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建立小鼠薄型子宫内膜模型

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DOI：

10.3791/67084

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2024年11月1日

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1Shenzhen Key Laboratory of Reproductive Immunology for Peri-implantation, Shenzhen Zhongshan Institute for Reproductive Medicine and Genetics, Shenzhen Zhongshan Obstetrics and Gynecology Hospital (formerly Shenzhen Zhongshan Urology Hospital), 2Guangdong Engineering Technology Research Center of Reproductive Immunology for Peri-Implantation, 3School of Biomedical Engineering, Shenzhen Campus of Sun Yat-sen University

* These authors contributed equally

本文内容

摘要

本文介绍了一种通过在1-3分钟内向小鼠子宫内注射95%乙醇，以制备出可靠且可重复的薄型子宫内膜的详细方案，该方法具有极低的死亡率和最少的宫腔粘连。

摘要

薄型子宫内膜（TE）已被广泛认为是导致不孕的重要原因。然而，TE的发病机制尚不明确，目前仍迫切需要令人满意的治疗方案。已有多种TE动物模型被建立，但涉及腹部手术并注射95%乙醇的小鼠模型由于操作不当可能导致高死亡率和宫腔粘连风险，因而具有较大挑战性。本文介绍了一种详细的操作方案，通过在小鼠子宫内注射95%乙醇并调整输注时间，可获得稳定且可重复的TE模型，且死亡率极低，宫腔粘连程度轻微。结果显示，输注时间为1–3分钟时，所有小鼠均成功建立了TE模型，表现为子宫内膜厚度显著减少、腺体数量减少以及子宫内膜纤维化过度。这些结果表明，该小鼠模型适用于薄型子宫内膜的研究，并可作为未来TE治疗策略开发的实验平台。

引言

薄型子宫内膜（TE）是妇产科领域的一种严重病症，常影响育龄期女性。当超声检查显示子宫内膜厚度小于7 mm，且宫腔形态正常时，可诊断为TE，该病症与妊娠失败密切相关1,2据估计，接受 体外 接受体外受精（IVF）治疗的患者中将有相当比例经历胚胎移植（TE），这使其成为生殖医学领域日益严峻的挑战3,4,5最常见的输卵管堵塞（TE）病因包括宫腔粘连（IUA）分离术和刮宫术后子宫内膜修复不良，这些情况常伴有血管分布紊乱和腺体稀少。6,7,8迄今为止，薄型子宫内膜的细胞与分子机制尚不明确。尽管已尝试采用雌激素治疗和低剂量阿司匹林治疗作为潜在干预手段，薄型子宫内膜患者的子宫内膜恢复仍需较长时间9因此，深入研究血栓栓塞（TE）的发病机制是应对该疾病挑战最直接的途径。然而，关于TE发病机制的研究依赖于动物模型，因此选择合适的模型至关重要。

大多数关于薄型子宫内膜（TE）的组织病理学研究显示，上皮细胞和巨噬细胞增殖受损、卵巢类固醇激素受体表达降低、细胞外基质过度沉积以及细胞衰老是TE最显著的病理特征6,9,10。目前已有多种大鼠模型被开发用于模拟TE，包括通过刮擦11,12,13、缺血14、热损伤15和化学损伤16,17,18,19诱导的模型。其中，通过针头或导管刮擦子宫内膜建立的大鼠模型常导致宫腔粘连（IUA），而非典型的TE11,12,20,21,22。也有报道通过双侧子宫动脉结扎造成子宫内膜缺血从而建立缺血性TE大鼠模型，该方法可导致子宫内膜变薄，但耗时较长（需三个月），在研究中应用不广泛14。在热损伤诱导模型中，需将预热至85 °C的水通过人工授精管从双侧子宫角汇合处注入一侧子宫角，操作较其他方法更为复杂15。化学诱导模型则是将95%乙醇注射至暴露的一侧子宫角，以完全损伤子宫内膜。该模型具有成本低、实验周期短的优点，适用于TE病理机制及治疗研究，但主要应用于大鼠而非小鼠16,17,23。尽管已存在多种动物模型，尤其是大鼠模型，但每种模型均存在一定局限性。它们仅能模拟TE的某些方面，而能够紧密模拟TE疾病特征且兼具操作便捷性和研究通用性的小鼠模型仍十分有限。

