需要JoVE订阅才能观看此内容。 请登录或开始免费试用

方法文章

利用干细胞递送开发脊髓损伤的联合治疗策略

850 次观看

⸱

DOI：

10.3791/66872

⸱

2024年6月7日

 , 
1Department of Biomedical Engineering, University of Arkansas

本文内容

摘要

本研究开发并表征了可模拟神经功能的复合水凝胶，可用于研究并利用脂肪来源干细胞在脊髓损伤修复中的促再生行为。

摘要

创伤性脊髓损伤（SCI）会导致损伤部位以下出现永久性的感觉运动功能缺损。该疾病影响了美国约25万人，构成了难以估量的公共卫生问题。尽管已有研究致力于开发有效的治疗方法，但由于损伤部位的复杂性，脊髓损伤目前仍被认为无法治愈。研究人员正在探索多种策略，包括药物递送、细胞移植和可注射生物材料，但单一策略在促进再生方面的疗效有限。因此，近年来组合疗法受到关注，因其能够针对损伤的多方面特征进行干预。已有研究表明，细胞外基质（ECM）可提高细胞移植治疗SCI的效果。基于此，本研究开发了由脱细胞脊髓（dSCs）和脱细胞坐骨神经（dSNs）以不同比例组成的三维水凝胶，并对其进行了表征。对dSCs和dSNs的组织学分析证实，脱细胞过程有效去除了细胞和核成分，同时保留了天然组织的结构架构。随后，制备了不同体积比的复合水凝胶，并对其浊度、凝胶动力学、力学性能以及包埋的人脂肪源性干细胞（hASC）的存活率进行了分析。不同比例的水凝胶与脱细胞脊髓基质在力学性能上未见显著差异。包埋于水凝胶中的人ASCs在14天的培养期间保持良好存活状态。本研究提供了一种构建组织工程化组合型水凝胶的方法，该水凝胶可呈现神经特异性的细胞外基质及具有促再生能力的间充质干细胞。该平台有望为未来脊髓损伤后的神经再生策略研究提供新的见解。

引言

约有29.6万人遭受创伤性脊髓损伤（SCI）的困扰，美国每年新增约18,000例SCI病例 1。创伤性SCI通常由跌倒、枪伤、交通事故和体育活动引起，常导致损伤部位以下感觉运动功能的永久性丧失。每位患者的SCI治疗终身费用估计在100万至500万美元之间，且预期寿命显著缩短1。然而，由于损伤后复杂的病理生理变化，SCI仍未能被充分理解，且基本无法治愈2。已有多种治疗策略被研究，包括细胞移植和基于生物材料的支架。尽管细胞和生物材料移植已显示出一定潜力，但SCI的多因素特性提示联合治疗策略可能更具优势3。因此，许多联合策略已被探索，并显示出优于单一组分的治疗效果。然而，仍需进一步研究以开发可用于递送细胞和药物的新型生物材料3。

构建天然水凝胶的一种有前景的方法是组织脱细胞化。脱细胞化过程利用离子型、非离子型、物理以及组合方法，去除全部或大部分细胞和核酸物质，同时保留细胞外基质（ECM）成分。通过去除全部或大部分细胞成分，ECM来源的水凝胶在植入或注射后对宿主的免疫原性更低4。为评估脱细胞组织的质量，需测量多个参数：细胞/核酸成分的去除程度、机械性能以及ECM的保留情况。为避免不良免疫反应，已确立以下标准：1）每毫克ECM干重残留双链DNA（dsDNA）少于50 ng；2）DNA片段长度小于200 bp；3）使用4'6-二脒基-2-苯基吲哚（DAPI）染色后几乎或完全不可见细胞核物质5。机械性能可通过拉伸、压缩和/或流变学测试进行量化，其数值应与原始组织相近6。此外，可通过蛋白质组学或针对脱细胞组织主要成分的定量检测来评估蛋白质的保留情况，例如脊髓组织中的层粘连蛋白（laminin）、糖胺聚糖（GAG）和硫酸软骨素蛋白聚糖（CSPG）7,8。经验证的ECM来源水凝胶可重新接种不同类型的细胞，以促进基于细胞的治疗9。

多种细胞类型已被用于脊髓损伤（SCI）修复研究，例如施万细胞、嗅鞘细胞、骨髓来源的间充质干细胞（MSCs）以及神经干细胞/祖细胞10,11,12。然而，这些细胞的临床应用受到诸多限制，包括伦理问题、与邻近细胞/组织整合能力差、缺乏高产量的组织来源、无法自我更新和/或增殖能力有限13,14,15。与这些细胞类型不同，人脂肪来源的间充质干细胞（hASCs）是一种颇具吸引力的候选细胞，因其可通过抽脂术以微创方式轻松分离，并能获得大量细胞16。此外，hASCs 能够分泌具有神经保护、促血管生成、伤口愈合、组织再生以及免疫抑制潜能的生长因子和细胞因子17,18,19,20,21。

