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方法文章

肿瘤缺氧评估：通过电子顺磁共振进行体内三维氧成像

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DOI：

10.3791/67129

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2025年2月14日

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1Faculty of Biochemistry, Biophysics and Biotechnology, Department of Biophysics and Cancer Biology, Jagiellonian University, 2Doctoral School of Exact and Natural Sciences Faculty of Biochemistry, Biophysics and Biotechnology, Department of Biophysics and Cancer Biology, Jagiellonian University, 3Department of Radiation and Cellular Oncology, The University of Chicago, 4Center for EPR Imaging In Vivo Physiology, The University of Chicago, 5O2M Technologies

本文内容

摘要

采用脉冲电子顺磁共振技术对小鼠肿瘤的定量三维氧分布图进行了无创成像。利用超声B型成像和能量多普勒成像获取解剖结构和血管结构信息。将两种模态的图像叠加，实现多参数肿瘤分析。

摘要

精确且实时的氧分压（pO₂）测量2) 在包括癌症在内的多种病理状况中提供了重要信息。低肿瘤氧分压（pO2 （即缺氧）与肿瘤侵袭性增强及治疗反应不佳相关。肿瘤组织氧分压（pO₂）的定量检测2 可评估治疗效果。电子顺磁共振成像（EPRI），特别是脉冲EPRI，已成为一种先进的三维（3D）组织氧合评估方法 体内。这一创新得益于电子顺磁共振（EPR）技术的发展以及三芳基类水溶性氧测定自旋探针的应用，能够提供快速且灵敏的氧合数据。自旋探针的弛豫时间（T1 和/或 T2）可准确反映 pO₂ 水平2 在选定的体素中。

将人胶质母细胞瘤LN229肿瘤种植于BALB/c裸鼠的肩胛间脂肪垫中。采用超声（US）成像作为肿瘤解剖结构信息的参考。为实现组织氧分压（pO2）成像，将动物固定在成像床的特定位置，并使用标记点，以实现不同成像模态之间的图像配准。注射OX071对比剂后，先进行电子顺磁共振成像（EPRI），随后进行超声B模式成像。由于自旋探针的毒性较低，该过程可在肿瘤生长或治疗期间重复进行。成像完成后，使用MATLAB编写的软件进行图像配准。最终可计算特定肿瘤的缺氧区域比例，并随时间比较组织pO2分布的直方图。电子顺磁共振成像联合超声是临床前研究中进行肿瘤氧分布图绘制的优良工具。

引言

理解具有复杂空间结构和动态相互作用的肿瘤微环境（TME），有助于更全面地认识肿瘤生物学。缺氧（即低氧水平）是TME的关键组成部分，在其他危及生命疾病的进展中也发挥着重要作用，包括心血管疾病、糖尿病等代谢性疾病以及慢性肾病1,2,3。组织氧合是一个基本因素，尤其在癌症背景下，组织局部氧分压（pO2）与治疗耐受性密切相关。当pO2水平超过10 mm Hg时，低线性能量转移（LET）放射治疗的效果增强（氧增敏效应）。

近期利用电子顺磁共振成像（EPRI）的研究表明，在小鼠模型中，基于氧浓度引导的放射治疗可使多种癌症的生存率提高两倍。4,5。这类似于肿瘤组织氧分压（pO₂）的受试者2 使用多个Eppendorf电极测量，发现其pO₂的中位数或平均值2 低于 10 torr 的值6除了放射治疗外，肿瘤缺氧还与肿瘤侵袭性及其他治疗方法（如免疫治疗）的疗效直接相关。7,8这种关联凸显了精确氧浓度测量在提高治疗效果和理解疾病病理生理学方面的重要性。

理想的体内氧测定需要直接测量组织氧分压，且不受组织灌注和血红蛋白饱和度等因素的影响。该方法应具有无创性，成像时间短且精确，以避免对机体产生潜在影响，例如长时间麻醉、组织温度变化，或组织压力和pH值的显著改变。组织氧测定应具备高准确性和可靠性，确保在不同组织微环境（包括pH值和氧化还原状态差异）下测量结果的一致性。为了有效制定治疗方案，实时图像数据重建和简便的数据解读至关重要。这不仅要求空间分辨率最好低于1 mm，还需实现快速数据采集，以监测组织氧状态的动态变化，例如周期性缺氧。