在此背景下，我们采用经改良的时间梯度法将95%乙醇注入小鼠子宫腔，成功建立了一种新型的薄型子宫内膜（TE）小鼠模型24（图1）。结果显示，当灌注时间在1–3分钟范围内时，所有小鼠均成功形成TE，表现出典型的病理特征，包括子宫内膜厚度减少、腺体数量减少以及子宫内膜纤维化程度增加。这些发现表明，我们建立的小鼠模型是研究薄型子宫内膜的适宜工具，并可作为未来TE治疗策略开发的实验平台。

方案

本研究经深圳中山妇产医院动物护理与使用委员会批准 & 妇科医院（原深圳中山泌尿外科医院），所有动物实验均在此进行。本研究使用雌性C57BL/6小鼠（6–8周龄，体重18–20 g）。所有动物均饲养于同一间无特定病原体（SPF）环境中，在实验前于（22 ± 1）°C、12小时光照/12小时黑暗循环条件下适应环境一周。动物可自由获取食物和饮水。本研究所用试剂与设备的详细信息列于下文 材料表.

1. 发情期的识别

注意：小鼠的动情期相当于人类的黄体晚期，此时子宫内膜相对较厚。选择处于动情期的小鼠进行模型诱导，可确保其处于相对一致的生理状态。此外，当子宫内膜厚度相对较厚时，子宫内膜变薄的效果更为明显。有关该操作的详细信息，请参考先前发表的文献25,26。

  1. 使用移液器准备 20 µL 生理盐水。用手固定小鼠双耳并固定其尾部，将移液器尖端轻柔插入阴道口约 2 mm 深度。向阴道内注入 20 µL 生理盐水，并轻轻冲洗 5 个循环。
  2. 吸出生理盐水，将其均匀转移至洁净的载玻片上。在室温下自然蒸发干燥。
  3. 在每张载玻片上加入 30 µL 乙醇以固定细胞。静置 5 分钟，待乙醇完全蒸发，使载玻片干燥。
  4. 在每张载玻片上加入 50 µL 结晶紫染色液，在室温下染色 10 分钟。
  5. 用去离子水冲洗每张载玻片，以去除多余染料并减少非特异性染色。
  6. 在显微镜下观察细胞形态，并确定各类细胞的比例。
  7. 连续两次观察小鼠动情周期，以确保其周期稳定。选择处于第三次动情期的小鼠用于实验。
    注意：小鼠动情周期通常持续 4–5 天，分为四个阶段：动情前期、动情期、动情后期和动情间期。动情前期持续约 24 小时，特征为圆形至卵圆形的有核上皮细胞（图 2A）。动情期持续 12 至 48 小时，特征为以无核角化上皮细胞为主（图 2B）。动情后期持续最长达 24 小时，特征为无核角化上皮细胞与中性粒细胞混合存在（图 3C）。动情间期持续 48 至 72 小时，特征为中性粒细胞、有核上皮细胞以及少量无核角化细胞共存（图 2D）。

2. 分组设计

注意：为了评估不同持续时间的95%乙醇灌注对TE模型稳定性的影响，设立了六个处理组。其中一组仅接受假手术而不给予乙醇，作为手术操作效应的对照组。经乙醇诱导产生TE的小鼠根据灌注时间被随机分为五个处理组（每组n = 5），具体如下：

  1. 1 分钟组：将乙醇注入宫腔，持续 1 分钟。
  2. 2 分钟组：将乙醇注入宫腔，持续 2 分钟。
  3. 3 分钟组：将乙醇注入宫腔，持续 3 分钟。
  4. 4 分钟组：将乙醇注入宫腔，持续 4 分钟。
  5. 5 分钟组：将乙醇注入宫腔，持续 5 分钟。