如前所述，已有大量研究22,23,24开展，从中获得了许多认识，但脊髓损伤（SCI）的异质性特征限制了这些研究在促进功能恢复方面的疗效。因此，研究人员提出了联合治疗策略，以提高脊髓损伤的治疗效果。本研究通过结合脱细胞脊髓和坐骨神经，开发了用于人脂肪源性干细胞（hASC）三维（3D）培养的复合水凝胶。通过组织学和DNA分析证实了脱细胞过程的成功，并通过凝胶动力学和压缩测试对不同比例的神经复合水凝胶进行了表征。研究了hASCs在神经复合水凝胶中的存活率，以证明该水凝胶可作为三维细胞培养平台使用。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

方案

猪组织为商业途径获得，因此无需动物伦理委员会批准。

1. 猪脊髓的脱细胞处理（预计时间：5 天）

注意：采用先前已建立的方案并加以修改进行脱细胞化处理25,26。除非另有说明，所有操作均应在室温下的无菌生物安全柜中进行。所有溶液均应使用瓶顶过滤器（0.2 µm 孔径）无菌过滤至已灭菌的瓶子中。需在 37 °C 下进行的步骤可在设定为 37 °C 的培养箱或洁净烘箱中完成。

  1. 脱细胞溶液的制备
    注意：所有溶液均按1 L计算。用户可根据实验需求调整最终所需体积。
    1. 将500 mL的0.05%胰蛋白酶/乙二胺四乙酸（EDTA）与500 mL磷酸盐缓冲液（PBS）混合，配制成0.025%胰蛋白酶/EDTA溶液。
    2. 将300 mL的10% Triton X-100与700 mL PBS混合，配制成3% Triton X-100溶液。将0.56 g NaCl、1.31 g NaH2PO4H2O和10.85 g HNa2O4P·7H2O溶于1 L去离子水中，配制成100 mM Na/50 mM磷酸盐缓冲液。
    3. 将32.4 g蔗糖溶于1 L去离子水中，配制成1 M蔗糖溶液。将40 g脱氧胆酸钠（SD）溶于1 L去离子水中，配制成4% SD溶液。将6.7 mL的15%过氧乙酸与993.3 mL的4%乙醇混合。
  2. 猪脊髓的制备
    注意：脊髓以冷冻状态无溶液运输，并在-80 °C保存至使用。
    1. 在4 °C冰箱中解冻脊髓18–24小时，然后使用无菌剪刀小心去除硬脊膜。
    2. 将脊髓切成小段（约1 cm长）。每15 mL离心管中放入一段，或每50 mL离心管中最多放入三段。
  3. 脊髓脱细胞处理
    注意：每一步完成后，将脱细胞溶液手动倾倒至大烧杯中弃去。可使用小型可高压灭菌的不锈钢滤网辅助弃去脱细胞溶液，以避免丢失后续步骤所需的组织。除非另有说明，脊髓均在83 rpm条件下震荡处理。
    1. 在4 °C、60 rpm条件下，用去离子水冲洗脊髓18–24小时。
    2. 在37 °C、40 rpm条件下，用0.025%胰蛋白酶/EDTA冲洗脊髓1小时。然后用PBS冲洗15分钟，重复2次。
    3. 用3% Triton X-100冲洗脊髓2小时。然后用100 mM Na/50 mM磷酸盐缓冲液冲洗15分钟，重复2次。
    4. 用1 M蔗糖冲洗脊髓1小时。然后用去离子水冲洗1小时。
    5. 用4% SD冲洗脊髓2小时。然后用100 mM Na/50 mM磷酸盐缓冲液冲洗15分钟，重复2次。
    6. 用含0.1%过氧乙酸的4%乙醇溶液冲洗脊髓4小时。然后用PBS冲洗1小时。
    7. 用去离子水冲洗脊髓1小时，重复2次。然后用PBS冲洗1小时。
    8. 在0.01 mbar、-56 °C条件下冻干脊髓3天，干燥保存至使用。

2. 猪坐骨神经的脱细胞处理（预计时间：5 天）

注意：使用先前已建立的方案进行脱细胞化处理27。除非另有说明，所有操作均应在室温下的无菌生物安全柜中进行。所有溶液均应使用瓶顶过滤器（0.2 µm 孔径）无菌过滤至已灭菌的瓶子中。需在 37 °C 下进行的步骤可在设定为 37 °C 的培养箱或洁净烘箱中完成。

