需要JoVE订阅才能观看此内容。 请登录或开始免费试用

方法文章

体外模型中组织矿化的全面表征

1.6K 次观看

⸱

DOI：

10.3791/67235

⸱

2024年9月27日

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Nantes Université, Univ Angers, Oniris, CHU Nantes, INSERM, Regenerative Medicine and Skeleton, RMeS, UMR 1229, 2CHU Angers, Departement pathologie cellulaire et tissulaire

本文内容

摘要

本方案提出一种综合性方法，通过多模态分析手段在全球范围内评估骨再生过程中的骨形成情况。该方法旨在提供有关新骨形成定性与定量的信息，从而提高基础研究和临床前研究的严谨性与有效性。

摘要

在骨再生背景下对组织矿化进行广泛表征是一项重大挑战，原因是目前可用于分析的方法众多。本文提出一种工作流程，用于对新骨形成进行综合评估，所用模型为一种相关的大型动物骨组织离体ex vivo外植体。在离体的绵羊股骨头中制造一个骨缺损（直径 = 3.75 mm；深度 = 5.0 mm），并注入一种负载促成骨生长因子（骨形态发生蛋白2 - BMP2）的多孔骨替代材料。随后，将该外植体在体外培养28天，以允许细胞定植及后续的骨形成过程。为评估新生矿化组织的质量与结构，建立以下连续分析方法：（i）利用显微CT对整个外植体进行表征并获取高分辨率三维图像，随后采用深度学习图像分析技术以增强对矿化组织的识别能力；（ii）纳米压痕法测定新生组织的力学性能；（iii）组织学检查，包括苏木精/伊红/沙黄（HES）染色、Goldner三色染色和Movat五色染色，以对矿化组织进行定性评估，尤其关注类骨质边界及骨细胞存在的可视化；（iv）背散射扫描电子显微镜（SEM）成像结合内部参照，用于量化矿化程度，并深入揭示表面形貌、矿物成分以及骨-生物材料界面的特征；（v）拉曼光谱法表征矿化基质的分子组成，并通过检测肽键来评估BMP2在骨水泥中是否持续存在。该多模态分析方法将有效评估新生骨组织，并提供关于矿化组织的全面定性与定量信息。通过标准化这些实验方案，我们旨在促进不同研究间的可比性，并提高科研结果的有效性与可靠性。

引言

骨缺损，无论是由创伤、肿瘤切除、先天性畸形还是感染引起，都是再生医学面临的主要挑战。这些改变会破坏骨骼系统的结构完整性，导致患者不适、功能障碍以及生活质量下降。

为了克服这些挑战，人们提出了创新的骨修复策略，重点在于增强成骨作用和骨组织再生。这些方法包括使用可植入、可注射或可3D打印的骨替代材料，这些材料可以来源于天然（例如生物来源的大分子、动物源性羟基磷灰石）或为合成材料（例如生物活性玻璃、磷酸钙）1。为了提高骨替代材料本身在引导和刺激骨再生方面能力不足的问题，可将成骨诱导因子（如骨形态发生蛋白（BMPs））负载于材料中，以促进前体细胞的成骨分化并增强骨形成2。

骨形成始于胶原基质的初始形成，随后由羟基磷灰石晶体对其进行矿化，从而增强骨的结构3。这一过程赋予骨特定的刚度和强度。矿化组织的质量由其微观结构特征和矿化程度精细调控4。这种质量在骨愈合及再生骨的功能中起着关键作用5。然而，由于多变量研究之间存在固有的变异性，对骨矿化进行表征仍然是一项具有挑战性的任务6,7,8。

此外，骨移植替代物的生物相容性、细胞相容性及分化潜能的初步评估通常在体外（in vitro）进行。然而，方法学上的差异阻碍了结果之间的直接比较。此外，这些体外（in vitro）研究无法充分模拟多细胞间的相互作用以及细胞群体（包括骨髓细胞）之间复杂的相互对话，而这些相互作用对于调控骨再生过程至关重要9。这种对骨微环境缺乏准确模拟的情况可能会影响后续临床前研究的准确性10。

尽管 体内 评估虽然能更准确地反映生理环境，但受限于伦理、操作和经费等方面的因素。因此， 离体 评估在接口中起着关键作用 体外 和 体内 研究，作为在开展活体实验之前必不可少的中间步骤11,12,13.

