 动物的麻醉/药理学及准备工作
- 在手术开始前10-15分钟，通过皮下注射给予术前镇痛药物：布托啡诺（buprenorphine）0.05 mg/kg 和美洛昔康（meloxicam）2 mg/kg。
- 术中麻醉采用吸入式异氟烷：诱导时在新鲜空气中使用5%异氟烷，维持时浓度为3%。在大鼠麻醉诱导舱中进行麻醉诱导，术中通过锥形鼻罩持续供给异氟烷。
2. 手术准备
- 使用直肠探针测量麻醉动物的体温，并在整个手术过程中使用电子温控加热垫进行体温支持。手术开始前必须涂抹眼膏，以防止角膜干燥。
注意：如有必要，在检查眼睛干燥程度后必须重新涂抹药膏。 - 使用电动剃须刀修剪毛发，并涂抹脱毛膏以去除残留的毛发。
- 使用无菌棉签，以碘伏和70%（v/v）乙醇按从内向外的顺序对膝关节皮肤进行环形消毒，避免重复擦拭切口线。至少完成三次连续的清洁循环（碘伏-乙醇-碘伏）。
- 通过放置无菌带孔巾隔离手术区域 用手术巾覆盖动物，通过中央开口暴露腿部（图1).
3. 手术
- 手术暴露
- 在胫骨前内侧面上端干骺端区域，沿近端边缘垂直做一条长约1 cm的全层皮肤切口，以暴露骨面（图2).
- 固定腿部，并在切口时将皮肤紧贴下方骨骼绷紧，以确保切口整齐且位置准确。用生理盐水浸湿的纱布清洁预期的轻微出血进行处理。图2).
注意：大鼠皮肤较薄且松弛。固定皮肤至关重要，必须进行。 - 使用小型骨膜剥离器将组织从骨头上完全分离图3).
- 暴露骨骼，直至辨认出插入部位 胫前肌， 这些 gracilis, 以及 腓肠肌外侧头肌肉 位于胫骨内侧后缘，为一呈纤维状的白色组织，牢固地附着于骨面图3).
注意：必须识别出这组肌肉附着点，以便将植入物放置在具有相似特征和刺激的骨区域中，确保在整个样本中具有一致性，而不论大鼠的体型大小。
- 钻孔过程
- 在胫骨近端嵴与胫骨内侧面后缘之间、紧邻该处结构附着点的正确位置开始钻孔操作 胫前肌，该 gracilis, 以及 腓肠肌外侧头肌肉，避免任何肌肉损伤。1
注意：正确位置应为距离胫骨平台 5 mm ± 2 mm 处。 - 使用外科电动马达配合20:1减速弯角手机，在接近20 °C的生理盐水冲洗条件下，以最高150 rpm（转/分钟）的速度进行钻孔。
注意：仅需两个钻孔。 - 从使用矛形导向钻头开始（图4在盐水灌注条件下，深度为2.4 mm处。
注意：每支钻头最多使用10次。 - 作为第二个钻孔，使用（图4在生理盐水环境下，使用直径为1.6 mm、钻深为2.4 mm的扭转设计钻头进行钻孔。
注：每支钻头最多使用10次。
- 在胫骨近端嵴与胫骨内侧面后缘之间、紧邻该处结构附着点的正确位置开始钻孔操作 胫前肌，该 gracilis, 以及 腓肠肌外侧头肌肉，避免任何肌肉损伤。1
- 植入物放置
- 使用中间连接件插入植入物（图5连接到20:1减速弯角手机上。
- 在植入之前，将种植体在反角手机中旋转，同时用生理盐水冲洗10秒，以清除残留的化学消毒剂。图5).
- 使用中间部件以 20 rpm 的速度植入钛种植体（长 2 mm，直径 1.8 mm），同时监测实时扭矩值，并记录最大植入扭矩。
注意：由于终末钻头与种植体之间存在尺寸差异，以及种植体为圆柱形轮廓，因此在植入初期可能会遇到一定阻力；然而，一旦种植体穿过初始皮质骨，这种初期阻力便会迅速消失。 - 在植入物完全穿过其插入位置的皮质骨之前完成植入，即胫骨内侧平坦面。
注意：在植入物插入的最后阶段，重要的是使植入物略微位于皮质骨外侧或与植入物插入处的皮质骨齐平，即胫骨内侧平坦面，以确保初期稳定性图6).
- 伤口闭合
- 使用4/0单丝合成可吸收缝线（Glyconate）通过单纯间断缝合关闭肌层切口图7).
- 使用4/0单股合成可吸收缝线（Glyconate）进行皮内缝合关闭皮肤图7).
