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检测小鼠咳嗽和气道炎症的方法

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DOI：

10.3791/67122

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2024年8月2日

 ,  ,  , 
1State Key Laboratory of Respiratory Disease, Guangzhou Institute of Respiratory Health, The First Affiliated Hospital of Guangzhou Medical University, 2Guangzhou National Laboratory

本文内容

摘要

本文介绍了使用无创实时全身体积描记法（WBP）系统测量咳嗽的方法，以及小鼠组织样本采集的标准操作流程，并概述了一些评估气道炎症的方法。

摘要

慢性咳嗽是指持续超过8周的咳嗽，是最常见的需就医的临床主诉之一，患者承受着巨大的社会经济负担，并伴有明显的生活质量下降。动物模型能够模拟咳嗽复杂的病理生理过程，是咳嗽研究的重要工具。检测咳嗽敏感性及气道炎症对于研究咳嗽的复杂病理机制具有重要意义。本文介绍了利用无创、实时的全身体积描记（WBP）系统测量咳嗽的方法，以及小鼠组织样本（包括血液、肺、脾脏和气管）采集的规范操作流程。同时，本文还介绍了一些评估气道炎症的方法，包括苏木精-伊红（HE）染色肺和气管切片的病理学改变、支气管肺泡灌洗液（BALF）上清中总蛋白浓度、尿酸浓度和乳酸脱氢酶（LDH）活性，以及BALF中白细胞总数及分类计数。这些方法具有良好的可重复性，是研究咳嗽复杂病理生理机制的有力工具。

引言

咳嗽是一种重要的防御行为，可维持气道通畅并保护肺部免受潜在有害物质的侵害。然而，当咳嗽调节失常时，便会成为一种病理状态1。慢性咳嗽通常定义为持续八周或更长时间，是最常需要就医的症状之一2。由于慢性咳嗽常持续数年，患者承受着巨大的社会经济负担，并且生活质量显著下降3,4,5。慢性咳嗽被广泛认为是一种咳嗽高敏感性综合征，其特征是频繁由低强度的热、机械或化学刺激诱发令人困扰的咳嗽6。咳嗽高敏感性的发生与气道炎症密切相关7。然而，调控咳嗽敏感性的病理生理机制仍有待进一步阐明。

动物模型能够模拟咳嗽的复杂病理生理过程，是咳嗽研究的重要工具8,9。既往研究发现，病毒感染、肺内灌注干扰素-γ（IFN-γ）、食管内灌注盐酸、污染物暴露、香烟烟雾以及柠檬酸等均可在动物中诱导咳嗽反应10,11,12,13,14,15,16,17。为了更好地评估咳嗽和气道炎症，本研究采用非致死剂量的H1N1病毒建立了小鼠咳嗽模型。在咳嗽检测方面，临床上已建立了一些咳嗽测量工具，包括主观和客观方法18。用于评估咳嗽严重程度的主观评价工具主要包括视觉模拟评分、咳嗽评分以及生活质量问卷等19,20。然而，这些方法难以应用于动物咳嗽的评估。此外，咳嗽还可通过咳嗽激发试验和咳嗽频率监测进行客观评估。利用全身体积描记（WBP）系统进行的咳嗽激发试验是一种在动物研究中广泛应用的客观方法，可用于测量咳嗽敏感性并揭示咳嗽的潜在机制13,16。基于咳嗽反射的神经解剖学特征，柠檬酸、辣椒素、腺苷5'-三磷酸（ATP）、烯丙基异硫氰酸酯（AITC）以及炎症介质缓激肽等常被用作致咳剂以诱导咳嗽21,22。其中，柠檬酸是最早且应用最广泛的致咳剂之一，已被验证可用于测量咳嗽敏感性。此外，柠檬酸激发试验具有良好的安全性、可行性和耐受性，被推荐用于评估咳嗽治疗对咳嗽反射敏感性的影响23。因此，本文将描述利用非侵入性、实时的WBP系统在小鼠中测定对柠檬酸咳嗽敏感性的方法。