  1. 脱细胞溶液的制备
    注意：所有溶液均按1 L计算。用户可根据实验需求调整最终所需体积。
    1. 在1 L去离子水中加入1.86 g NaCl、0.262 g d NaH2PO4H2O和2.17 g HNa2O4P·7H2O，配制50 mM Na/10 mM磷酸盐缓冲液。
    2. 将38.4 g SB-10溶于1 L的50 mM Na/10 mM磷酸盐缓冲液中，配制125 mM磺基甜菜碱-10（SB-10）溶液。
    3. 将30 g SD和0.24 g SB-16溶于1 L的50 mM Na/10 mM磷酸盐缓冲液中，配制3% SD/0.6 mM磺基甜菜碱-16（SB-16）溶液。
  2. 猪坐骨神经的准备
    注意：坐骨神经以PBS保存并冷冻运输，使用前应存放于-80 °C。
    1. 在4 °C冰箱中解冻坐骨神经18–24小时，以备脱细胞处理。
    2. 将坐骨神经切成小段（约1 cm长）。每15 mL离心管中放入一段，或每50 mL离心管中最多放入三段。
  3. 坐骨神经的脱细胞处理
    注意：每一步完成后，手动将脱细胞溶液倒入大烧杯中弃去，可使用小型可高压灭菌的不锈钢滤网辅助弃液，避免丢失后续步骤所需的组织。除非另有说明，坐骨神经均在15 rpm条件下震荡处理。
    1. 用去离子水冲洗坐骨神经7小时。然后用含125 mM磺基甜菜碱-10（SB-10）的50 mM Na/10 mM磷酸盐缓冲液冲洗18小时。
    2. 用100 mM Na/50 mM磷酸盐缓冲液冲洗坐骨神经15分钟。然后用含3% SD/0.6 mM磺基甜菜碱-16（SB-16）的50 mM Na/10 mM磷酸盐缓冲液冲洗2小时。
    3. 用100 mM Na/50 mM磷酸盐缓冲液冲洗坐骨神经15分钟，重复3次。然后用含125 mM SB-10的50 mM Na/10 mM磷酸盐缓冲液冲洗7小时。
    4. 用100 mM Na/50 mM磷酸盐缓冲液冲洗坐骨神经15分钟。然后用含3% SD/0.6 mM SB-16的50 mM Na/10 mM磷酸盐缓冲液冲洗1.5小时。
    5. 用50 mM Na/10 mM磷酸盐缓冲液冲洗坐骨神经15分钟，重复3次。然后用75 U/mL脱氧核糖核酸酶（DNase）在无震荡条件下处理3小时。
    6. 用50 mM Na/10 mM磷酸盐缓冲液冲洗坐骨神经1小时，重复3次。然后在37 °C无震荡条件下，用0.2 U/mL ABC型软骨素酶处理16小时。
    7. 用PBS冲洗坐骨神经3小时，重复3次。在0.01 mbar和-56 °C条件下冷冻干燥3天，干燥保存至使用。

3. 脱细胞组织的消化及复合水凝胶的制备（预计时间：4天）

  1. 使用剪刀或匀浆器将脱细胞组织切碎或研磨成粉末。将用于切碎或研磨组织的工具在121 °C条件下高压灭菌45分钟进行消毒。也可采用环氧乙烷法进行灭菌。
  2. 分别在含有1 mg/mL胃蛋白酶的0.01 N盐酸（HCl）溶液中消化组织，组织浓度为15 mg/mL。每片脱细胞脊髓和坐骨神经的估计重量分别为50–100 mg和100–150 mg。
  3. 放入磁力搅拌子，在4 °C条件下以500 rpm转速持续搅拌至少4天，以制备预凝胶溶液。
  4. 按以下体积比混合坐骨神经和脊髓预凝胶：2:1、1:1和1:2。使用1 N氢氧化钠（NaOH）和HCl调节pH至7.4，并用M199培养基和1× PBS稀释至所需浓度。在37 °C孵育30分钟。
    注意：每次加入NaOH时应逐滴添加（每次1 µL）。M199培养基可作为pH指示剂，当pH达到7.4时溶液呈淡粉色，但仍应使用pH试纸确认pH值。