在此背景下，已开发出多种用于检测分子氧或评估缺氧状态的技术，每种技术均有其独特的适用范围和优势。铂电极被认为是细胞和活体动物组织测氧的"金标准"，可通过精确插入组织实现稳定的测量。其他方法，如利用荧光探针的光学法、光声成像法、通过基因或蛋白表达监测缺氧效应的方法，或彗星实验（comet assay），虽然操作简便，但属于间接检测，或受限于组织中的光路穿透深度。有望用于评估缺氧和/或氧合状态的新兴替代技术包括磁共振成像（MRI）-OE-MRI10 ——或MOBILE11、使用多种缺氧敏感探针的正电子发射断层扫描（PET）12，以及电子顺磁共振（EPR）技术。

电子顺磁共振（EPR）在生物医学领域有着悠久的历史。该现象最早于1944年被报道，长期以来被广泛用作分析化学结构的工具，近年来更被用于研究具有未成对电子的生物系统和材料13。EPR波谱技术已被用于研究光合作用、金属蛋白、自由基酶以及磷脂膜等生物系统的动力学与结构14,15,16。电子顺磁共振（EPR）波谱和断层成像技术已成为研究肿瘤氧合状态及微环境的关键无创方法，其空间分辨率为约1 mm，时间分辨率为1–10分钟，pO2分辨率为1–3 torr5,17,18。

连续波（CW）电子顺磁共振（EPR）方法由于其谱图记录和解释的简便性，在大多数应用中仍被广泛使用。通过检测EPR信号强度或谱线形状的变化来评估氧与自旋探针之间的相互作用，从而反映样品中的氧含量。与脉冲方法相比，CW EPR在对更宽范围的pO2的灵敏度方面具有显著优势。通过应用不同的脉冲序列，可以揭示电子自旋-自旋弛豫时间、自旋-晶格弛豫时间以及与邻近自旋的相互作用等信息18,19。脉冲EPR技术（如结合电子自旋回波检测的反转恢复法，IRESE）可测量自旋-晶格弛豫速率，避免了在低氧浓度下因自旋探针间相互作用引起的弛豫伪影19,20。EPR可用于高时间分辨率和空间分辨率地监测氧浓度变化；然而，在高氧浓度下的测氧过程中，由于横向磁化所测得的电子自旋回波（ESE）弛豫时间较短，脉冲EPR技术面临一定局限性。因此，CW与脉冲EPR方法互为补充，要可靠地理解自旋系统，需结合使用这两种方法。

电子顺磁共振（EPR）测氧技术依赖于溶液中氧浓度与自旋-晶格弛豫速率以及自旋-自旋弛豫速率之间的线性关系。所有测氧探针通常分为两类：可溶性探针和颗粒性自旋探针。选择合适的自旋探针取决于实验设置及所需获取的信息21,22,23。可溶性自旋探针，如硝基氧化物或三苯甲基衍生物24,25（例如OX063及其氘代形式OX071），可在组织中均匀分布，提供整个体积范围内的信息。而针对单点测量以及长期、重复的氧浓度评估，则可使用固态探针，如LiPc、LiBuO或碳衍生物（见表1）22,23,26。

超声B型成像在临床上广泛用于软组织成像。其分辨率取决于所用换能器的频率，在临床前研究中，18 MHz及更高的频率可在图像的平面内和深度方向提供足够的分辨率。超声成像的另一个优势是能够利用功率多普勒模式获取功能性血管图像。本文中，我们介绍电子顺磁共振氧成像（EPROI）作为一种在活体小鼠中生成肿瘤三维氧分布图的方法。相应的超声成像可为EPROI中肿瘤的界定提供必要的解剖学参考。每只动物均可进行多次成像。最后一步是数据分析，包括图像重建以及不同模态间的图像配准，从而获得肿瘤体积内的pO2直方图。