在此背景下，需要采用全面的表征方法来评估再生骨组织的质量，并在进入临床前模型之前确保该策略的相关性。因此，我们提出了一种基于羊膝关节组织移植模型分析的实验方案。该创新性方法包括将负载BMP2的骨水泥植入移植组织，并在培养28天后对组织矿化进行详细分析。

本研究采用的技术方法多样且相互补充，共同为评估再生骨组织的质量提供了全面的分析手段（图1）。高分辨率显微CT成像可实现骨组织结构的三维精细可视化，为新生组织的矿化密度、形态学特征及结构完整性提供重要信息。该技术对于评估骨再生效果以及动态监测矿化过程的进展至关重要。纳米压痕是一种精确测定组织力学性能（如硬度和强度）的方法。通过测量材料在纳米尺度受力后的响应，该技术可评估矿化组织的坚固性与质量。利用苏木精/伊红/沙黄（HES）、Goldner三色染色和Movat五色染色等常规染色方法进行组织学检查，可深入揭示组织的结构与组成。这些染色方法能够区分不同的组织成分，包括细胞、细胞外基质和矿化沉积物，从而对骨再生过程进行系统的定性评估。背散射扫描电子显微镜（SEM）成像可对样品表面进行高分辨率可视化，实现对骨基质矿化程度以及植入材料与宿主组织界面的详细分析。最后，拉曼光谱技术可提供有关组织分子组成的信息，尤其可通过识别蛋白质、脂质和矿物质等特定成分实现分析。该方法可用于表征矿化基质，并检测如BMP2等生长因子的存在，从而为再生微环境中成骨促进信号的持续性提供关键信息。

本研究采用多学科方法，整合多种分析技术，旨在对再生骨组织的质量进行系统而全面的评估，从而为骨移植替代材料的评价及其潜在的临床应用提供坚实的基础。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

方案

本研究已获得伦理与动物福利委员会以及法国国家兽医和食品管理局的批准，批准编号为 G44171。

1. 骨软骨组织块的制备与培养

  1. 在无菌环境中，从刚处死的动物体内采集绵羊关节标本。将绵羊仰卧位固定，剃除左侧后肢毛发，并用酒精对膝关节周围进行消毒。采用髌骨外侧关节切开术暴露前、后交叉韧带，随后进行髌骨脱位以显露股骨滑车。
    1. 组织采集完成后，使用自体骨软骨移植系统在股骨外侧髁上制备直径为4.75 mm的缺损。
  2. 使用骨科锤制备深度为10 mm的缺损，并从中取出外植体。随后，以第一个缺损为中心，使用自体骨软骨移植系统再制备一个直径为8 mm的二次缺损。最终获得尺寸为8 mm × 10 mm的骨软骨外植体，其中包含一个4.75 mm × 10.0 mm的中心缺损。
  3. 如因物流需要，可将外植体置于添加了1%青霉素-链霉素的汉克斯平衡盐溶液（hBSS）中运输，并在4 °C条件下保存。
  4. 用磷酸盐缓冲液（PBS）冲洗外植体3次，然后向4.75 mm × 10.0 mm的缺损中注射添加了40 µg/mL BMP2的磷酸钙水泥。水泥的制备方法如下所述。
    1. 通过在1364 °C下对类羟基磷灰石三钙磷酸盐棒材（等静压成型，压力120 MPa）进行至少12小时的热处理，随后空气淬火，制备α-三钙磷酸盐（α-TCP）14。
    2. 将α-TCP棒材置于无水乙醇中，使用行星式球磨机以500 rpm转速研磨2次，每次5分钟，得到粒径为13.1 ± 1.7 µm的细粉（采用激光衍射法测定，方法见前文14）。
    3. 将α-TCP粉末在180 °C下干热灭菌45分钟。通过将α-TCP粉末与2.5%（w/v）Na2HPO4溶液（经0.22 µm滤膜过滤）按液粉比0.35混合，搅拌1分钟，制备磷酸钙水泥。
    4. 在使用18 G针头注射前，将水泥糊剂装入3 mL注射器中。
  5. 室温（RT）静置10分钟后，将外植体转移至25 cm²培养瓶中，轻轻加入10 mL完全培养基，培养基成分为高糖杜尔贝科改良伊格尔培养基（DMEM），添加10%胎牛血清和1%青霉素-链霉素。
  6. 将外植体置于37 °C、5% CO2的培养箱中培养最多28天，并在超净工作台中每2天更换一次完全培养基。
  7. 用PBS冲洗外植体3次，转移至50 mL离心管中，加入20 mL 4%多聚甲醛（PFA），于4 °C保存3天。之后用PBS冲洗，并将外植体保存于70%乙醇中，以备后续分析。

2. 微计算机断层扫描分析

  1. 使用微型计算机断层扫描（micro-CT）X射线设备进行显微断层扫描分析。以10.7 µm分辨率采集X射线投影，曝光时间为1200 ms，采用1 mm铝滤光片（80 kV和125 µA）。每个0.45°旋转步进平均采集三幅图像，以提高信噪比。
  2. 通过参考扫描完成X/Y方向对准后，使用制造商提供的重建软件重建三维（3D）图像，参数设置如下：平滑度：0，环形伪影校正：3，束硬化校正：35%。使用图像处理软件对图像序列进行清理，并通过二维（2D）和三维（3D）可视化工具进行观察。