3. 在小鼠中诱导TE模型

  1. 使用麻醉机，以5%异氟烷和100%氧气对小鼠进行3分钟麻醉（遵循机构批准的方案）。通过鼻罩维持1%-3%异氟烷浓度以保持麻醉状态。在小鼠眼部涂抹兽用眼膏，防止麻醉期间眼睛干燥。在整个操作过程中通过脚趾夹捏法监测呼吸频率。
  2. 使用医用胶带固定小鼠四肢，使其仰卧于由电热毯预热的手术台上。轻轻将小鼠舌头稍向外拉，以防止气道阻塞。
    注意：手术期间保持小鼠体温有助于维持免疫功能和血液循环，并防止凝血。此外，拉出小鼠舌头可确保呼吸道通畅，避免麻醉期间发生窒息。
  3. 将动物脱毛膏涂抹于小鼠下腹部，作用3分钟。用干净的擦拭巾清除毛发。使用75%乙醇和碘伏对该区域进行消毒。
  4. 在尿道口上方1 cm处做一长度为1 cm的腹部切口。使用无菌剪刀和镊子将切口延伸至腹膜腔。
  5. 用无菌镊子轻轻拨开肠管，找到子宫并暴露右侧子宫角。在靠近宫颈的近端和靠近卵巢的远端分别施加止血钳。
    注意：夹闭子宫角两端可确保乙醇注射时无泄漏，防止对宫颈、阴道和卵巢造成损伤。
  6. 使用25 G注射器将约50 µL的95%乙醇27注入子宫腔，注射针方向应与子宫角走向平行。以30度角将针头插入子宫腔。根据需要，保持注射器停留1分钟、2分钟、3分钟、4分钟或5分钟。 抽出乙醇后，用无菌生理盐水冲洗子宫腔5次，以彻底清除残留乙醇。同样，按照相同操作步骤，向左侧子宫角注入等体积的无菌生理盐水作为对照。
    注意：确保注射针方向与子宫角走向平行。避免插入角度过陡，以防针头穿透整个子宫角。尽可能完全抽出乙醇，以避免持续性损伤和实验结果不稳定。
  7. 移除止血钳，将子宫和肠管复位至原始位置。
  8. 使用5-0可吸收聚乙醇酸外科缝线缝合腹膜，随后使用5-0不可吸收聚丙烯 外科缝线缝合表皮。
  9. 用75%乙醇和碘伏对切口进行消毒，然后将动物放回笼中。 术后密切观察小鼠心率是否逐渐且稳定地回升，直至小鼠完全恢复并能正常活动（图3A-H）。
    注意：术前一日开始提供口服镇痛药（饮水中含3.2 mg/mL对乙酰氨基酚），并在研究剩余期间持续给予。
  10. 每日于9:00和15:00观察小鼠状况，并使用碘伏对切口进行消毒，确保其健康状态良好。

4. 样本采集

  1. 在乙醇处理7天后，于深度麻醉下通过颈椎脱位法处死小鼠（遵循机构批准的方案）。
  2. 使用手术剪剪开缝合线，暴露子宫。
  3. 使用手术镊小心缓慢地取出整个子宫，并将其从周围脏器中分离。
  4. 立即切除两侧子宫角，并将每侧子宫角分割为3–4个小段。
  5. 用移液器向1.5 mL微量离心管中加入1 mL 4%多聚甲醛，将子宫组织置于4%多聚甲醛中固定24小时。

5. 组织脱水

注意：组织脱水使用自动组织处理仪完成（参见材料表）。

  1. 将福尔马林固定的样本放入组织包埋盒中。
  2. 将组织包埋盒依次转移至浓度递增的乙醇中以脱水，具体如下：70% 乙醇中 1 小时，85% 乙醇中 1 小时，95% 乙醇中两次（每次 1 小时），以及 100% 乙醇中两次（每次 1 小时）。
  3. 用 100% 二甲苯替换乙醇（第一次浸入 135 分钟，之后每次浸入 20 分钟，共两次），以确保石蜡能够渗透组织。
  4. 将组织包埋盒置于 60–65 °C 的孵育箱中浸入石蜡（共 3 次，每次 140 分钟），并在包埋前保持包埋盒处于温热状态。