4. 脱细胞化的验证

  1. 苏木精-伊红染色（H&E；预计时间：8天）
    注意：每次漂洗步骤后，将溶液手动倒入大烧杯中以弃去。
    1. 将新鲜及脱细胞的脊髓和坐骨神经置于3.7%甲醛中，4 °C固定18小时。将一块组织放入15 mL离心管中。
    2. 去除甲醛，将组织置于10%蔗糖溶液中1天。去除10%蔗糖溶液，再将组织置于30%蔗糖溶液中6天。
    3. 取一个合适大小的冷冻模具，加入约一半体积的包埋剂（OCT）。将脱细胞组织放入模具中，用OCT完全覆盖，并使其在4 °C吸收OCT 1天。
    4. 1天后，将组织在-80 °C过夜冷冻。使用冷冻切片机将组织切成10 µm厚度的切片。
    5. 用1×PBS漂洗5分钟，重复2次。然后用自来水漂洗5分钟。
    6. 用苏木精溶液染色1分钟。用自来水漂洗1分钟，重复3次。
    7. 用伊红溶液染色1分钟。用95%乙醇漂洗1分钟，重复2次；再用100%乙醇漂洗1分钟，重复3次。
    8. 用二甲苯漂洗1分钟、2分钟和1分钟。让载玻片干燥5分钟。
    9. 用棉签滴加3–4滴二丁基邻苯二甲酸酯聚苯乙烯二甲苯（DPX）封片剂至载玻片上。将盖玻片覆盖在含DPX的载玻片上。让载玻片过夜干燥。
  2. DNA分析（预计时间：1小时）
    1. 称量脱细胞并冻干的组织。根据制造商说明书，使用市售试剂盒提取并定量DNA。

5. 复合水凝胶的表征

  1. 凝胶化浊度试验（预计时间：1 h）
    1. 将100 µL预凝胶溶液加入冰上的96孔板各孔中。使用酶标仪每2分钟读取一次405 nm处的吸光度，持续45分钟。
    2. 使用以下公式计算归一化吸光度：
      （吸光度 - 吸光度初始）/（吸光度最大值 吸光度初始)
    3. 计算曲线的斜率以及达到 50% 和 95% 凝胶化所需的时间，t1/2 和 t95分别。
  2. 压缩测试（预计时间：每个水凝胶1分钟）
    1. 制备浓度为12 mg/mL、直径为8 mm、高度为2 mm的复合水凝胶。
    2. 使用流变仪在不锈钢平行板之间以250 N的载荷、10%样品高度/分钟的应变速率对样品进行压缩。流变仪配套软件将通过施加力并测量应变，直至水凝胶断裂，从而生成应力-应变曲线。
    3. 根据应力-应变曲线线性区域的斜率计算杨氏模量。

6. 人脂肪干细胞在神经复合水凝胶中的三维培养

  1. 三维（3D）平台的制备（预计时间：3 小时）
    1. 使用 SU-8 光刻胶对硅片进行蚀刻，形成深度为 200 µm、直径为 4 mm 的圆形图案。
    2. 按 10:1 的比例混合聚二甲基硅氧烷（PDMS）基质与固化剂。将混合物倒入硅片上，静置 20 分钟，以去除混合过程中产生的所有气泡。
    3. 将样品放入烘箱中，在 70 °C 下固化 2 小时。脱模后，使用直径为 8 mm 的活检打孔器打孔，制备 PDMS 微孔阵列。
    4. 将微孔阵列置于 96 孔板中，并将整块板放入空气等离子体清洗机中，对 PDMS 微孔进行灭菌处理。
    5. 分别使用 1% 聚乙烯亚胺（PEI）和 0.1% 戊二醛（GA）对 PDMS 微孔进行功能化处理，处理时间分别为 10 分钟和 20 分钟。随后用蒸馏水洗涤微孔两次。
  2. 人脂肪源性间充质干细胞（hASCs）的制备（预计时间：7 天）
    1. 在 hASCs 生长培养基（基础培养基中添加胎牛血清（FBS）和青霉素/链霉素（Pen-strep））中培养细胞，传代 2–5 代，直至细胞融合。传代后使用血细胞计数板或细胞计数仪计算细胞数量。
  3. 含 ASC 的神经复合水凝胶的制备（预计时间：2 小时）
    1. 按体积比 2:1、1:1、1:2 混合坐骨神经与脊髓预凝胶，并制备仅含脊髓预凝胶、不添加任何坐骨神经预凝胶的对照组水凝胶。
    2. 加入 M199 培养基，并使用 1 N NaOH 和 HCl 调节 pH 至 7.4。将 hASCs 以 1 × 106 个细胞/mL 的密度重悬于生长培养基中，并加入预凝胶中。
      注意：M199 培养基和细胞悬液的总体积应为预凝胶体积的 10%。
    3. 使用 1× PBS 将预凝胶稀释至 12 mg/mL。将预凝胶加入微孔阵列中，37 °C 孵育 30 分钟。随后在 hASCs 生长培养基中培养含 ASC 的水凝胶。
  4. 细胞活力检测（每天预计耗时：4 小时）
    1. 根据制造商说明书，使用市售试剂配制细胞活力检测试剂溶液。
    2. 在第 1、4、7 和 14 天吸除培养基，向各孔中加入检测试剂，按照制造商说明书在 37 °C 下孵育 3 小时。
    3. 使用酶标仪在激发/发射波长 560/590 nm 处读取荧光值，并按以下公式计算百分比差异：
      [(荧光样品 - 荧光空白) / 荧光空白] × 100