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方案

小鼠来自经批准的动物繁育机构，所有实验均按照伦理准则进行（本研究中为波兰克拉科夫第一地方伦理委员会许可编号165/2023）。

1. 动物与肿瘤细胞系

注意：小鼠饲养于标准实验室条件下：光照/黑暗周期为12小时/12小时，湿度60%，温度23 °C。在群养笼中提供标准饲料，并可自由饮水。

  1. 小鼠胶质母细胞瘤LN229细胞系培养
    1. 在添加了10%热灭活胎牛血清（FBS）以及终浓度分别为10 U/mL青霉素和0.1 mg/mL链霉素的DMEM培养基中，于25 cm2组织培养瓶中培养LN229细胞。
    2. 将细胞维持在37 °C、含5% CO2的湿化培养箱中，每48小时使用0.25%胰蛋白酶-EDTA和不含镁离子与钙离子的PBS（pH 7.4）进行传代。
  2. 肿瘤接种
    1. 接种前一周，每天对小鼠进行操作，使其适应研究人员。
    2. 接种当天，称量小鼠体重。
    3. 将200,000个LN229细胞重悬于50 µL无生长因子的细胞外基质中。使用29 G针头，将细胞悬液皮下接种至16周龄BALB/c裸鼠（N = 5）的肩胛间脂肪垫内。

2. 多普勒超声成像

肿瘤成像的整体时间线如图1所示。超声成像既用于多普勒超声的血管成像，也用于解剖结构超声成像，作为电子顺磁共振成像（EPROI）前的参考图像（图2）。B模式解剖成像对于通过电子顺磁共振（EPR）进行肿瘤氧合分析至关重要，相关内容在第3节中描述。尽管多普勒超声成像（第2节）并非成功实现图像配准所必需，但它仍可提供有关EPR研究最佳时间窗口的有价值信息，并可用于确定肿瘤区域内的活跃血管结构。

  1. 小鼠准备
    1. 等待肿瘤体积达到约 30 mm3。如有必要，手动剃除肿瘤部位周围的毛发。
    2. 使用 2% 异氟烷诱导麻醉，并以 1–1.5% 异氟烷维持麻醉。
    3. 将动物从麻醉舱转移至加热垫上，在准备过程中通过直肠温度探针监测并维持体温在 37 °C。稳定动物体温，以获得准确的生理参数反馈。
  2. 超声成像
    1. 使用配备57-25 MHz 探头的超声系统进行临床前成像（图 2，步骤 1）。
    2. 以0.1 mm 步长采集矢状方向的三维 B 模式图像，用于观察肿瘤形态。
      注意：为保持完全相同的成像条件，请勿移动动物或探头。
    3. 采用能量多普勒模式观察肿瘤功能血管，参数设置如下：速度：1.5 kHz，壁滤波：低，优先级：75%，持续性：中等，步长：0.10 mm。
    4. 旋转探头，在轴向方向重复步骤 2.2.2 和 2.2.3。
    5. 使用超声设备制造商提供的软件进行数据分析。标记肿瘤边界，将其导入三维图像，并计算肿瘤体积及血管所占百分比。