咳嗽病理生理学的研究需要检测样本，包括血液、支气管肺泡灌洗液（BALF）以及肺和气管组织样本，以验证关键因子水平的变化24。目前尚缺乏获取小鼠组织样本的规范化操作流程，相关研究采用的不同方法使得气道炎症的评估变得复杂。支气管肺泡灌洗是评估呼吸系统疾病中气道炎症的重要方法25。不同的支气管肺泡灌洗方法将导致相关研究之间缺乏可比性。此外，不同的支气管肺泡灌洗方法会影响BALF中的炎性细胞和炎性细胞因子。因此，本文将介绍采用非致死剂量H1N1病毒建立小鼠咳嗽模型、利用WBP系统测量咳嗽反应，以及一种可靠、安全且成功率高的小鼠支气管肺泡灌洗方法。

方案

所有实验程序均经广州医科大学动物护理与使用委员会批准（编号：20240248），并严格遵循批准的指南进行。本研究使用雄性SPF级C57BL/6小鼠，体重为20–25 g。所有小鼠均饲养在实底笼具中，环境温度控制在（22 ± 2）°C，湿度为（50% ± 20%），光照时间为上午6:30至下午6:30，自由摄食和饮水。实验流程的时间线见图1。

1. 咳嗽小鼠模型的建立

  1. 使用甲型流感病毒 A/California/7/2009 (H1N1)。确定 H1N1 病毒在小鼠中的致死剂量。
    1. 简言之，用 2.5% 异氟烷麻醉小鼠（每组 n = 10），然后通过鼻内途径接种 10 倍系列稀释的病毒。
    2. 在 15 天内监测小鼠死亡情况。每日记录小鼠的存活率和体重。采用 Reed-Muench 法计算半数致死剂量（LD50）26。
      注：当小鼠体重减轻达到或超过 30% 时，使用过量戊巴比妥钠实施无痛安乐死。
  2. 用 H1N1 病毒感染小鼠。
    1. 将 0.8 × LD50 的 H1N1 病毒溶解于 50 µL 磷酸盐缓冲液（PBS）中。
    2. 用 2.5% 异氟烷麻醉小鼠。
    3. 当小鼠深度麻醉后，将其置于仰卧位，鼻孔朝上。
    4. 使用移液器将 5–10 µL 的 H1N1 病毒溶液或 PBS 溶液（作为对照）滴入小鼠一侧鼻腔内（图 2A）。
    5. 然后用拇指捏住小鼠的嘴部使其闭合，促使小鼠用力吸气，从而使鼻腔内的 H1N1 病毒溶液完全吸入肺部（图 2B）。
    6. 在小鼠另一侧鼻腔重复步骤 1.2.4 和 1.2.5。
    7. 当步骤 1.2.1 中配制的所有 H1N1 病毒均已被滴入小鼠肺部后，将小鼠置于仰卧位静置休息（图 2C）。
  3. 在模型建立后，使用 Buxco 小动物全身体积描记系统检测小鼠咳嗽敏感性。第 21 天时，腹腔注射戊巴比妥钠（150 mg·kg-1）麻醉小鼠。采集并处理血液、脾脏、支气管肺泡灌洗液（BALF）、肺组织和气管组织（图 1）。

2. 咳嗽敏感性测量

  1. 配制柠檬酸（0.4 M）：将 0.1537 mg 柠檬酸置于 5 mL 离心管中，加入生理盐水至终体积为 2 mL。
  2. 仪器检查
    1. 检查通道：根据制造商说明连接全身体积描记室，并点击校准按钮——校准按钮由橙色变为绿色，表示校准成功（图 3A）。
    2. 校准雾化器：
      1. 连接雾化器后，向雾化器中加入 500 µL 生理盐水，点击雾化按钮。
      2. 当雾化器中的液体完全雾化后，再次点击雾化按钮以查看雾化器功率，通常约为 0.3 mL/min。再次点击雾化按钮以确认当前雾化功率。
    3. 完成通道检查后，确保误差值小于 0.5%。
  3. 设置参数
    1. 点击 创建新研究，选择 咳嗽 选项，在“物种”中选择 小鼠，然后点击 下一步。
    2. 选择 咳嗽次数（CCnt） 参数：设定适应期持续时间为 1 分钟，反应时间为 10 分钟，雾化体积为 1 mL，给药持续时间为 10 分钟。
    3. 将清醒且未束缚的小鼠放入独立的塑料透明全身体积描记室中。输入小鼠的 体重 和 受试者编号，然后点击 下一步。
      注意：小鼠具有触壁行为，无需适应狭小空间，因此实验前无需进行适应性训练。
    4. 向雾化器中加入 1 mL 柠檬酸（0.4 M）溶液，并观察咳嗽次数（CCnt）的实时变化（图 3B）。
    5. 柠檬酸完全使用完毕后，点击 文件 和 结束会话 以完成实验。