3. 深度学习图像分析

  1. 使用专用的专业软件进行图像分割。利用集成的分割向导训练深度学习模型，以区分骨组织和骨水泥。
  2. 从重建的显微CT图像中选择一个包含骨组织、骨水泥和背景的代表性区域（即帧）。使用软件提供的简单工具（如阈值法）或高级工具（如传播工具）对该第一帧进行手动分割。
  3. 在“模型”选项卡中生成深度学习模型，并在下拉菜单中选择3D-Unet Routine。通过右键单击生成的模型，根据待分析图像定义其实验参数；此处参数为：深度为5，块大小为32 × 32，Adadelta算法，步幅比为0.25，数据增强倍数为10倍。
  4. 使用已分割的帧来训练深度学习流程（点击Train Button），该方法因其快速且准确的图像分割能力而被广泛认可3,15。训练完成后，定义第二个工作区域（帧），并使用预测功能自动进行分割。
    1. 如有需要，进行手动校正以生成更精确的训练数据。再次训练该流程。重复此过程直至获得满意结果；随着训练帧数量的增加，数据增强次数逐步减少。
      注意：模型训练过程中提供的DICE指数可反映模型的准确性（相对于输入信息），但并不充分。模型的有效性应通过3名独立的资深研究人员对自动分割结果进行验证来确认。
  5. 点击Export按钮发布模型，并通过点击Segment > Exported Model > Segment Full Dataset将其应用于整个显微CT数据集。

4. 包埋

  1. 将骨外植体置于含有25 mL脱水液（由70%丙酮和30%二甲苯组成）的40 mL玻璃小瓶中进行脱水处理。将玻璃小瓶放置在旋转轮上，在室温下旋转1小时。重复此步骤3次。
  2. 将脱水液替换为25 mL二甲苯，将玻璃小瓶置于旋转轮上，在室温下旋转1小时。
  3. 将二甲苯溶液替换为25 mL甲基丙烯酸甲酯（MMA），其中添加10%过氧化苯甲酰（BPO）和10%邻苯二甲酸二丁酯（DBP）。将小瓶置于旋转轮上，在室温下旋转1小时。重复此步骤2次。
  4. 将MMA溶液替换为25 mL MMA，其中添加10% BPO、10% DBP以及450 µL N,N-二甲基苯胺（用异丙醇按1:20稀释）。将玻璃小瓶置于-20 °C过夜。溶液变为淡黄色。
  5. 将外植体放入中等大小的包埋模具中，并将MMA-BPO-DBP-N,N-苯胺混合液倒入模具内。将模具放入塑料盒中，通入氮气5分钟。然后将盒子密封，并在4 °C放置48小时，以完成MMA的聚合与硬化。
  6. 从模具中取出含有外植体的树脂块，并在4 °C保存，直至进行后续分析处理。

5. 扫描电子显微镜（SEM）- 定量背散射电子成像（qBEI）

  1. 用金刚石锯沿长轴方向切割含有外植体的pMMA包埋块。将包埋块的前半部分保留用于组织学分析。将另一半进一步切割，制成厚度为1.5 mm的切片。切割时转速设为3000 rpm，进刀速度为3 mm/min。
  2. 使用碳化硅砂纸按目数递增（对应粒度递减）的顺序研磨切片：320目砂纸研磨10秒，1000目砂纸研磨15秒，2000目砂纸研磨30秒，4000目砂纸研磨30秒。
  3. 使用金刚石抛光膏和专用布料对区域进行抛光：抛光布 3 µm 使用Mol B3金刚石溶液处理1分钟，然后用无绒布擦拭 1 µm 使用 Nap B1 钻石溶液处理 1 分钟。
  4. 用双蒸水冲洗切片，并用棉签擦去金刚石颗粒。用氮气吹干切片。
  5. 对厚切片进行碳镀膜（碳膜厚度为10 nm），并用银漆将其固定在铝质载片上。在切片表面与载片之间用银漆连接，形成导电通路，以便将电子电荷导至接地。
  6. 将样品台置于扫描电镜（SEM）载物台上。在样品旁边，将一个对照样品台（由法拉第杯及碳、铝、硅标准样品组成）插入SEM腔室。该对照样品台用于校准电子束，并将灰度值转换为钙（Ca）的百分比含量。关闭SEM腔室并抽真空。
  7. 打开电子束，调节扫描电镜（SEM）参数以在背散射电子模式下运行。在背散射电子图像中，碳标准样的灰度值为25，铝标准样的灰度值为225，硅标准样的灰度值为253。作为参考，所用系统的SEM参数如下：加速电压20 keV，法拉第杯测得的探针电流：250 pA，工作距离：15 mm，光阑： 30 µm，图像分辨率：1024 x 768 像素，真空： < 4.10-4 Pa，停留时间 100 µs/pixe亮度约38，对比度约72。
  8. 使用标准样品校准扫描电镜后，以背散射电子模式采集样品的图像。
  9. 使用样品的背散射电子图像，按照 Roschger 等人的方法，将灰度值转换为钙含量。16使用任意图像分析软件执行此操作。
  10. 绘制钙含量分布图。钙含量分布呈高斯分布。计算三个主要关注参数：Ca平均值，作为图像上的平均钙含量，Ca峰值 图像中最常见的钙浓度以及 Ca宽度 作为钙含量分布的半高全宽。
    注意：已通过连续5天（每天一次采集）对同一兴趣区域进行成像，以考察qBEi的可重复性。这意味着在每次成像会话之间电子束被关闭和重新开启。Ca的误差百分比平均值，Ca峰值，Cawidth 的估计值分别为 0.5%、0.7% 和 1.2%。此外，采用能量色散X射线分析（EDS）检测了钙含量。在 Ca平均值 通过EDS估算的钙含量R²值为0.99，与Roschger等先前获得的数据相似17.