4. 微型计算机断层扫描
- 手术完成后，在全身麻醉状态下进行微型CT扫描，以确认植入物位置正确。
- 将大鼠从手术台上移至扫描台，使用微型CT的实时扫描模式定位手术侧肢体，并将视野中心对准植入物。
注意：推荐的扫描参数为视野范围5 mm，空间分辨率为0.0001 mm3，50 kV，200 µA，扫描时间为3分钟。 - 获取扫描图像后，根据步骤5.2.1确认植入物近端与胫骨平台表面之间的距离是否正确。
注意：该数值有助于技术的标准化（图8）。
5. 术后护理
- 完成成像采集后，将大鼠放回笼中，并监测直至完全恢复。
注意：这大约需要 5-10 分钟，具体时间取决于动物模型。由于糖尿病引起的代谢变化，糖尿病大鼠预计会保持麻醉状态更长时间，且恢复时间更长。 - 术后 72 小时内，每 6-8 小时皮下注射一次布托啡诺（0.1 mg/kg），每 24 小时皮下注射一次美洛昔康（5 mg/kg）。
- 拆线时间
- 每天检查手术伤口是否有感染、缝线完整性或其他问题，必要时于术后第 15 天清除残留缝线。
6. 安乐死
- 使用 CO2 腔室，依据美国国立卫生研究院（NIH）指南，配备 CO2 植入后时间（4周或12周）内，室腔体积每分钟的填充率为30%–70%。
7. 术后分析
- 对于两种模型（骨质疏松症和糖尿病），在安乐死后通过离断取出胫骨，用于进一步分析。
注：关于显微CT分析，所获数据可用于计算骨-种植体接触率（BIC）。CT扫描采用先前描述的参数进行，BIC分析通过将皮质骨区域的骨面积（mm2）除以种植体面积（mm2）来完成，该方法基于文献中已有描述的方案18。每种模型的代表性图像分别展示如下：骨质疏松症模型（图9）和糖尿病模型（图10）。
访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。
结果
手术阶段
需要指出的是，本研究中使用的两种动物模型由于所诱导的疾病而存在一定的限制。这些对硬组织和软组织操作的限制在手术过程中会有所体现。
在糖尿病模型中，大鼠体型较大，导致手术过程中难以稳定其腿部。这会延长手术时间，进而延长麻醉时间，因此需要更长的恢复时间，术后阶段也需更加密切的监护。
对于骨质疏松模型而言，其要求在骨组织操作阶段尤为不同，且更为集中。在此情况下，钻孔过程中可观察到更明显的出血。此外，种植体植入过程也变得更加困难。可能会出现一些并发症，例如骨组织出现微小裂纹，从而改变种植体进入时的推进路径，并由于种植体侧壁缺乏骨组织阻力而使其稳定性降低。这一局限性要求在植入过程中施加更大的手动压力并加强稳定性控制，直至种植体达到正确位置，因而操作难度更高。
关于种植体最大植入扭矩，两种疾病之间观察到的数值相对不同（表1）。总体而言，骨质疏松模型观察到的最大平均植入扭矩高于糖尿病模型。根据这些结果...
访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。
讨论
尽管大鼠是研究骨整合的常用模型，但定义和描述一种可重复的手术技术以准确定位植入物显得尤为重要。这种技术可为科学界提供参考。此外，某些疾病（如骨质疏松症和糖尿病）会改变骨代谢，这意味着对手术方案的设计提出了更高要求。与其他动物模型相比，大鼠具有明显优势，因为它能自然表现出骨质疏松症（自发性骨折和低能量骨折）以及糖尿病和饮食诱导肥胖的主要特征，且无需昂贵的专业设施、长期高成本实验以及复杂的术后管理和维护19。大鼠体型小、繁殖力强、生命周期短，有利于开展大规模、高时效性的实验，同时符合动物实验的“3R”原则（替代、减少和优化）20。
尽管该领域已有大量科学文献，但描述详细手术技术的科学文章却寥寥无几。而且，绝大多数文章遗漏了关键的手术信息，从而无法实现所描述技术的重复验证。
在本手术方案中，整个手术过程需考虑多个关键步骤，例如切口位置、钻孔及种植体植入的精确位置、钻孔技术、种植体的准确尺寸，以及用于种植体植入的最终钻头。
访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。
披露
我们在此声明，本篇科学文章不存在利益冲突。
致谢
作者感谢西班牙国家研究局通过项目 PID2020-114019RBI00 和 PID2021-125150OB-I00 提供的经费支持。
访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。
材料
| 姓名 | 公司 | 目录编号 | 评论 |
|---|---|---|---|
| 22 G 针头+A2:C30 | Terumo | NN-2238R | |
| 4/0 单股合成可吸收缝线 | Braun (MonoSyn) | ||
| 5 mL、10 mL 注射器 | Braun | 4617100V-02 4606051V | |
| Adson 镊子 | Antão Medical | 货号：A586 | |
| BBDR（Biobreeding Diabetes Resistant）Sprague Dawley 大鼠 | Janvier Labs | ||
| 聚维酮碘（Betadine） | Mylan | ||
| Buprecare | Animalcare (UK) | ||
| Castroviejo 测径规 0–40 mm 15 cm 角度型 | UL AMIN Industries | ||
| Castroviejo 持针器 | Antão Medical | 货号：AM1702 | |
| 牙科手术剪（弯型和直型） | Antão Medical | AMA603 / AMA600 | |
| 电动剃毛器 | Oster Pro 3000i | 34264482227 | |
| 超细 Graefe 镊子 | F.S.T | 货号：11150-10 | |
| 纱布垫 | COVIDIEN | 441001 | |
| 血糖仪 | Menarini (意大利) | ||