3. 小鼠血液、脾脏、支气管肺泡灌洗液（BALF）、肺和气管组织的采集（图4）

  1. 采集血液。
    1. 检测到咳嗽后，通过腹腔注射戊巴比妥钠（150 mg·kg-1）对小鼠进行麻醉。从小鼠眼眶采集血液。将1 mL血液与0.1 mL抗凝缓冲液（含9.9 mg/mL肝素钠的PBS溶液）在4 °C下混合（图4A）。
      注：眼眶后采血法操作简便，可获得较大量的血液。
    2. 轻轻振荡采血管，充分混匀血液与抗凝剂，防止血液凝固。
    3. 将采集的血液在4 °C下以800 × g 离心5分钟。收集上清液，于-80 °C保存（用于细胞因子测定），并将沉淀重悬于1 mL D-Hank's溶液中。取10 µL血细胞悬液涂布于载玻片上，用于细胞形态分析。
  2. 取脾脏。
    1. 打开小鼠胸腔，采集血液，并通过动脉放血（图4B）。
    2. 剪除左心耳，随后用5 mL生理盐水灌注肺循环和体循环系统（图4C、D）。使用手术镊完整取出小鼠脾脏（图4E）。
    3. 测量脾脏重量后，将其切成两半。将其中一半在室温下用4%多聚甲醛固定，用于组织病理学分析；另一半保存于-80 °C，用于细胞因子测定。
  3. 支气管肺泡灌洗
    1. 使用巴斯德吸管制作支气管肺泡灌洗管。用酒精灯加热巴斯德吸管，待其软化后拉长形成细管。将无螺纹接头导管的导管部分粘接到细管上。支气管肺泡灌洗管长度为5 cm，上端直径为5 mm，下端直径为1 mm（图5）。
      注：该支气管肺泡灌洗管是收集BALF的有效工具。
    2. 进行BALF采集时，结扎右主支气管以分离右肺。用0.5 mL预冷的PBS对左肺进行三次灌洗，收集灌洗液。BALF回收率超过80%（图4F）。
    3. 将收集的BALF在4 °C下以800 × g 离心5分钟。收集上清液，测定总蛋白浓度、尿酸浓度、乳酸脱氢酶（LDH）活性及细胞因子浓度。
      注：BALF上清液中的炎症标志物，包括总蛋白浓度、尿酸浓度和LDH活性，均按照试剂盒说明书使用检测试剂盒进行检测24。
    4. 将沉淀重悬于200 µL PBS中，借助细胞计数板对BALF中的白细胞进行计数。
    5. 为通过分类计数确定细胞组成，取50 µL细胞悬液涂片于载玻片上，自然干燥。
    6. 用4%多聚甲醛固定载玻片过夜，然后进行苏木精-伊红（HE）染色。每张切片至少分类计数400个细胞，分为中性粒细胞、巨噬细胞、淋巴细胞或嗜酸性粒细胞。
  4. 采集肺和气管组织用于组织病理学分析
    1. 完成BALF采集后，取出右肺的一半（图4G）和气管（图4H），在室温下用4%多聚甲醛固定，用于组织病理学分析。另一半组织保存于-80 °C，用于Western blot、实时定量聚合酶链式反应（qPCR）和酶联免疫吸附测定（ELISA）。

结果

图6展示了经HE染色的小鼠肺（图6A、B）、气管（图6C、D）和脾脏（图6E、F）中病理变化的代表性图像。H1N1病毒感染导致小鼠肺部出现炎症性改变，包括水肿以及大量淋巴细胞和中性粒细胞浸润。H1N1病毒感染还引起小鼠气管的炎症性改变，表现为纤毛脱落及炎性细胞浸润（大量淋巴细胞和少量中性粒细胞）。此外，感染还显著增加了小鼠脾脏中白髓区域面积与整个脾脏面积的比值。淋巴细胞在脾脏白髓中聚集。这一标准化的组织样本采集流程可更有效地评估气道炎症。