3. EPROI

  1. 探针制备
    1. 将储存于 -80 °C 的 OX071 粉末溶于可注射用 H2O 至终浓度为 1 g/10 mL（约 70 mM）。
  2. 小鼠准备
    1. 使用1%-3%异氟烷与空气混合麻醉小鼠，并将其固定在动物固定装置上。 
    2. 皮下注射1 mL生理盐水，以维持适当的水合水平。
    3. 监测动物的呼吸 使用呼吸垫传感器和贴附于小鼠皮肤的表面温度计监测呼吸频率（80 ± 20 次/分钟）和体温（37 ± 1 °C）。以直肠温度作为参考（37 °C ± 1 °C）进行监测。
    4. 将聚四氟乙烯（PTFE）导管（外径0.7 mm）插入腹腔内用于自旋探针给药。使用乙烯基聚硅氧烷（VPS）固定套管，以防止其从腹腔脱出。
    5. 插入尿管（24 G）以收集排出的自旋探针。
    6. 使用VPS齿科粘土将小鼠固定在动物固定床上以实现固定（图 2A).
  3. 用于配准的解剖超声成像
    1. 打开三维控制台和水平床，将平台温度设置为 60 °C，以确保由塑料床固定器隔离的动物体温维持在 37 °C。
    2. 将固定好动物的动物床放入床架中，并转移至三维控制平台，用于EPR测量前的解剖成像图2B确保动物固定在床架内，且未接触加热平台。
    3. 在三维空间中固定床架的位置，以防止旋转，尤其是XZ平面（矢状面）的旋转，这对于实现精确配准至关重要。
    4. 在床架上放置一个位置标记（胶带上的渔线，直径0.35 mm），标记谐振器的起始位置。
    5. 以1 mm为步长，在轴向和矢状方向上手动进行B型成像，朝向Y轴。
    6. 根据所用换能器频率，采用以下参数对肿瘤结构进行成像：18 MHz 换能器，深度 20 mm，动态范围 84 dB，功率 8 dB，增益 80%；40 MHz 换能器，深度 20 mm，动态范围 32 dB，增益 100%；57 MHz 换能器，深度 13 mm，增益 6 dB，功率 100%。根据肿瘤的具体位置调整换能器焦点设置。
    7. 解剖成像结束后，擦去小鼠身上多余的凝胶，并将动物床中固定的动物从床架上取下。
  4. 电子顺磁共振氧成像
    1. 使用氧成像仪进行脉冲电子顺磁共振（EPR），工作频率范围为685 MHz至735 MHz。设置时采用偏置线圈，用于三维成像及弛豫时间分析。使用尺寸为32 mm × 35 m的水平谐振器。
    2. 在完成解剖学超声检查后，立即将固定好的小鼠转移至动物床，并迅速送入EPR成像仪图2C). 小心保持动物床的位置，以尽量减少谐振器内的旋转，操作方法与第3.3节所述步骤类似。
    3. 重新连接温度探头，以持续监测和维持动物体温，并将其与谐振器内部的温度相关联。
    4. 在EPR波谱仪软件中，使用调谐旋钮将谐振频率调至约725 MHz中心位置（图3A).
      注意：一个匹配良好的谐振器的衰减应达到25 dB或更低。
    5. 优化微波功率以在60 ns处获得峰值（图3B通过将衰减值从 20 dB 调整为 3 dB。
    6. 调节仪器，使位于动物床内的标记物的自由感应衰减（FID）信号在磁场中居中并完成相位校正。图3C).
    7. 通过预先插入的导管，腹腔注射100 µL OXO71，随后用50–100 µL生理盐水冲洗。
    8. 使用预设的程序化队列序列，按照设定参数采集数据；典型序列包括用于定位图像的T1、T2弛豫时间，三维电子自旋回波（ESE）以及用于动物成像的四维反转恢复电子自旋回波（IRESE）。采集IRESE成像时采用1.5 G/cm梯度，重复时间为55 µs，预触发时间为-250 ns，t90为60 ns，tau为400 ns；总采集时间约12分钟。在探针注射后，至少重复IRESE成像30–40分钟（3–4次）。
    9. 成像完成后，将小鼠从动物床转移至加热垫上。皮下注射1 mL生理盐水，以维持适当的水合水平。持续监测，直至小鼠恢复直立运动能力。

4. 数据分析

  1. 4D重建分析 "ProcessGUI"
    1. 在重建之前，通过选择方案对投影进行基线校正 "PulseRecon.scn" 并加载参数文件 "IRESE_64pts_小鼠_STANDARD_CHIRALITY.par" 用于分析 IRESE 原始数据。
    2. 使用宽度为4个点的高斯滤波器对每个投影进行滤波，这是所选场景的默认设置。
    3. 将滤波后的投影子采样至64个点（矩阵大小)，所选场景的默认设置。
    4. 使用截断频率为奈奎斯特频率0.6倍的Ram-Lak滤波器对投影数据进一步滤波（点击 重建参数 | 滤波器截止值).
    5. 反投影滤波后的投影数据，以生成四维光谱-空间图像。
    6. 利用拟合算法从每个体素的谱图中提取自旋包线宽。部分 拟合参数 设置 末端延长点 - 3，拟合方法 - 默认.
    7. 使用拟合过程中的默认参数设置，包括谱图幅度、相位、谱中心以及谱自旋包线宽度。
  2. 解剖超声与EPROI之间的配准 "ArbuzGUI" (图4)
    注意： "ArbuzGUI" 由芝加哥大学的Boris Epel开发的MATLAB程序用于执行配准。该软件可在EPR-IT获取 https://github.com/o2mdev/eprit。该配准工具箱此前已在其他地方进行过说明。27请参阅用户手册以获取详细的分步说明28.
    1. 将二维超声图像以1毫米步长（该步长严格对应于B型成像的帧采集，见步骤3.3.7）作为图像序列加载，以重建三维超声图像。
    2. 将收集到的pO2图像（在步骤4.1中重建）添加为3D图像类型集合 "PO2_pEPRI" 数据。将数据存储在项目中。
    3. 创建配准序列并通过选择进行转换 特殊 | MRI-EPRI 配准.
    4. 选择需要调整为EPRI数据的图像（例如，US轴向3D） 序列 | 添加操作使用 5期：T2 为获得最佳性能。结果中，所选图像名称前将出现一个黑色加号符号。
    5. 在 SliceMaskEditPLG 中打开超声图像。根据图像上显示的标尺调整超声图像的比例尺。根据选定的帧标记超声位置标记、动物轮廓和肿瘤位置。
    6. 在 SliceMaskEditPLG 中标记 pO2 重建的4D pO中的地图轮廓与定位标记2 图像。
    7. 使用图示查看器和 RotateImagePLG 工具箱，根据超声图像位置标记与标记点位置的关系旋转超声图像，以配准 pO2 带有美国轮廓的地图
    8. 将肿瘤掩膜从超声图像转换至 pO2 地图
    9. 可视化 pO 中的肿瘤掩膜2 小鼠脑图谱及pO导出2 每个体素的值。