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

结果

脱细胞组织采用既往建立的方案并稍作修改制备而成26,27。在完成脱细胞、冻干及消化处理后，制备了坐骨神经与脊髓来源成分比例分别为 SN:SC = 2:1、1:1、1:2 的神经复合水凝胶，以及仅含脊髓成分的水凝胶（图1）。通过苏木精-伊红（H&E）染色确认细胞核成分的去除情况（图2A）。为定量评估脱细胞效果，检测了细胞外基质（ECM）中的残留DNA含量。新鲜硬脑膜中双链DNA（dsDNA）含量为132.6 ± 21.3 ng dsDNA/mg干组织，而新鲜脊髓实质和脱细胞后脊髓实质中的dsDNA含量分别为22.6 ± 8.3 ng dsDNA/mg干组织和23.74 ± 6.69 ng dsDNA/mg干组织（图2B）。结果表明，硬脑膜应在脱细胞前予以去除。新鲜与脱细胞后坐骨神经的dsDNA含量分别为222.5 ± 42.65 ng d...

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

讨论

人们普遍认为，脊髓损伤（SCI）的病理生理机制复杂且具有多面性。尽管细胞移植、药物递送和生物材料等单一疗法各自为SCI研究提供了宝贵的见解，但SCI的复杂性可能限制了这些疗法的单独疗效28,29,30,31。因此，开发有效的联合治疗策略的努力日益增加。本研究中描述的神经复合水凝胶可作为细胞或药物的有效递送载体。在细胞方面，脂肪来源的干细胞（ASCs）是细胞移植的潜在候选之一。ASCs可分泌免疫调节因子，如白细胞介素-10（IL-10）和转化生长因子β（TGF-β），以及神经营养因子，如神经生长因子（NGF）、脑源性神经营养因子（BDNF）、胶质细胞源性神经营养因子（GDNF）和神经营养素-3（NT-3），这些因子可促进体外背根神经节神经突的生长以及体内功能恢复in vitro和功能恢复in vivo17