小鼠感染时间线示意图；描述病毒感染、咳嗽测量及处死过程。
图1：建立咳嗽小鼠模型的实验方案。 小鼠于第0天经戊巴比妥钠麻醉后，通过鼻腔接种50 µL含H1N1病毒（0.8 × LD50）的PBS溶液，单次给药。咳嗽测量于第20天进行，次日将小鼠处死。 请点击此处查看该图的放大版本。

显示鼻内滴注操作的啮齿类动物实验；包括小鼠操作姿势。
图 2：H1N1 病毒的鼻内滴注。（A）在 50 µL PBS 中滴注 0.8 × LD50 的 H1N1 病毒。（B）用拇指将小鼠的嘴闭合。（C）将小鼠置于仰卧位。请点击此处查看该图的高清版本。

用于咳嗽记录的全身容积描记装置，包含数据分析软件和雾化器。
图3：咳嗽敏感性测量。（A）小鼠咳嗽检测设备与（B）咳嗽反射曲线。建模后，使用全身容积描记（WBP）系统检测雾化柠檬酸溶液（0.4 M）刺激引起的咳嗽事件次数。请点击此处查看该图的放大版本。

小鼠解剖步骤；心脏灌注、冲洗、器官分离；生物学实验步骤。
图4：采集小鼠血液、脾脏、支气管肺泡灌洗液（BALF）、肺组织和气管的代表性图像。（A）血液采集，（B）打开胸腔，（C）剪除左心耳，（D）肺循环灌注，（E）脾脏采集，（F）支气管肺泡灌洗，以及（G）肺叶采集和（H）气管采集，用于组织病理学分析。请点击此处查看该图的放大版本。

微量移液器吸头尺寸比较；带标尺、测量精度、实验设备的示意图。
图 5：支气管肺泡灌洗管规格。 支气管肺泡灌洗管的长度为 5 cm。上端直径为 5 mm，下端直径为 1 mm。 请点击此处查看该图的放大版本。

肺、气管、脾脏的组织学比较；对照组与H1N1感染组；显微镜分析。
图6：H1N1病毒对小鼠肺、气管和脾脏病理变化的影响。（A，B）HE染色肺组织切片中病理变化的代表性图像，分别为（A）对照组和（B）H1N1感染组。“↑”符号标记淋巴细胞（红色）和中性粒细胞（蓝色）的浸润。比例尺：50 µm。（C，D）HE染色气管组织切片中病理变化的代表性图像，分别为（C）对照组和（D）H1N1感染组。“↑”符号标记淋巴细胞（红色）和中性粒细胞（蓝色）的浸润。比例尺：20 µm。（E，F）HE染色脾组织切片中病理变化的代表性图像，分别为（E）对照组和（F）H1N1感染组。“↑”符号标记白髓（绿色）。比例尺：500 µm。 请点击此处查看该图的放大版本。

讨论

一些慢性难治性咳嗽和感染后咳嗽是与呼吸道病毒感染相关的常见病症27。为了更好地评估咳嗽敏感性和气道炎症，本研究建立了H1N1病毒感染的小鼠咳嗽模型。其他研究应根据研究目的选择合适的小鼠咳嗽模型。以往大多数研究在咳嗽的机制研究或新药试验中采用豚鼠作为动物模型28,29,30。近期研究表明，尽管小鼠的咳嗽行为仍存在争议，但由于其繁殖周期较短、可用试剂较多且易于进行遗传操作，可能适用于咳嗽病理生理学的评估16,31。本研究使用柠檬酸作为致咳剂以诱导咳嗽。柠檬酸诱发咳嗽反射的机制可能与激活颈静脉C纤维和结状神经节Aδ纤维有关32。此外，全身体积描记（WBP）系统能够以非侵入性方式测量小鼠咳嗽反射的变化，并最大限度地减少心理应激的影响。在检测咳嗽敏感性时，应尽量减少外界环境对小鼠的影响。应将小鼠置于测试室内，并用塑料袋覆盖，以减少外界环境带来的刺激。