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结果

LN229 肿瘤在肩胛间脂肪垫内生长的超声图像代表性横截面，连同血管结构一并展示于 图5在肿瘤边界外可见部分血管。出乎意料的是，肿瘤血管体积所占百分比并未随着肿瘤生长而减少，反而保持稳定。

如图2所示，步骤2包括将小鼠及其所有附件固定在成像床上，以确保两种成像模式下位置完全一致。肿瘤超声B模式图像作为解剖学参考（图5），提供肿瘤表面及超声位置标记，用于与EPROI图像进行配准（图6A）。图6B-D展示了三维pO2图的代表性横截面。可见pO2值具有典型的空间异质性，肿瘤边界内区域缺氧更为明显，图像底部可见高度缺氧的定位标记（黑色箭头）。

在图7

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讨论

所述成像方案中有几个关键步骤。首先，为了将解剖图像与氧分布图进行配准，由于分辨率更高且能够提供详细的三维数据，磁共振成像（MRI）可能是比超声成像更优的选择19。采用高频换能器的超声成像可提供优异的分辨率和足够的成像深度，适用于临床前研究。然而，无论是MRI还是超声成像，均需使用标记物（fiducials）以确保肿瘤在不同成像模态间的位置保持一致。

对实验装置进行某些改进对于确保准确性和可靠性至关重要。其中一项关键改进是锁定动物床的旋转，以确保肿瘤相对于腔体始终保持一致的位置，同时固定动物床本身，以避免成像过程中发生任何移动。动物在床内的正确放置以及床在共振器中的准确定位，对于图像配准和可重复性非常重要。在我们的实践中，z 方向的误差最大。肿瘤应位于共振器的中心，但根据肿瘤所在位置的不同，这一点并不总能实现。在涉及多次纵向成像的情况下，肿瘤位置和/或大小的变化会带来进一步挑战。我们已使用床固定装置，在EPR成像仪外部确保完全相同的位置，例如用于超声成像（图2）。

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披露

H. Halpern 教授和 B. Epel 是 O2M Technologies 的联合创始人。其他作者：G. Dziurman、A. Bienia、A. Murzyn、B. Płóciennik、J. Kozik、G. Szewczyk、M. Szczygieł、M. Krzykawska-Serda 和 M. Elas 声明无利益冲突。

致谢

感谢 O2M Technology 提供的技术支持。特此致谢波兰国家科学中心资助项目编号 2020/37/B/NZ4/01313（Jiva-25 成像仪）和 NCBiR：ENM3/IV/18/RXnanoBRAIN/2022（动物费用）。VevoF2 超声设备的购置得到了雅盖隆大学战略计划“卓越计划”下生物化学、生物物理学与生物技术学院的支持。