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

披露

作者无任何披露事项。

致谢

本工作由PhRMA基金会和美国国立卫生研究院（NIH）通过授予YS的资助编号P20GM139768和R15NS121884 提供支持。我们感谢阿肯色大学生物医学工程系的Kartik Balachandran博士和Raj Rao博士允许我们使用他们的设备。同时，我们感谢阿肯色大学生物与农业工程系的Jin-Woo Kim博士和Patrick Kuczwara先生为我们提供流变仪操作培训。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
3-(癸基二甲基铵基)丙烷磺酸内盐Sigma-AldrichD4266坐骨神经脱细胞过程中使用 SB-10
3-(N,N-二甲基棕榈酰氨基)丙烷磺酸盐Sigma-AldrichH6883坐骨神经脱细胞过程中使用的 SB-16
AlamarBlue 试剂Fisher ScientificDAL1100AlamaBlue细胞活力检测中使用
硫酸软骨素酶ABCSigma-AldrichC3667坐骨神经脱细胞过程中使用
冷冻切片机LeicaCM1860
脱氧核糖核酸酶Sigma-AldrichD4263坐骨神经脱细胞过程中使用
七水合磷酸氢二钠VWRBDH9296100 mM Na/50 mM 磷酸盐及 50 mM Na/10 mM 磷酸盐缓冲液的化学试剂
DNeasy 血液 & 组织试剂盒Qiagen69506DNA分析过程中使用
组织学用 Dpx 封片剂，载玻片封固介质Sigma-Aldrich6522用于H期间&E 染色
伊红Sigma-AldrichHT110216用于H&E 染色
乙醇VWR89125-172
甲醛Sigma-Aldrich252549用于H&E 染色
戊二醛（GA）Sigma-AldrichG6257用于PDMS表面功能化
hASC 生长培养基LonzaPT-4505用于培养人脂肪源性干细胞（hASCs），含有胎牛血清及青霉素/链霉素
苏木精VWR26041-06用于 H 期间&E 染色
人脂肪源性干细胞LonzaPT-5006
盐酸（HCl）Sigma-Aldrich320331用于消化脱细胞组织并调节预凝胶溶液
M199 培养基Sigma-AldrichM0650用于将预凝胶稀释至所需浓度
最佳切割温度化合物Tissue-Tek4583
胃蛋白酶Sigma-AldrichP7000用于消化脱细胞组织
过氧乙酸Lab AlleyPAA1001用于脊髓脱细胞过程
磷酸盐缓冲液（PBS）VWR97062-948
酶标仪BioTek InstrumentsSynergy Mx
聚乙烯亚胺（PEI）Sigma-Aldrich181978用于PDMS表面功能化
猪坐骨神经组织来源有限责任公司活猪，无身份识别信息且无溯源信息
猪脊髓组织来源有限责任公司活体猪，无任何可识别信息及可追溯性细节
QuantiFluor dsDNA 系统PromegaE2670用于分析DNA含量
流变仪TA InstrumentsDHR 2
耐用型旋转仪Glas-co099A RD4512用于脊髓脱细胞过程
氯化钠（NaCl）VWRBDH9286100 mM Na/50 mM 磷酸盐和 50 mM Na/10 mM 磷酸盐缓冲液的化学试剂
脱氧胆酸钠Sigma-AldrichD6750
磷酸二氢钠一水合物VWRBDH9298100 mM Na/50 mM 磷酸盐和 50 mM Na/10 mM 磷酸盐缓冲液用化学品
氢氧化钠溶液（NaOH）Sigma-Aldrich415443用于调节预凝胶溶液
SU-8Kayaku 高级材料SU8-100用于涂覆硅晶圆
蔗糖Sigma-AldrichS8501用于脊髓脱细胞过程
Sylgard 184 硅酮弹性体试剂盒DOW1317318聚二甲基硅氧烷（PDMS）基础剂与固化剂
Triton X-100Sigma-AldrichX100用于脊髓脱细胞过程
胰蛋白酶-EDTA（0.05%），酚红赛默飞世尔科技25300062用于hASC实验及脊髓脱细胞过程
试管旋转混匀仪赛默飞世尔科技88881001坐骨神经脱细胞过程中使用
二甲苯VWRMK866816用于H&E 染色