6. 组织学

  1. 每个样本使用硬组织切片机和钨钢刀片切取 7 µm 厚的切片18,19。使用自动染色系统对切片进行Goldner三色染色、HES染色和MOVAT染色。
  2. 进行脱塑料处理：将样本依次在丙酮中浸泡 5 分钟，重复 2 次；随后用蒸馏水冲洗 5 分钟，重复 2 次。
  3. 按以下步骤进行Goldner三色染色：
    1. 将样本置于Weigert铁苏木精液中染色 20 分钟，用自来水冲洗；再将样本浸入 0.5% 酸性乙醇中 30 秒至 1 分钟，然后用自来水冲洗 20 分钟。
    2. 将样本放入猩红/酸性品红/偶氮品红溶液中染色 5 分钟，随后浸入 1% 乙酸中 1 分钟。
    3. 用磷钼酸/橙黄 G 溶液染色 20 分钟，再浸入 1% 乙酸中 1 分钟。
    4. 用快绿溶液在室温下染色 15 分钟，或在 60 °C 下染色 8 分钟；用自来水彻底冲洗，重复 3 次。
  4. 按以下步骤进行Movat五色染色：
    1. 阿利新蓝染色：将样本浸入阿利新蓝溶液中 30 分钟，用自来水冲洗 5 分钟；将样本置于碱性乙醇中 60 分钟，再用自来水冲洗 10 分钟，最后用蒸馏水进行终末冲洗。
    2. Weigert苏木精染色：将样本置于Weigert铁苏木精液中 20–30 分钟，用自来水冲洗 15 分钟，再用蒸馏水冲洗一次。
    3. 亮胭脂红/酸性品红染色：将样本浸入亮胭脂红/酸性品红溶液中 10 分钟，用 0.5% 乙酸冲洗；再将样本浸入 5% 磷钨酸溶液中 20 分钟，用 0.5% 乙酸冲洗 2 分钟；最后用 100% 乙醇连续冲洗三次，每次 5 分钟。
    4. 加蒂奈红染色：将样本置于加蒂奈红液中 15 分钟，最后用自来水进行终末冲洗。
  5. 按以下步骤进行HES染色：
    1. Weigert苏木精染色：将样本浸入Weigert苏木精液中 30 分钟，用自来水冲洗 2 分钟。
    2. 脱色：将样本浸入盐酸乙醇中 10 秒，用自来水冲洗 2 分钟。
    3. 返蓝：将样本浸入碳酸锂溶液中 1 分钟，用自来水冲洗 2 分钟，最后用蒸馏水冲洗 1 分钟。
    4. 伊红-赤藓红染色：将样本置于伊红-赤藓红溶液中染色 3 分钟，用自来水冲洗 10 秒。
    5. 脱水：将样本浸入 95% 乙醇中 15 秒，转移至 100% 乙醇中 15 秒，再重复浸入 100% 乙醇中 30 秒。
    6. 醇溶性沙黄终末染色：将样本浸入醇溶性沙黄液中 10 分钟，最后用自来水进行终末冲洗。
  6. 按以下步骤进行封片：
    1. 将样本依次在 95% 乙醇、100% 乙醇和甲基环己烷中冲洗，每个步骤重复 3 次。
    2. 使用封片试剂盒进行封片，并加盖盖玻片；使用数字切片扫描仪扫描图像。