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材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
注射用水Polpharma1280610-
ArbuzGUI O2M Technologies-可在 GitHub 仓库中获取
磷酸氢二钠POCH S.A.799280115-
Dulbecco′s 改良 Eagle′s 培养基 - 高糖Merck Life ScienceD5648含 4500 mg/L 葡萄糖和 L-谷氨酰胺
胎牛血清 Gibco, Thermo Fisher Scientific10500064-
钓鱼线Good FishA-55A-035美国规格标记 - 0.35 mm
GeltrexGibco, Thermo Fisher ScientificA1413302生长因子减少型基底膜基质
ibGUIO2M Technologies-可在 GitHub 仓库中获取
氯化钠注射液（等渗）Polpharma使用了多个货号9 mg/mL
胰岛素针头 29 G Becton, Dickinson and Company使用了多个货号-
Jiva 25O2M Technologies-EPROI
MATLABMathWorks-版本 R2021b
青霉素-链霉素Merck Life ScienceP4333含 10,000 单位青霉素和 10 mg 链霉素/mL
氯化钾POCH S.A.739740114-
磷酸二氢钾POCH S.A.742020112-
ProcessGUIO2M Technologies-可在 GitHub 仓库中获取
PTFE 管路 Cole Palmer Instrument Co06412-11-
氯化钠POCH S.A.794121116-
SpecMan4EPRFEMI Instruments-版本 3.4 CS 64 位
Surflash I.V. 导管TerumoSR*FF2419规格：24G × ¾"
胶带3M 使用了多个货号微孔胶带（micropore）
胰蛋白酶-EDTA Gibco, Thermo Fisher Scientific25200072-
超声成像Telemed-解剖结构超声
超声耦合剂KONIXNUG-0019-
VetfluraneVirbac1373171000 mg/g
Vevo F2FujiFilms, Visual Sonics-B 模式和多普勒模式
乙烯基聚硅氧烷牙科印模材料 3M ESPE使用了多个货号-