参考文献

  1. National Spinal Cord Injury Statistical Center. Spinal Cord Injury Facts and Figures at a Glance. National Spinal Cord Injury Statistical Center. , Univ. of Alabama at Birmingham. Birmingham, AL. (2017).
  2. Anjum, A., et al. Spinal cord injury: Pathophysiology, multimolecular interactions, and underlying recovery mechanisms. Int J Mol Sci. 21 (20), 1-35 (2020).
  3. Führmann, T., Anandakumaran, P. N., Shoichet, M. S. Combinatorial therapies after spinal cord injury: How can biomaterials help. Adv Healthcare Mater. 6 (10), 1-21 (2017).
  4. Xu, Y., et al. Understanding the role of tissue-specific decellularized spinal cord matrix hydrogel for neural stem/progenitor cell microenvironment reconstruction and spinal cord injury. Biomaterials. 268, November 2020 120596(2021).
  5. Crapo, P. M., Gilbert, T. W., Badylak, S. F. An overview of tissue and whole organ decellularization processes. Biomaterials. 32 (12), 3233-3243 (2011).
  6. Franko, R., et al. Mechanical properties of native and decellularized reproductive tissues: insights for tissue engineering strategies. Sci Rep. 14 (1), 1-14 (2024).
  7. Rowlands, D., Sugahara, K., Kwok, J. C. F. Glycosaminoglycans and glycomimetics in the central nervous system. Molecules. 20 (3), 3527-3548 (2015).
  8. Silver, D. J., Silver, J. Contributions of chondroitin sulfate proteoglycans to neurodevelopment, injury, and cancer. Curr Opinion Neurobiol. 27, 171-178 (2014).
  9. Porzionato, A., et al. Tissue-engineered grafts from human decellularized extracellular matrices: A systematic review and future perspectives. Int J Mol Sci. 19 (12), 4117(2018).
  10. Deng, L. X., et al. A novel growth-promoting pathway formed by GDNFoverexpressing Schwann cells promotes propriospinal axonal regeneration, synapse formation, and partial recovery of function after spinal cord injury. J Neurosci. 33 (13), 5655-5667 (2013).
  11. Tabakow, P., et al. Transplantation of autologous olfactory ensheathing cells in complete human spinal cord injury. Cell Transpl. 22 (9), 1591-1612 (2013).
  12. Hawryluk, G. W. J., et al. An in vivo characterization of trophic factor production following neural precursor cell or bone marrow stromal cell transplantation for spinal cord injury. Stem Cells Dev. 21 (12), 2222-2238 (2012).
  13. Zipser, C. M., et al. Cell-based and stem-cell-based treatments for spinal cord injury: evidence from clinical trials. Lancet Neurol. 21 (7), 659-670 (2022).
  14. Mackay-Sim, A., et al. Autologous olfactory ensheathing cell transplantation in human paraplegia: A 3-year clinical trial. Brain. 131 (9), 2376-2386 (2008).
  15. Suzuki, H., et al. Current concepts of neural stem/progenitor cell therapy for chronic spinal cord injury. Front Cell Neurosci. 15, 794692(2022).
  16. Kokai, L. E., Marra, K., Rubin, J. P. Adipose stem cells: Biology and clinical applications for tissue repair and regeneration. Trans Res. 163 (4), 399-408 (2014).
  17. Kingham, P. J., Kolar, M. K., Novikova, L. N., Novikov, L. N., Wiberg, M. Stimulating the neurotrophic and angiogenic properties of human adipose-derived stem cells enhances nerve repair. Stem Cells Dev. 23 (7), 741-754 (2014).
  18. Song, Y. H., Shon, S. H., Shan, M., Stroock, A. D., Fischbach, C. Adipose-derived stem cells increase angiogenesis through matrix metalloproteinase-dependent collagen remodeling. Integr Biol (United Kingdom). 8 (2), 205-215 (2016).
  19. Ribeiro, C. A., et al. The secretome of stem cells isolated from the adipose tissue and Wharton jelly acts differently on central nervous system derived cell populations. Stem Cell Res Ther. 3 (3), 18(2012).
  20. Salgado, J. B. O. G., et al. Adipose tissue derived stem cells secretome: Soluble factors and their roles in regenerative medicine. Curr Stem Cell Res Ther. 5 (2), 103-110 (2010).
  21. Kapur, S. K., Katz, A. J. Review of the adipose derived stem cell secretome. Biochimie. 95 (12), 2222-2228 (2013).
  22. Xu, X. M., Chen, A., Guénard, V., Kleitman, N., Bunge, M. B. Bridging Schwann cell transplants promote axonal regeneration from both the rostral and caudal stumps of transected adult rat spinal cord. J Neurocytol. 26 (1), 1-16 (1997).
  23. Guest, J. D., et al. Influence of IN-1 antibody and acidic FGF-fibrin glue on the response of injured corticospinal tract axons to human Schwann cell grafts. J Neurosci Res. 50 (5), 888-905 (1997).
  24. Cornelison, R. C., et al. Injectable hydrogels of optimized acellular nerve for injection in the injured spinal cord. Biomed. Mater. 13 (3), 034110(2018).
  25. Crapo, P. M., et al. Biologic scaffolds composed of central nervous system extracellular matrix. Biomaterials. 33 (13), 3539-3547 (2012).
  26. Medberry, C. J., et al. Hydrogels derived from central nervous system extracellular matrix. Biomaterials. 34 (4), 1033-1040 (2013).
  27. McCrary, M. W., et al. Novel sodium deoxycholate-based chemical decellularization method for peripheral nerve. Tissue Eng Part C. 26 (1), 23-36 (2020).