6. 石蜡包埋

注意：使用模块化组织包埋中心进行这些步骤（参见材料表）。

  1. 将熔化的石蜡加热至 55 °C，注入石蜡模具中。
  2. 使用预热的镊子迅速将包埋盒中的浸润组织段转移至石蜡模具内，确保每个组织段的横截面与模具底部平行。
  3. 待组织段正确放置后，将包埋盒底部压在组织学模具上方。
  4. 将模具直接置于设定为 4 °C 的冷却板上，至少冷却 20 分钟，使石蜡完全固化。
  5. 石蜡完全固化后，从模具中取出样本，并使用石蜡修块仪修剪周围多余的石蜡。

7. 石蜡切片

  1. 将水浴锅预热至 42 °C。在切片前将石蜡块置于冷台上冷却，以便于修整。
  2. 将包埋在石蜡中的样本固定在旋转式切片机上，使组织面朝上。
  3. 每次切片 20 µm，去除覆盖在组织上的多余石蜡，直至达到所需的组织层面。
  4. 每次切取 4 µm 厚的切片。
  5. 将石蜡切片带转移至 42 °C 的温水浴中，持续 2 分钟。
  6. 待切片展开后，从水面捞起并放置于载玻片上。
  7. 将载玻片置于 60 °C 的孵育箱中干燥 30 分钟。

8. 苏木精和伊红染色

注意：苏木精和伊红染色使用自动切片染色机进行（参见材料表）。

  1. 在开始染色程序之前，预先准备好所有试剂。
  2. 将载玻片分别浸入100%二甲苯中10分钟、5分钟和3分钟。
  3. 将载玻片依次用递减浓度的乙醇在去离子水中进行水化：100%乙醇、95%乙醇（两次）和80%乙醇，每次2分钟。
  4. 用去离子水冲洗载玻片。
  5. 将载玻片浸入苏木精染液中染色10分钟。用去离子水冲洗1分钟，或直至水不再呈紫色。
  6. 将载玻片在0.5%酸性乙醇分化液中浸蘸两次，每次3-5秒。用去离子水冲洗1分钟。
  7. 将载玻片放入蓝化缓冲液（1%氨水溶液）中1分钟。用去离子水冲洗1分钟。
  8. 用80%乙醇脱水，然后将载玻片浸入伊红-Y工作液中染色10秒。
  9. 将载玻片转移至95%乙醇中，每次冲洗10秒，重复两次。然后将载玻片转移至无水乙醇中，每次脱水10秒，重复两次。
  10. 将载玻片浸入100%二甲苯中透明两次，每次2分钟。
  11. 在组织上加盖盖玻片，并用天然树脂封固。

9. 马松染色

  1. 将切片依次浸入100%二甲苯中10分钟、5分钟和3分钟，以脱去石蜡。
  2. 脱蜡后，将切片依次浸入递减浓度的乙醇水溶液中：100%乙醇、95%乙醇（两次）和80%乙醇，每次2分钟。
  3. 用去离子水冲洗切片。
  4. 将切片浸入Weigert铁苏木精溶液中染色5分钟，然后用去离子水冲洗30秒。
  5. 将切片在1%盐酸酒精中孵育15秒，以区分染色组织结构的颜色。
  6. 用去离子水冲洗切片30秒。
  7. 将组织在蓝化液中孵育3-5分钟。
  8. 用去离子水冲洗切片30秒。
  9. 将切片置于Ponceau-酸性品红溶液中5-10分钟。
    注意：按2:1的比例混合去离子水和弱酸溶液，配制弱酸工作液。
  10. 用弱酸工作液冲洗切片30秒。
  11. 将组织在磷钼酸溶液中分化1-2分钟，然后用弱酸工作液冲洗切片30秒。
  12. 用苯胺蓝溶液对组织切片染色1-2分钟。
  13. 将组织切片迅速在95%乙醇中脱水2-3秒，随后在100%乙醇中脱水两次，每次5-10秒；再将切片在二甲苯中透明两次，每次1-2分钟。
  14. 在组织上覆盖盖玻片，并用天然树脂封固。
  15. 去除多余的树脂，让切片自然干燥。