| 螺旋钻 / OSTEO-PIN 钻头 Ø1.6 mm | soadco | 货号：OS-8001 | |
| 种植体 / SCREW OSTEO-PIN Ø1.8 × 2.0 mm | soadco | 货号：OS-3 | |
| Isoflo | Le Vet Pharma (荷兰) | ||
| 先锋钻 / Lanceolate 钻头 (DS) | soadco | 货号：10 02 01 T | |
| 乳胶手套 - 无菌外科手套 | Hartmann | 货号：9426495 | |
| Lucas 外科刮匙 | Antão Medical | 货号：AMA940-3 | |
| Metacam | Boehringer Ingelheim (德国) | ||
| 直型微型镊子 | nopa | 货号：AB 542/12 | |
| Micro-CT 扫描仪（Quantum Fx microCT） | Perkin Elmer (美国) | ||
| 骨质疏松型雌性 Sprague Dawley 大鼠 | Janvier Labs | ||
| 骨膜剥离器 - Molt 2-4 | Antão Medical | 货号：A1564 | |
| 灌注用生理溶液 | Hygitech | 货号：10238 | |
| 碳钢手术刀片 15C | Razor Med | 货号：02846 | |
| 无菌纱布棉片 | Alledental | 货号：270712 | |
| 无菌灌注系统 | Hygitech | 货号：HY1-110001D | |
| 无菌毛巾（每只动物 1 条） | Dinarex | 4410 | |
| 外科弯角手机 | W&H | 货号：WS-75 LED G | |
| 外科弯角手机 | W&H | 序列号：08877 | |
| 外科弯角手机 | W&H | 序列号：01309 | |
| 外科电动马达 | WH Implantmed 型号：SI-1023 | 货号：30288000 | |
| 外科手术刀柄 | AsaDental | 货号：0350-3 | |
| 巾钳 | Xelpov surgical | AF-773-11 | |
| 超声设备 | J.P. Selecta, Abrera, 西班牙 |
参考文献
- Turner, R. T., et al. Animal models for osteoporosis. Rev Endocr Metab Disord. 2 (1), 117-127 (2001).
- Jee, W. S., Yao, W. Overview: Animal models of osteopenia and osteoporosis. J Musculoskelet Neuronal Interact. 1 (3), 193-207 (2001).
- Kim, B. T., et al. The structural and hormonal basis of sex differences in peak appendicular bone strength in rats. J Bone Miner Res. 18 (1), 150-155 (2003).
- Alenezi, A., Galli, S., Atefyekta, S., Andersson, M., Wennerberg, A. Osseointegration effects of local release of strontium ranelate from implant surfaces in rats. J Mater Sci Mater Med. 30 (10), 116(2019).
- Blanc-Sylvestre, N., Bouchard, P., Chaussain, C., Bardet, C. Pre-clinical models in implant dentistry: Past, present, future. Biomedicines. 9 (11), 1538(2021).
- Schliephake, H., et al. Functionalization of titanium implants using a modular system for binding and release of VEGF enhances bone-implant contact in a rodent model. J Clin Periodontol. 42 (3), 302-310 (2015).
- Mafra, C. E. S., et al. Effect of different doses of synthetic parathyroid hormone (1-34) on bone around implants: A preclinical rat model. Braz Dent J. 30 (1), 43-46 (2019).
- Rybaczek, T., Tangl, S., Dobsak, T., Gruber, R., Kuchler, U. The effect of parathyroid hormone on osseointegration in insulin-treated diabetic rats. Implant Dent. 24 (4), 392-396 (2015).
- Zou, G. K., et al. Effects of local delivery of bfgf from plga microspheres on osseointegration around implants in diabetic rats. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol. 114 (3), 284-289 (2012).