  28. Shahemi, N. H., et al. Application of conductive hydrogels on spinal cord injury repair: A Review. ACS Biomater Sci Eng. 9 (7), 4045-4085 (2023).
  29. Huang, L. Y., et al. Cell transplantation therapies for spinal cord injury focusing on bone marrow mesenchymal stem cells: Advances and challenges. World J Stem Cells. 15 (5), 385-399 (2023).
  30. Chakraborty, A., Ciciriello, A. J., Dumont, C. M., Pearson, R. M. Nanoparticle-based delivery to treat spinal cord injury - a mini- review. AAPS PharmSciTech. 22 (3), 101(2022).
  31. Upadhyay, R. K. Drug delivery systems, CNS protection, and the blood brain barrier. BioMed Res Int. , d869269(2014).
  32. Liu, G., et al. Transplantation of adipose-derived stem cells for peripheral nerve repair. Int J Mol Med. 28 (4), 565-572 (2011).
  33. Sun, T., et al. Adipose-derived stem cells in immune-related skin disease: a review of current research and underlying mechanisms. Stem Cell Res Ther. 15 (1), 1-14 (2024).
  34. Lewis, M., et al. Materials today bio neuro-regenerative behavior of adipose-derived stem cells in aligned collagen I hydrogels. Mater Today Bio. 22, 100762(2023).
  35. Thuret, S., Moon, L. D. F., Gage, F. H. Therapeutic interventions after spinal cord injury. Nat Rev Neurosci. 7 (8), 628-643 (2006).
  36. Ohta, Y., et al. Intravenous infusion of adipose-derived stem/stromal cells improves functional recovery of rats with spinal cord injury. Cytotherapy. 19 (7), 839-848 (2017).
  37. Hur, J. W., et al. Intrathecal transplantation of autologous adipose-derived mesenchymal stem cells for treating spinal cord injury: A human trial. J Spinal Cord Med. 39 (6), 655-664 (2016).
  38. Muehlberg, F. L., et al. Tissue-resident stem cells promote breast cancer growth and metastasis. Carcinogenesis. 30 (4), 589-597 (2009).
  39. Ji, S. Q., et al. Adipose tissue-derived stem cells promote pancreatic cancer cell proliferation and invasion. Brazilian J Med Biol Res. 46 (9), 758-764 (2013).
  40. Zhu, Y., et al. Human mesenchymal stem cells inhibit cancer cell proliferation by secreting DKK-1. Leukemia. 23 (5), 925-933 (2009).
  41. Cousin, B., et al. Adult stromal cells derived from human adipose tissue provoke pancreatic cancer cell death both in vitro and in vivo. PLoS ONE. 4 (7), 31-34 (2009).
  42. Tukmachev, D., et al. Injectable extracellular matrix hydrogels as scaffolds for spinal cord injury repair. Tissue Eng Part A. 22 (3-4), 306-317 (2016).
  43. Bousalis, D., et al. Decellularized peripheral nerve as an injectable delivery vehicle for neural applications. Biomed Mater Res Part A. 110, 595-611 (2022).
  44. Sharma, A., Liao, J., Williams, L. N. Structure and mechanics of native and decellularized porcine cranial dura mater. Eng. 4 (2), 205-213 (2023).
  45. Ozudogru, E., et al. Decellularized spinal cord meninges extracellular matrix hydrogel that supports neurogenic differentiation and vascular structure formation. J Tissue Eng Regen Med. 15 (11), 948-963 (2021).
  46. Engler, A. J., Sen, S., Sweeney, H. L., Discher, D. E. Matrix elasticity directs stem cell lineage specification. Cell. 126 (4), 677-689 (2006).
  47. Saha, K., et al. Substrate modulus directs neural stem cell behavior. Biophys J. 95 (9), 4426-4438 (2008).
  48. Jiang, T., et al. Preparation and characterization of genipin-crosslinked rat acellular spinal cord scaffolds. Mater Sci Eng C. 33 (6), 3514-3521 (2013).
  49. Gao, S., et al. Comparison of glutaraldehyde and carbodiimides to crosslink tissue engineering scaffolds fabricated by decellularized porcine menisci. Mater Sci Eng C. 71, 891-900 (2017).
  50. Zhou, J., et al. Tissue engineering of heart valves: PEGylation of decellularized porcine aortic valve as a scaffold for in vitro recellularization. BioMe Eng Onl. 12 (1), 1-12 (2013).
  51. Sun, D., et al. Novel decellularized liver matrix-alginate hybrid gel beads for the 3D culture of hepatocellular carcinoma cells. Int J Biol Macromol. 109, 1154-1163 (2018).
  52. Gaetani, R., et al. Evaluation of different decellularization orotocols on the generation of pancreas-derived hydrogels. Tiss Engi C. 24 (12), 697-708 (2018).
  53. Mendicino, M., Fan, Y., Griffin, D., Gunter, K. C., Nichols, K. Current state of U.S. Food and Drug Administration regulation for cellular and gene therapy products: potential cures on the horizon. Cytotherapy. 21 (7), 699-724 (2019).
  54. Lim, H. C., et al. Allogeneic umbilical cord blood-derived mesenchymal stem cell implantation versus microfracture for large, full-thickness cartilage defects in older patients: A multicenter randomized clinical trial and extended 5-year clinical follow-up. Ortho J Sports Med. 9 (1), 1-15 (2021).

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

重印与许可

探索更多文章

脱细胞水凝胶细胞外基质细胞移植人脂肪源性干细胞组织工程神经再生水凝胶表征
利用干细胞递送开发脊髓损伤的联合治疗策略
联系我们
向图书馆推荐

隐私政策

使用条款

政策

版权所有 © 2026 MyJoVE Corporation。保留所有权利。