7. 拉曼显微光谱法

  1. 使用与拉曼分析相同的样品区域进行扫描电镜（SEM）观察。按照步骤5.2–5.3所述，对该区域进行简要研磨和抛光，以去除为扫描电镜所添加的薄碳层，该碳层会阻碍样品的热扩散。
  2. 将样本置于拉曼显微光谱仪的载物台上。在测量前校准波数以确保准确性，并对激光进行准直。由于这些操作步骤因仪器而异，本文不再详细描述。
  3. 在组织中定位需要分析的感兴趣区域。将待分析区域置于视频工具的中心位置，并使用以下参数采集拉曼光谱：785 nm 激光，功率 30 mW，积分时间：20 s，重复 3 次，光谱范围：350–1800 cm⁻¹-1，光栅1200线/毫米。
  4. 以相同的拉曼设置采集包埋树脂的10张光谱并取平均值，用于在步骤7.6中扣除树脂的信号贡献。
  5. 对光谱进行如下预处理，以消除荧光、噪声和树脂的干扰：采用五阶多项式拟合进行基线校正，使用Savitzky-Golay滤波器（阶数为4，窗口大小介于17至21之间），并通过数字树脂扣除法减去约812 cm⁻¹处的树脂信号。-1 树脂峰。此类预处理可通过多种专用于数据分析与可视化的软件完成。
  6. 进一步分析预处理后的光谱，通过将目标振动峰强度与参考振动峰强度进行比值，提取有价值的参数。例如，在骨组织分析中，使用以下参数进行计算。
    1. 矿物与基质比值：将约 960 cm⁻¹ 处 v1PO₄ 振动的峰强度除以...-1 由酰胺I带（~1668 cm⁻¹）的峰值强度决定-1)，酰胺III（~1250 cm⁻¹）-1），CH₂摇摆（~1450 cm⁻¹）-1）或脯氨酸的总和（~854 cm⁻¹）-1）和羟脯氨酸（Hyp，~872 cm⁻¹）-1) 振动模式。位于约 430 cm⁻¹ 处的 v₂PO₄-1, 或位于约 600 cm 的 v4PO4-1，也可与酰胺III振动进行比值分析20这些参数代表骨基质有机相矿化的程度。
    2. 碳酸盐/磷酸盐：将 v1CO 的峰强度进行分除3，位于约 1070 cm⁻¹ 处-1，由v1PO4表示。这代表了磷灰石晶格中B型碳酸盐取代的程度。Hyp/Pro代表羟脯氨酸含量，约1375 cm-1酰胺III，代表蛋白聚糖含量，~1150 cm⁻¹-1/CH2-摇摆振动和约1495 cm⁻¹-1/CH2-wag，代表晚期糖基化终末产物羧甲基赖氨酸和戊糖素的含量，1670 cm⁻¹-1/1690 cm-1 和 1670 cm-1/1640 cm-1 分别代表胶原蛋白的无序二级结构（也称为胶原成熟度）以及Ⅰ型胶原中以α-螺旋形式存在的有序结构。
  7. 通过连续5天（每天一次）对同一感兴趣区域进行拉曼测量，评估测量的可重复性。对于每个分析参数，其方差均低于参数值的0.2%，表明具有良好的可重复性。各研究峰的特异性已在相关领域得到广泛讨论，近期Unal的综述中对此进行了概述21.

8. 纳米压痕

注意：由于纳米压痕具有破坏性，通常在样品分析流程的最后阶段进行。我们所使用的纳米压痕系统配备了一个锥形伯科维奇（Berkovitch）金刚石压头。然而，存在多种压头形状，目前在文献中尚未就骨组织或生物材料样品的压头选择达成共识。