参考文献

  1. Chen, P. -S. Pathophysiological implications of hypoxia in human diseases. J Biomed Sci. 27, 63(2020).
  2. Lopez-Pascual, A., Trayhurn, P., Martínez, J. A., González-Muniesa, P. Oxygen in metabolic dysfunction and its therapeutic relevance. Antioxid Redox Signal. 35 (8), 642-687 (2021).
  3. Vaupel, P., Mayer, A., Höckel, M. Tumor hypoxia and malignant progression. Methods Enzymol. 381, 335-354 (2004).
  4. Gertsenshteyn, I., et al. Absolute oxygen-guided radiation therapy improves tumor control in three preclinical tumor models. Front Med (Lausanne). 10, 1269689(2023).
  5. Epel, B., et al. Oxygen-guided radiation therapy. Int J of Radiat Oncol Biol Phys. 103 (3), 977-984 (2019).
  6. Hockel, M., et al. Association between tumor hypoxia and malignant progression in advanced cancer of the uterine cervix. Cancer Res. 56 (19), 4509-4515 (1996).
  7. Semenza, G. L. Intratumoral hypoxia and mechanisms of immune evasion mediated by hypoxia-inducible factors. Physiology (Bethesda). 36 (2), 73-83 (2021).
  8. Dewhirst, M. W., Mowery, Y. M., Mitchell, J. B., Cherukuri, M. K., Secomb, T. W. Rationale for hypoxia assessment and amelioration for precision therapy and immunotherapy studies. J Clin Invest. 129 (2), 489-491 (2019).
  9. Tatum, J. L., et al. Hypoxia: importance in tumor biology, noninvasive measurement by imaging, and value of its measurement in the management of cancer therapy. Int J Radiat Biol. 82 (10), 699-757 (2006).
  10. O'Connor, J. P. B., et al. Oxygen-enhanced MRI accurately identifies, quantifies, and maps tumor hypoxia in preclinical cancer models. Cancer Res. 76 (4), 787-795 (2016).
  11. Colliez, F., et al. Oxygen mapping within healthy and acutely infarcted brain tissue in humans using the NMR relaxation of lipids: A proof-of-concept translational study. PLoS One. 10 (8), e0135248(2015).
  12. Gouel, P., et al. Advances in PET and MRI imaging of tumor hypoxia. Front Med (Lausanne). 10, 1055062(2023).
  13. Płonka, P. M. Paramagnetomics. Electron Spin Resonance Spectroscopy in Medicine. , 189-221 (2019).
  14. Kavetskyy, T. S., et al. EPR study of self-organized magnetic nanoparticles in biomaterials. Semiconductor Physics, Quantum Electronics and Optoelectronics. 25, 146-156 (2022).
  15. Eaton, G. R., Eaton, S. S., Ohno, K. EPR Imaging and in Vivo EPR. , CRC Press. (2018).
  16. Berliner, L. J. The evolution of biomedical EPR (ESR). Biomed Spectrosc Imaging. 5 (1), 5-26 (2017).
  17. Matsumoto, K. -I., et al. EPR-based oximetric imaging: a combination of single point-based spatial encoding and T1 weighting. Magn Reson Med. 80 (5), 2275-2287 (2018).
  18. Kishimoto, S., et al. Pulsed electron paramagnetic resonance imaging: Applications in the studies of tumor physiology. Antioxid Redox Signal. 28 (5), 1378-1393 (2018).
  19. Epel, B., Halpern, H. J. In vivo pO2 imaging of tumors: Oxymetry with very low-frequency electron paramagnetic resonance. Methods Enzymol. 564, 501-527 (2015).
  20. Epel, B., et al. Absolute oxygen R1e imaging in vivo with pulse electron paramagnetic resonance. Magn Reason Med. 72 (2), 362-368 (2014).
  21. Ahmad, R., Kuppusamy, P. Theory, instrumentation, and applications of electron paramagnetic resonance oximetry. Chem Rev. 110 (5), 3212-3236 (2010).
  22. Kuppusamy, P. Sense and sensibility of oxygen in pathophysiology using EPR oximetry. Measuring oxidants and oxidative stress in biological systems. Berliner, L. J., Parinandi, N. L. , Springer. Cham (CH). (2020).
  23. Flood, A. B., Satinsky, V. A., Swartz, H. M. Comparing the effectiveness of methods to measure oxygen in tissues for prognosis and treatment of cancer. Adv Exp Med Biol. 923, 113-120 (2016).
  24. Ardenkjær-Larsen, J. H., et al. EPR and DNP properties of certain novel single electron contrast agents intended for oximetric imaging. J Magn Reason. 133, 1-12 (1998).
  25. Reddy, T. J., Iwama, T., Halpern, H. J., Rawal, V. H. General synthesis of persistent trityl radicals for EPR imaging of biological systems. J Org Chem. 67 (14), 4635-4639 (2002).
  26. Kmiec, M. M., Tse, D., Kuppusamy, P. Oxygen-sensing paramagnetic probes for clinical oximetry. Adv Exp Med Biol. 1269, 259-263 (2021).
  27. Pandian, R. P., Parinandi, N. L., Ilangovan, G., Zweier, J. L., Kuppusamy, P. Novel particulate spin probe for targeted determination of oxygen in cells and tissues. Free Radic Biol Med. 35 (9), 1138-1148 (2003).
  28. O2M Technologies LLC. JIVA-25 Oxygen Imager User Manual. , (2024).
  29. Epel, B., et al. Electron paramagnetic resonance oxygen imaging of a rabbit tumor using localized spin probe delivery. Med Phys. 37 (6 Part1), 2553-2559 (2010).
  30. Epel, B., Viswakarma, N., Sundramoorthy, S. V., Pawar, N. J., Kotecha, M. Oxygen imaging of a rabbit tumor using a human-sized pulse electron paramagnetic resonance imager. Mol Imaging Biol. 26 (3), 403-410 (2023).