本研究详细介绍了采集小鼠血液、脾脏、支气管肺泡灌洗液（BALF）、肺组织和气管组织的标准化操作流程，并引入了一些用于评估气道炎症的检测方法。为检测气道炎症，采用苏木精和伊红对肺组织和气管切片进行染色，以评估常规组织病理学变化24。支气管肺泡灌洗液（BALF）上清液中总蛋白和尿酸浓度的升高与气道炎症及细胞损伤相关33。BALF 上清液中乳酸脱氢酶（LDH）活性反映细胞损伤和坏死程度34。BALF 和血液中的白细胞数量可反映疾病的炎症程度35。BALF 的白细胞分类计数在慢性气道疾病气道炎症评估中被广泛应用，对于研究疾病发病机制、诊断以及制定慢性呼吸系统疾病的管理策略具有重要意义36。

本实验的局限性在于，采集大量组织样本需要对小鼠进行较长时间的手术操作，这可能影响组织样本的活性。因此，小鼠组织样本在采集后应立即置于冰上。此外，本研究中使用的支气管肺泡灌洗管适用于小鼠，但不适用于较大的动物。

综上所述，我们详细描述了小鼠咳嗽和气道炎症的检测方法。这些方法为研究人员提供了研究咳嗽复杂病理生理学的工具。

披露

作者无任何利益冲突需要披露。

致谢

本工作由广州市科技计划项目（202002030151）、广州国家实验室重大项目（GZNL2024A02001）以及呼吸疾病国家重点实验室资助（SKLRD-Z-202202）支持。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
4% 多聚甲醛 BiosharpBL539A
Buxco 小型动物全身体积描记系统 DSI—
无钙无镁 Hank’s 平衡盐溶液碧云天C0219
柠檬酸Sigma-AldrichC2404
苏木精-伊红宝盛生物BA-4098
肝素钠 Alfa AesarA16198
甲型流感病毒 A/California/7/2009 (H1N1)ATCCVR-1894
异氟烷RWDR510-22
乳酸脱氢酶检测试剂盒南京建成生物工程研究所A020-2-2
生理盐水广州中博生物技术1234-1
巴斯德吸管NEST318415
戊巴比妥钠MerckP3761
磷酸盐缓冲液 迈伦生物MA0015
总蛋白检测试剂盒南京建成生物工程研究所A045-3
尿酸检测试剂盒赛默飞世尔科技A22181