  1. 在进行纳米压痕测试前，将包埋的骨样本在室温下用生理盐水水化 16 小时。
  2. 使用熔融石英校准纳米压痕系统，并记录所得的压痕模量。对于熔融石英，当泊松比系数为 0.17 时，其压痕模量约为 72 GPa。
  3. 纳米压痕系统校准完成后，将用于拉曼分析的样本置于纳米压痕设备的光学系统中，以确定将进行纳米压痕的位置。
    注意：该操作方式因设备而异；本文不详细说明纳米压痕系统及软件的具体工作原理，仅提供应执行各步骤的一般性建议。
  4. 选定纳米压痕位置后，将样本移至压头下方并进行压痕。压痕深度保持恒定为 900 nm，加载/卸载速率为 40 mm/min，加载与卸载之间保持 15 秒的停顿时间。设定骨组织的泊松比系数为 0.3。
  5. 从纳米压痕曲线中提取各项参数，并根据 Oliver 和 Pharr 理论22进行计算。
    1. 压痕模量（EIT）由压头的已知特性与约化模量推导得出，反映了样本局部的弹性模量。按以下公式计算压痕模量：
      弹性方程，E_IT，用于应力-应变分析的公式。
      其中 vs、vi、Ei 和 Er 分别表示样本的泊松比系数（骨组织假设为 0.3）、金刚石压头的泊松比系数（假设为 0.07）、金刚石压头的弹性模量（固定为 1140 GPa）以及约化模量，其计算公式为：
      静力平衡方程，Er=0.857(S/√Ap)，公式图示，教育参考。
      其中 S 表示卸载段的斜率，Ap 为投影面积，其计算公式为：
      静力平衡方程；Ap = 24.5 × hm - 0.7 × (Lm/S)；机械过程公式。
    2. 硬度（HIT）：对应于骨组织抵抗裂纹萌生与扩展的能力，即骨韧性的指标。HIT 的计算公式为：
      热力学公式，HIT= Lm/Ap，图示，用于热效率计算。
    3. 压痕蠕变速率（CIT）：反映在恒定载荷下随时间变化的骨变形，体现样本的黏弹性特性，其计算公式为：
      效率计算方程，Cv = 100 × (hm - hl) / hl，公式表示。
    4. 最大载荷（Lm）：指穿透矿化骨基质至指定深度所需的对抗性加载力。
    5. 压痕功（Wplast）：对应于载荷-卸载变形曲线下的面积，直接反映诱导塑性变形所耗散的能量。
      注意：由于该方法具有破坏性，骨样本的纳米压痕重复性较难评估。尽管如此，我们仍对标准且均匀的熔融石英样本进行了重复性估计。对于上述所有参数，其变异率估计低于 0.26%（在 5 个不同日各进行 5 次连续测量），表明具有非常好的重复性。然而，由于骨样本具有各向异性，其重复性更难准确评估。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

结果

移植物的显微CT图像如图2所示。使用手动分割方法无法通过全局阈值法有效区分存在于中央管中的骨组织与骨水泥。为了提高对骨小梁和骨水泥的识别能力，我们建议采用深度学习方法。深度学习在识别生物材料特征方面具有强大能力，有助于改善骨组织与骨水泥之间的分离效果，从而更准确地评估骨-水泥界面的相互作用。这一点至关重要，可确保精确量化骨-水泥界面处新生骨组织的量，避免在计算中引入错误的像素。

然而，仅定量分析界面处的骨量不足以表征新形成骨的特性。要更深入地了解新骨的强度及其基质形成的细胞机制，还需对骨基质质量和细胞组成进行更深入的研究。骨基质可通过两种互补的方法进行表征：定量背散射电子成像（qBEI）和拉曼显微光谱法。图 3 展示了一幅 qBEI 图像的示例。在 qBEI 技术中，每个以灰度编码的像素都被转换为钙浓度值。这对于评估松质骨中钙含量的分布至关重要，有助于理解（i）新形成骨在与骨水泥界面处的矿化程度，以及（ii）骨水泥的存在是否干扰了松质骨的正常矿化过程。qBEI 的...

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

讨论

修复骨缺损是再生医学中面临的一项重大挑战，旨在恢复患者的活动能力、减轻疼痛并提高其生活质量。与传统方法相比，使用外植体模型具有多项优势 体内 用于骨缺损修复研究的动物模型。除了伦理方面的考量外，该模型有利于严格控制实验条件并减少生物学变异，从而获得更准确且可重复的实验结果。此外，与其他动物相比，绵羊骨骼的力学和生物学特性与人类骨骼更为接近23,24这使得羊类组织外植模型成为临床前研究中尤为相关的选择，并能代表人类的临床状况。

随着成像技术和材料科学方法的发展，本文所述的组织块模型为在受控环境中研究再生医学对骨骼组织的影响提供了一个良好的模型，可减少实验偏差。该组织块的尺寸和形态非常适合对新生骨形成及材料特性进行详细分析，从而实现全面的评估与表征25。这些发现凸显了该模型在临床转化方面的潜力，为评估骨移植替代物提供了坚实的框架，有助于提高骨再生治疗中临床成功的可能性。此外，该模型还可精确评价骨整合效果...