10. 成像与分析

  1. 使用切片扫描系统拍摄组织切片的图像。
    注意：使用 4x 或 10x 物镜对切片进行整体观察；如需更详细的图像，可使用 20x 至 100x 物镜。
  2. 利用 HALO 图像分析平台对子宫内膜厚度、腺体数量以及组织纤维化程度进行定量分析。
    注意：通过在 5 个随机选择的视野中测量从子宫腔到子宫肌层的垂直距离，计算平均厚度。

11. 统计分析

  1. 使用 SPSS 23.0 版本（SPSS Inc., Chicago, IL, USA）进行统计分析。
  2. 通过首先进行正态分布检验，评估对照组与模型组之间实验差异的统计学显著性。
  3. 以均值 ± 标准误（SEM）的形式呈现符合正态分布的数据。
  4. 采用单因素方差分析（one-way ANOVA）分析不同处理组的数据。使用 Bonferroni 法对每个位点检测的等位基因数量进行多重比较校正。将 P 值 <0.05 视为具有统计学显著性。

结果

薄型子宫内膜（TE）的关键特征包括子宫内膜厚度减小、腺体密度降低以及子宫内膜纤维化程度增加。该方法成功在模型小鼠中复制了这些特征。数据分析显示，与对照组相比，1分钟组（222.3 µm ± 13.96 µm vs. 359.2 µm ± 12.41 µm，P < 0.05）、2分钟组（168.7 µm ± 17.57 µm vs. 359.2 µm ± 12.41 µm，P < 0.05）和3分钟组（131.8 µm ± 3 µm vs. 359.2 µm ± 12.41 µm，P < 0.05）的子宫内膜厚度均显著降低。然而，2分钟组与3分钟组之间的子宫内膜厚度差异无统计学意义（168.7 µm ± 17.57 µm vs. 131.8 µm ± 3 µm，P > 0.05）（图3A，B）。

1分钟组的子宫内膜腺体数量显著减少（4.4） ± 2.38 与. 24.4 ± 1.6, P < 0.05），2分钟组（0.8 ± 0.49 与. 24.4 ± 1.6, P < 0.05），以及3分钟组（4.4） ± 3.20 与. 24.4 ± 1.6, P < 0.05），与对照组相比（图3A, C然而，在1分钟组、2分钟组和3分钟组之间，子宫内膜腺体数量未观察到显著差异。

由于在使用95%乙醇治疗7天后发生了TE，因此推测子宫内膜厚度可能与灌注持续时间有关。为验证这一假设，另设两组分别用95%乙醇灌注4分钟和5分钟。有趣的是，结果表明随着灌注 时间的延长，子宫粘连严重 （图4），子宫腔几乎不可见。此外，在灌注时间延长的小鼠子宫中未观察到子宫内膜腺体（图4）。

此外，随着95%乙醇灌注时间的延长，子宫内膜纤维化程度增加，Masson染色结果证实了受损子宫内膜存在过度纤维化（图 5A，B).

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图1：TE小鼠模型建立的流程图。 整个实验过程包括以下步骤：首先，小鼠在实验前适应环境1周；接着，监测两个动情周期；选择进入第三次动情期的小鼠，通过向宫腔内注射95%乙醇建立模型；乙醇注射7天后，处死小鼠并取子宫角组织，进行后续的苏木精-伊红（HE）染色和Masson染色分析。请点击此处查看该图的放大版本。

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图2：小鼠动情期的鉴定。 （A）动情前期以有核上皮细胞为主（箭头所示）。 （B）动情期以无核角化上皮细胞为主（星号所示）。 （C）动情后期以无核角化上皮细胞与中性粒细胞共存为特征（三角所示）。 （D）动情间期以中性粒细胞、有核上皮细胞及少量无核角化细胞共存为特征。 目标放大倍数为20倍。 比例尺 = 50 µm。 请点击此处查看该图的放大版本。