参考文献

  1. Brooks, S. M. Perspective on the human cough reflex. Cough. 7, 10(2011).
  2. Lai, K., Long, L. Current status and future directions of chronic cough in china. Lung. 198 (1), 23-29 (2020).
  3. Zeiger, R. S., et al. Patient-reported burden of chronic cough in a managed care organization. J Allergy Clin Immunol Pract. 9 (4), 1624-1637.e10 (2021).
  4. Marchant, J. M., et al. What is the burden of chronic cough for families. Chest. 134 (2), 303-309 (2008).
  5. Chamberlain, S. A., et al. The impact of chronic cough: A cross-sectional european survey. Lung. 193 (3), 401-408 (2015).
  6. Morice, A. H., et al. Expert opinion on the cough hypersensitivity syndrome in respiratory medicine. Eur Respir J. 44 (5), 1132-1148 (2014).
  7. Chung, K. F., et al. Cough hypersensitivity and chronic cough. Nat Rev Dis Primers. 8 (1), 45(2022).
  8. Deng, Z., et al. Pulmonary IFN-γ causes lymphocytic inflammation and cough hypersensitivity by increasing the number of IFN-γ-secreting t lymphocytes. Allergy Asthma Immunol Res. 14 (6), 653-673 (2022).
  9. Hiramatsu, Y., et al. The mechanism of pertussis cough revealed by the mouse-coughing model. mBio. 13 (2), e0319721(2022).
  10. Lin, L., et al. The duration of cough in patients with H1N1 influenza. Clin Respir J. 11 (6), 733-738 (2017).
  11. Deng, Z., et al. IFN-γ enhances the cough reflex sensitivity via calcium influx in vagal sensory neurons. Am J Respir Crit Care Med. 198 (7), 868-879 (2018).
  12. Chen, Z., et al. Dorsal vagal complex modulates neurogenic airway inflammation in a guinea pig model with esophageal perfusion of HCl. Front Physiol. 5, 536(2018).
  13. Zhi, H., et al. Gabapentin alleviated the cough hypersensitivity and neurogenic inflammation in a guinea pig model with repeated intra-esophageal acid perfusion. Eur J Pharmacol. 959, 176078(2023).
  14. Fang, Z., et al. Traffic-related air pollution induces non-allergic eosinophilic airway inflammation and cough hypersensitivity in guinea-pigs. Clin Exp Allergy. 49 (3), 366-377 (2019).
  15. Xiang, J., et al. Fructus mume protects against cigarette smoke induced chronic cough guinea pig. J Med Food. 23 (2), 191-197 (2020).
  16. Chen, Z., et al. A descending pathway emanating from the periaqueductal gray mediates the development of cough-like hypersensitivity. iScience. 25 (1), 103641(2022).
  17. Chen, Z., et al. Glial activation and inflammation in the nts in a rat model after exposure to diesel exhaust particles. Environ Toxicol Pharmacol. 83, 103584(2021).
  18. Mai, Y., et al. Methods for assessing cough sensitivity. J Thorac Dis. 12 (9), 5224-5237 (2020).
  19. Lee, K. K., et al. A longitudinal assessment of acute cough. Am J Respir Crit Care Med. 187 (9), 991-997 (2013).
  20. Birring, S. S., et al. Development of a symptom specific health status measure for patients with chronic cough: Leicester cough questionnaire (LCQ). Thorax. 58 (4), 339-343 (2003).
  21. Mazzone, S. B., Farrell, M. J. Heterogeneity of cough neurobiology: Clinical implications. Pulm Pharmacol Ther. 55, 62-66 (2019).
  22. Morice, A. H., Kastelik, J. A., Thompson, R. Cough challenge in the assessment of cough reflex. Br J Clin Pharmacol. 52 (4), 365-375 (2001).
  23. Nurmi, H. M., Lätti, A. M., Brannan, J. D., Koskela, H. O. Comparison of mannitol and citric acid cough provocation tests. Respir Med. 158, 14-20 (2019).
  24. Ding, W., et al. Amg487 alleviates influenza a (H1N1) virus-induced pulmonary inflammation through decreasing IFN-γ-producing lymphocytes and IFN-γ concentrations. Br J Pharmacol. 181 (13), 2053-2069 (2024).
  25. Connett, G. J. Bronchoalveolar lavage. Paediatr Respir Rev. 1 (1), 52-56 (2000).
  26. Wu, X., et al. Correlation of adhesion molecules and non-typeable haemophilus influenzae growth in a mice coinfected model of acute inflammation. Microbes Infect. 23 (8), 104839(2021).
  27. Capristo, C., Rossi, G. A. Post-infectious persistent cough: Pathogenesis and therapeutic options. Minerva Pediatr. 69 (5), 444-452 (2017).
  28. Kollarik, M., Brozmanova, M. Cough and gastroesophageal reflux: Insights from animal models. Pulm Pharmacol Ther. 22 (2), 130-134 (2009).
  29. Driessen, A. K., et al. A role for neurokinin 1 receptor expressing neurons in the paratrigeminal nucleus in bradykinin-evoked cough in guinea-pigs. J Physiol. 598 (11), 2257-2275 (2020).
  30. Ruhl, C. R., et al. Mycobacterium tuberculosis sulfolipid-1 activates nociceptive neurons and induces cough. Cell. 181 (2), 293-305.e211 (2020).
  31. Chen, L., Lai, K., Lomask, J. M., Jiang, B., Zhong, N. Detection of mouse cough based on sound monitoring and respiratory airflow waveforms. PLoS One. 8 (3), e59263(2013).
  32. Wallace, E., Guiu Hernandez, E., Ang, A., Hiew, S., Macrae, P. A systematic review of methods of citric acid cough reflex testing. Pulm Pharmacol Ther. 58, 101827(2019).
  33. Ding, W., et al. Intrapulmonary ifn-γ instillation causes chronic lymphocytic inflammation in the spleen and lung through the CXCR3 pathway. Int Immunopharmacol. 122, 110675(2023).
  34. Liu, B., et al. Anti-IFN-γ therapy alleviates acute lung injury induced by severe influenza a (H1N1) pdm09 infection in mice. J Microbiol Immunol Infect. 54 (3), 396-403 (2021).
  35. Domagała-Kulawik, J. Bal in the diagnosis of smoking-related interstitial lung diseases: Review of literature and analysis of our experience. Diagn Cytopathol. 36 (12), 909-915 (2008).
  36. Miyata, Y., et al. The effect of bronchoconstriction by methacholine inhalation in a murine model of asthma. Int Arch Allergy Immunol. 181 (12), 897-907 (2020).

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