  31. Epel, B., Redler, G., Tormyshev, V., Halpern, H. J. Towards human oxygen images with electron paramagnetic resonance imaging. Adv Exp Med Biol. 876, 363-369 (2016).
  32. Elas, M., et al. EPR oxygen images predict tumor control by a 50% tumor control radiation Dose. Cancer Res. 73 (17), 5328-5335 (2013).
  33. Elas, M., et al. Electron paramagnetic resonance oxygen images correlate spatially and quantitatively with Oxylite oxygen measurements. Clin Cancer Res. 12 (14), 4209-4217 (2006).
  34. Redler, G., Epel, B., Halpern, H. J. Principal component analysis enhances SNR for dynamic electron paramagnetic resonance oxygen imaging of cycling hypoxia in vivo. Magn Reson Med. 71 (1), 440-450 (2014).
  35. Naz, S., Kishimoto, S., Mitchell, J. B., Krishna, M. C. Imaging metabolic processes to predict radiation responses. Semin Radiat Oncol. 29 (1), 81-89 (2019).
  36. Yamamoto, K., et al. Molecular imaging of the tumor microenvironment reveals the relationship between tumor oxygenation, glucose uptake, and glycolysis in pancreatic ductal adenocarcinoma. Cancer Res. 80 (11), 2087-2093 (2020).
  37. Kawai, T., et al. Continuous monitoring of postirradiation reoxygenation and cycling hypoxia using electron paramagnetic resonance imaging. NMR Biomed. 35 (10), e4783(2022).
  38. Takakusagi, Y., et al. Pyruvate induces transient tumor hypoxia by enhancing mitochondrial oxygen consumption and potentiates the anti-tumor effect of a hypoxia-activated prodrug TH-302. PLoS One. 9 (9), e107995(2014).
  39. Li, T., et al. Evaluations of an early change in tumor pathophysiology in response to radiotherapy with oxygen enhanced electron paramagnetic resonance imaging (OE EPRI). Mol Imaging Biol. 26 (3), 448-458 (2024).
  40. Schaner, P. E., et al. First-in-human study in cancer patients establishing the feasibility of oxygen measurements in tumors using electron paramagnetic resonance with the OxyChip. Front Oncol. 11, 743256(2021).
  41. Swartz, H. M., et al. How best to interpret measures of levels of oxygen in tissues to make them effective clinical tools for care of patients with cancer and other oxygen-dependent pathologies. Physiol Rep. 8 (15), 14541(2020).
  42. Tseytlin, M., et al. A combined positron emission tomography (PET)-electron paramagnetic resonance imaging (EPRI) system: initial evaluation of a prototype scanner. Phys Med Biol. 63 (10), 105010(2018).
  43. Kim, H., et al. Development of a PET/EPRI combined imaging system for assessing tumor hypoxia. J Instrum. 16 (03), P03031(2021).
  44. Shen, J., et al. Development of isoindoline nitroxides for EPR oximetry in viable systems. Appl Magn Reason. 22, 357-368 (2002).
  45. Alecci, M., Ferrari, M., Quaresima, V., Sotgiu, A., Ursini, C. L. Simultaneous 280 MHz EPR imaging of rat organs during nitroxide free radical clearance. Biophys J. 67 (3), 1274-1279 (1994).
  46. Hyde, J. S., Subczynski, W. K. Simulation of ESR spectra of the oxygen-sensitive spin-label probe CTPO. J Magn Reson (1969). 56 (1), 125-130 (1984).
  47. Sarna, T., Dulȩba, A., Korytowski, W., Swartz, H. Interaction of melanin with oxygen. Arch Biochem Biophys. 200 (1), 140-148 (1980).
  48. Bratasz, A., Kulkarni, A. C., Kuppusamy, P. A highly sensitive biocompatible spin probe for imaging of oxygen concentration in tissues. Biophys J. 92 (8), 2918-2925 (2007).
  49. Gluth, T. D., et al. Biocompatible monophosphonated trityl spin probe, HOPE71, for in vivo measurement of pO2, pH, and [Pi] by electron paramagnetic resonance spectroscopy. Anal Chem. 92 (2), 946-954 (2022).
  50. Gluth, T. D., et al. Large-scale synthesis of a monophosphonated tetrathiatriarylmethyl spin probe for concurrent in vivo measurement of pO2, pH and inorganic phosphate by EPR. RSC Adv. 11 (42), 25951-25954 (2022).
  51. Vahidi, N., et al. In vivo and in vitro EPR oximetry with fusinite: A new coal-derived, particulate EPR probe. Magn Reson Med. 31 (2), 139-146 (1994).
  52. Gallez, B., et al. Small particles of fusinite and carbohydrate chars coated with aqueous soluble polymers: preparation and applications for in vivo EPR oximetry. Magn Reson Med. 40 (1), 152-159 (1998).
  53. James, P. E., et al. Gloxy: An oxygen-sensitive coal for accurate measurement of low oxygen tensions in biological systems. Magn Reson Med. 38 (1), 48-58 (1997).
  54. Goda, F., et al. In vivo oximetry using EPR and India ink. Magn Reson Med. 33 (2), 237-245 (1995).
  55. Liu, K. J., et al. Lithium phthalocyanine: a probe for electron paramagnetic resonance oximetry in viable biological systems. Proc Natl Acad Sci. USA. 90 (12), 5438-5442 (1993).
  56. Ilangovan, G., Zweier, J. L., Kuppusamy, P. Mechanism of oxygen-induced EPR line broadening in lithium phthalocyanine microcrystals. J Magn Reason. 170 (1), 42-48 (2004).

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