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图3：通过95%乙醇灌注诱导TE的实验流程。 （A）使用麻醉机对小鼠进行麻醉。（B）去除腹部毛发。（C）在尿道口外1 cm处做一长约1 cm的切口。（D）定位子宫，并将一侧子宫角暴露出来。（E）在子宫角两侧放置止血钳。（F）将95%乙醇注入子宫角，随后用无菌生理盐水冲洗。（G）移除止血钳，并将子宫复位。（H）缝合切口。 请点击此处查看该图的放大版本。

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图4：通过显微镜下HE染色观察小鼠子宫内膜形态。（A）观察损伤侧与对照侧子宫内膜的形态。右侧子宫注射95%乙醇，左侧子宫注射无菌生理盐水作为对照。比例尺 = 200 µm。（B）Con组、1 min组、2 min组和3 min组之间子宫内膜厚度的比较。（C）Con组、1 min组、2 min组、3 min组、4 min组和5 min组之间子宫内膜腺体数量的比较。Con，对照；**P < 0.01，****P < 0.0001，采用单因素方差分析（one-way ANOVA）。数据以均值 ± 均值标准误表示。请点击此处查看该图的放大版本。

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图5：小鼠子宫内膜的纤维化。 (A) 使用Masson三色染色法评估各处理组子宫内膜纤维化情况，其中蓝色表示胶原纤维的分布。比例尺 = 200 µm。(B) 柱状图总结了不同组间胶原纤维化的水平。**P < 0.01，***P < 0.001，****P < 0.0001，采用单因素方差分析。数据以均值 ± 均值标准误表示。 请点击此处查看该图的放大版本。

讨论

滋养层发育不良（TE）的特征是细胞增殖不足和细胞功能障碍，与不孕症、反复流产及胎盘异常密切相关2,3。遗憾的是，目前尚无针对TE的有效治疗方法。动物模型在研究该疾病中发挥着关键作用。在2014年至2024年间，在208,000项研究中（共34,200项）使用大鼠作为模型生物，占比16.4%；使用小鼠的研究占22.7%（共47,300项）。实验中越来越多地使用小鼠，主要归因于其相较于其他模型的优势，尤其是其在再生研究中的潜力28,29,30。鉴于模型一致性的日益重要，迫切需要开发更多适用于以小鼠为模型开展研究的兼容工具31。

如先前研究所报道，建立子宫内膜损伤（TE）模型的常用方法包括刮伤法11,12、缺血法14、热损伤法15以及化学损伤法16,17,23。为了促进动物模型在TE研究中的应用，并为有效治疗策略奠定基础，Gao 等人24首次通过向SD大鼠宫腔内注射无水乙醇5分钟以损伤子宫内膜，成功建立了TE模型。尽管该方法可有效抑制子宫内膜生长，但常导致腹腔内严重粘连，且动物存活率仅为70%。

既往由于操作简便，主要在大鼠中使用95%乙醇建立模型，但该方法在小鼠中建立的TE模型较少。经过临床观察、全面的文献回顾、预实验、反复讨论与分析，改进了方法，缩短了子宫灌注时间。通过熟练的技术，可将95%乙醇注入子宫腔，通过调节灌注时间建立不同程度的TE模型。

本研究中引入的小鼠模型基于高氏模型的原理24然而，进行了若干修改，包括缩短乙醇灌注时间以及增加生理盐水冲洗频率。在此模型中，小鼠子宫被暴露 通过 腹部解剖后，将95%乙醇注入一侧子宫角，作用时间分别为1分钟、2分钟、3分钟、4分钟和5分钟。由于对乙醇灌注时间进行了精确控制，并采用标准化操作流程，小鼠实验获得了稳定的数据，有效减少了因个体差异导致的偏差。