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

披露

作者声明无利益冲突。

致谢

我们感谢参与样本采集和处理的技术平台，包括南特大学的SC3M（SFR Francois Bonamy（UMS 016））、昂热大学的SFR ICAT、BIO3、HiMolA以及SC4BIO。法国国家健康与医学研究院（Inserm）UMR_S 1229 RMeS实验室得到了法国政府通过Inserm、南特大学、昂热大学（Univ Angers）和Oniris VetAgroBio机构提供的资助支持。CL还感谢HTL Biotechnology的支持。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
0.20 滤膜VWR 28145-501
18 G 针头（1.2×40 mm）Sterican4665120
3 mL 注射器HENKE-JECT8300005762
37% 盐酸 VWR 1.00317.1000 
冰醋酸 Sigma A6283 
丙酮 VWR 20063-365 
阿利新蓝 8GXVWR 361186
氢氧化铵VWR 318612
类羟基磷灰石三钙磷酸盐 生物医学与健康工程中心（法国圣艾蒂安高等矿业学院）TV26U 
偶氮品红Sigma 210633
过氧化苯甲酰Sigma 8.01641.0250
BMP2Medtronic InductOs 1.5 mg/mL
亮红克罗星 Aldrich 2107507
CTVox Bruker-
DataViewer Skyscan-
金刚石刀片StruersMOD13
金刚石切割锯StruersAccutom-50
DiaPro Mol B3 金刚石溶液Struers40600379
DiaPro Nap B1 金刚石溶液Struers40600373
磷酸氢二钠（Na2HPO4）Sigma 102404598
邻苯二甲酸二丁酯Chimie-Plus Laboratoires28656
DragonFly 软件 ORS2022.1.0.1231. 
高糖 Dulbecco 改良 Eagle 培养基（DMEM），含 GlutaMAX(TM) 和丙酮酸ThermoFisher Scientific31966-021
伊红 Y - Surgipath Sigma 1002830105
赤藓红 BSigma 102141057
无水乙醇VWR 20820362
Eukitt Dutscher6.00.01.0003.06.01.01
Falcon 50 mLSarstedt62.547.254
六水合三氯化铁（FeCl3, 6H2O) Merck 1.03943.0250
胎牛血清（FBS） EurobioCVFSVF00
酸性品红Merck 1.05231.0025 
Hank's 平衡盐溶液（HBSS）BioseraMS01NG100J
苏木精Sigma 86.118.9 
等静压机Nova SuissePmax 1500 bars
激光衍射粒度分析仪 MalvernMastersizer 3000
亮绿Prolabo 28947135
碳酸锂Sigma A13149 
MD-Mol 抛光布Struers40500077
甲基环己烷VWR 8.06147.1000 
甲基环己烷 VWR 8.06147.1000 
甲基环己烷 VWR 8.06147.1000 
甲基丙烯酸甲酯Sigma 8.00590.2500
微型计算机断层扫描仪（micro-CT），微型扫描仪 BrukerSkyscan 1272
磷酸二氢钠（NaH2PO4）Sigma 71496
研钵Fritsch Pulverisette 6
N,N-二甲基苯胺Sigma 803060
纳米压痕仪Anton PaarNHT2
ND-Nap 抛光布Struers40500080
OATS 骨软骨自体移植系统套装，4.75 mmArthrexAR-1981-04S
OATS 骨软骨自体移植系统套装，8 mmArthrexAR-1981-08S
橙黄 GRalM15
多聚甲醛（PFA）Sigma P6148
Peel-a-way 一次性包埋模具Polysciences, Inc18646C-1
青霉素/链霉素（P/S）ThermoFisher Scientific15140122
磷酸盐缓冲液（PBS）ThermoFisher Scientific10010023
磷钼酸 Sigma 221856-100 g
磷钨酸Aldrich 12863-5 
抛光机StruersDap V
普潘炉（Poupinel）MEMMERTTV26U 
拉曼显微光谱仪RenishawInVia Qontor
加蒂奈藏红（Safran du Gâtinais） Labonord 11507737
扫描电子显微镜Carl ZeissEvo LS 10
SEMZeissCarl Zeiss Evo LS10
碳化硅箔/研磨纸Struers40400008 (#320), 40400011 (#1000), 40400122 (#2000), 40400182 (#4000)
导电银漆Electron microscopy sciences12686-15
标准样品台，含法拉第杯，以及碳、铝和硅标准样品Micro-Analysis Consultants Ltd8602
T25 培养瓶Corning430639
二甲苯VWR 28975.325
二甲苯胺蓝 PonceauAldrich 19.976-1 