- Zhang, J., et al. Effect of nerve growth factor on osseointegration of titanium implants in type 2 diabetic rats. Int J Oral Maxillofac Implants. 31 (5), 1189-1194 (2016).
- Kuchler, U., et al. Intermittent parathyroid hormone fails to stimulate osseointegration in diabetic rats. Clin Oral Implants Res. 22 (5), 518-523 (2011).
- Hashiguchi, C., Kawamoto, S., Kasai, T., Nishi, Y., Nagaoka, E. Influence of an antidiabetic drug on biomechanical and histological parameters around implants in type 2 diabetic rats. Implant Dent. 23 (3), 264-269 (2014).
- Han, Y., et al. Sustained topical delivery of insulin from fibrin gel loaded with poly(lactic-co-glycolic acid) microspheres improves the biomechanical retention of titanium implants in type 1 diabetic rats. J Oral Maxillofac Surg. 70 (10), 2299-2308 (2012).
- De Molon, R. S., et al. Impact of diabetes mellitus and metabolic control on bone healing around osseointegrated implants: Removal torque and histomorphometric analysis in rats. Clin Oral Implants Res. 24 (7), 831-837 (2013).
- Simon, M. M., et al. A comparative phenotypic and genomic analysis of c57bl/6j and c57bl/6n mouse strains. Genome Biol. 14 (7), R82(2013).
- Cirano, F. R., et al. Effect of curcumin on bone tissue in the diabetic rat: Repair of peri-implant and critical-sized defects. Int J Oral Maxillofac Surg. 47 (11), 1495-1503 (2018).
- De Oliveira, M. A., et al. The effects of zoledronic acid and dexamethasone on osseointegration of endosseous implants: Histological and histomorphometrical evaluation in rats. Clin Oral Implants Res. 26 (4), e17-e21 (2015).
- Vandeweghe, S., Coelho, P. G., Vanhove, C., Wennerberg, A., Jimbo, R. Utilizing micro-computed tomography to evaluate bone structure surrounding dental implants: A comparison with histomorphometry. J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 101 (7), 1259-1266 (2013).
- Kleinert, M., et al. Animal models of obesity and diabetes mellitus. Nat Rev Endocrinol. 14 (3), 140-162 (2018).
- Grimm, H., et al. Advancing the 3Rs: Innovation, implementation, ethics and society. Front Vet Sci. 10, 1185706(2023).
- Melcher, A. H. Role of the periosteum in repair of wounds of the parietal bone of the rat. Arch Oral Biol. 14 (9), 1101-1109 (1969).
- Barrak, I., et al. Heat generation during guided and freehand implant site preparation at drilling speeds of 1500 and 2000 rpm at different temperatures: An in vitro study. Oral Health Prev Dent. 17 (4), 309-316 (2019).
- Kniha, K., et al. Effect of thermal osteonecrosis around implants in the rat tibia: Numerical and histomorphometric results in context of implant removal. Sci Rep. 12 (1), 22227(2022).
- Da Silva, J. P., et al. Apoptosis in bone defect of diabetic rats treated with low intensity laser: Radiological and immunohistochemical approach. International Journal of Morphology. 35, 178-183 (2017).
- Zeller-Plumhoff, B., et al. Analysis of the bone ultrastructure around biodegradable Mg-χGd implants using small angle X-ray scattering and X-ray diffraction. Acta Biomater. 101, 637-645 (2020).
- Bruns, S., et al. On the material dependency of peri-implant morphology and stability in healing bone. Bioact Mater. 28, 155-166 (2023).
- De Morais, J. A., et al. Effect of diabetes mellitus and insulin therapy on bone density around osseointegrated dental implants: A digital subtraction radiography study in rats. Clin Oral Implants Res. 20 (8), 796-801 (2009).
- Aydemir Celep, N., Kara, H., Erbas, E., Dogan, E. Radioprotective role of amifostine on osteointegration of titanium implants in the tibia of rats. J Vet Sci. 24 (3), 35(2023).
- Delgado-Ruiz, R. A., et al. Slow drilling speeds for single-drill implant bed preparation. Experimental in vitro study. Clin Oral Investig. 22 (1), 349-359 (2018).
- Abdel Motagly, M., El Khadem, A., Abdel Rassoul, M. Assessment of low-speed drilling without irrigation, versus convencionaldrilling with irrigation regarding heat generation and peri-implant marginal bone loss (randomised clinical trial). Alex Dent J. 46 (2), 33-38 (2021).
- Lelovas, P. P., Xanthos, T. T., Thoma, S. E., Lyritis, G. P., Dontas, I. A. The laboratory rat as an animal model for osteoporosis research. Comp Med. 58 (5), 424-430 (2008).
访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。
重印与许可