组织学结果表明，在不同处理时间的TE小鼠中，子宫内膜厚度、子宫内膜腺体数量及子宫内膜纤维化程度均出现明显变化，证实了本研究建立模型的可靠性3,6,9。值得注意的是，当乙醇灌注时间超过4分钟或5分钟时，可观察到严重的宫腔粘连（IUA）。这些发现提示，采用95%乙醇灌注1–3分钟可有效建立TE小鼠模型，而灌注时间超过3分钟则可能诱发严重的IUA。

迄今为止，已开发出多种动物模型用于研究宫腔粘连（TE），包括搔刮法、缺血法、热损伤法和化学诱导法。搔刮诱导模型虽然操作简便，但往往导致宫腔内粘连（IUA）而非宫腔粘连（TE）。缺血诱导的TE模型所需时间明显长于化学诱导模型，而热损伤法相比化学诱导更为复杂且操作困难。尽管化学诱导模型具有耗时短、稳定性好的优点，但也存在潜在局限性，例如可能对动物造成创伤，以及因操作不当引发感染或死亡的风险。通过严谨的培训和实践经验，这些问题可以得到有效缓解。

综上所述，实验结果表明，通过向子宫腔内注射95%乙醇持续1-3分钟，可有效建立TE小鼠模型。该方法为研究TE的病理机制和修复过程，以及开发针对该病症的有效治疗手段提供了有前景的途径。

披露

作者无任何利益冲突需要披露。

致谢

我们衷心感谢匿名审稿人提出的宝贵且富有建设性的意见。本工作得到了深圳市科技计划项目（编号：JCYJ20220818103207016）和广东省基础与应用基础研究基金（编号：2024A1515010478）的资助。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
麻醉机RWD Life ScienceR530小型动物用移动式吸入麻醉机
0.9% 生理盐水湖北科伦药业 C230817A210 mL，医用注射剂
75% 乙醇LIRCON6303060031500 mL，消毒试剂
95% 乙醇广州化学试剂厂64-17-5500 mL，化学试剂
可吸收缝合线金环医疗CR537规格：5-0；长度：90 cm
氨水MilliporeSigma1336-21-61000 mL，化学试剂
全自动组织脱水机LeicaTP1020一次可处理100个包埋盒
C57BL/6 小鼠 南方医科大学实验动物中心 
伊红-YBASOBA40241000 mL，用于石蜡切片、冰冻切片等染色
苏木精BASOBA40411000 mL，用于石蜡切片、冰冻切片等染色
HALO 图像分析平台Indica labs仪器具有操作简便、可扩展性强、分析功能强大以及最快的处理速度
止血钳HUAYON18-5021总长1.8 cm，钳头长0.7 cm
止血镊HUAYON18-5020总长10 cm
HistoCore 旋转式切片机Leica149BIO000C1切片厚度范围为1至60 μm
IndorphorADF1005500 mL，消毒试剂
异氟烷RWD Life ScienceR510-22-10100 mL，活性成分为100%异氟烷
Masson三色染色试剂盒SOLARBIOG13407 × 100 mL，可供100次检测使用
显微镜载玻片基因科技GT100511长度：75 cm；宽度：25 cm
模块化组织包埋中心LeicaEG1150 C仪器包含冷台和加热石蜡分配模块，为包埋工作提供灵活性
天然树脂封片胶SAKURA4770树脂涂层膜，适用于组织学染色
Olympus SLIDEVIEW VS200PANOVUEVS200仪器可获取高质量的虚拟切片图像，并支持高级定量图像分析 
多聚甲醛固定液ServicebioG1011500 mL，通用型组织固定液（中性）
手术镊HUAYON18-13002.2 mm直头，宽12.5 cm
手术剪HUAYON18-011010 cm，不锈钢手术剪
注射器Kindly600170311 mL，带针头的一次性无菌注射器
组织包埋盒CITOTEST80106-1100-16白色；通透槽设计；一体式盖子；三侧设有标签区域
Tissue-Tek Prisma PlusSAKURADRS-Prisma-P-JCS一次可处理60张载玻片
二甲苯广东光华科技股份1330-20-71000 mL，有机溶剂

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