参考文献

  1. Feroz, S., Cathro, P., Ivanovski, S., Muhammad, N. Biomimetic bone grafts and substitutes: A review of recent advancements and applications. Biomed Eng Adv. 6, 100107(2023).
  2. Tsuji, K., et al. BMP2 activity, although dispensable for bone formation, is required for the initiation of fracture healing. Nat Genet. 38 (12), 1424-1429 (2006).
  3. Hadjidakis, D. J., Androulakis, I. I. Boneremodeling. Ann N Y Acad Sci. 1092, 385-396 (2006).
  4. Boivin, G., Meunier, P. J. The degree of mineralization of bone tissue measured by computerized quantitative contact microradiography. Calcified Tiss Int. 70 (6), 503-511 (2002).
  5. Boivin, G., et al. Influence of remodeling on the mineralization of bone tissue. Osteoporo Int. 20 (6), 1023-1026 (2009).
  6. Zanghellini, B., et al. Multimodal analysis and comparison of stoichiometric and structural characteristics of parosteal and conventional osteosarcoma with massive sclerosis in human bone. J Str Biol. 216 (3), 108106(2024).
  7. Trento, G., et al. formation around two titanium implant surfaces placed in bone defects with and without a bone substitute material: A histological, histomorphometric, and micro-computed tomography evaluation. Clin Implant Dent Relat Res. 22 (2), 177-185 (2020).
  8. Palmquist, A. A multiscale analytical approach to evaluate osseointegration. J Mater Sci Mater Med. 29 (5), 60(2018).
  9. Budán, F., et al. Novel radiomics evaluation of bone formation utilizing multimodal (SPECT/X-ray CT) in vivo imaging. PLoS ONE. 13 (9), e0204423(2018).
  10. Hulsart-Billström, G., et al. A surprisingly poor correlation between in vitro and in vivo testing of biomaterials for bone regeneration: results of a multicentre analysis. Eur Cells Mater. 31, 312-322 (2016).
  11. Cramer, E. E. A., Ito, K., Hofmann, S. Ex vivo bone models and their potential in preclinical evaluation. Curr Osteoporo Rep. 19 (1), 75-87 (2021).
  12. Chan, M. E., et al. A trabecular bone explant model of osteocyte-osteoblast co-culture for bone mechanobiology. Cell Mol Bioeng. 2 (3), 405-415 (2009).
  13. Doke, S. K., Dhawale, S. C. Alternatives to animal testing: A review. Saudi Pharma J. 23 (3), 223-229 (2015).
  14. Moussi, H., et al. New formulation of injectable and degradable calcium phosphate/silanized hyaluronic acid composite foam: Investigation in a rabbit model of long bone defect. SSRN. , (2024).
  15. Paré, A., et al. Standardized and axially vascularized calcium phosphate-based implants for segmental mandibular defects: A promising proof of concept. Acta Biomater. 154, 626-640 (2022).
  16. Roschger, P., Fratzl, P., Eschberger, J., Klaushofer, K. Validation of quantitative backscattered electron imaging for the measurement of mineral density distribution in human bone biopsies. Bone. 23 (4), 319-326 (1998).
  17. Roschger, P., Plenk, H., Klaushofer, K., Eschberger, J. A new scanning electron microscopy approach to the quantification of bone mineral distribution: backscattered electron image grey-levels correlated to calcium K alpha-line intensities. Scanning Micro. 9 (1), 75-86 (1995).
  18. Porter, A., et al. Quick and inexpensive paraffin-embedding method for dynamic bone formation analyses. Sci Rep. 7, 42505(2017).
  19. Goldschlager, T., Abdelkader, A., Kerr, J., Boundy, I., Jenkin, G. Undecalcified bone preparation for histology, histomorphometry and fluorochrome analysis. J Vis Exp. (35), e1707(2010).
  20. Kazanci, M., Roschger, P., Paschalis, E. P., Klaushofer, K., Fratzl, P. Bone osteonal tissues by Raman spectral mapping: Orientation-composition. J Str Biol. 156 (3), 489-496 (2006).
  21. Unal, M., Ahmed, R., Mahadevan-Jansen, A., Nyman, J. S. Compositional assessment of bone by Raman spectroscopy. Analyst. 146 (24), 7464-7490 (2021).
  22. Oliver, W. C., Pharr, G. M. An improved technique for determining hardness and elastic modulus using load and displacement sensing indentation experiments. J Mater Res. 7 (6), 1564-1583 (1992).
  23. Proffen, B. L., McElfresh, M., Fleming, B. C., Murray, M. M. A comparative anatomical study of the human knee and six animal species. Knee. 19 (4), 493-499 (2012).
  24. Allen, M. J., Houlton, J. E. F., Adams, S. B., Rushton, N. The surgical anatomy of the stifle joint in Sheep. Vet Surg. 27 (6), 596-605 (1998).
  25. Kleuskens, M. W. A., van Donkelaar, C. C., Kock, L. M., Janssen, R. P. A., Ito, K. An ex vivo human osteochondral culture model. J Ortho Res. 39 (4), 871-879 (2021).

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

重印与许可

探索更多文章

骨再生微型CT成像深度学习分析纳米压痕组织学检查扫描电子显微镜拉曼光谱骨替代材料
体外模型中组织矿化的全面表征
联系我们
向图书馆推荐

隐私政策

使用条款

政策

版权所有 © 2026 MyJoVE Corporation。保留所有权利。