需要JoVE订阅才能观看此内容。 请登录或开始免费试用

方法文章

用于原位纤维束表面接枝的人工肺装置预处理

1K 次观看

⸱

DOI：

10.3791/67271

⸱

2025年3月28日

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Chemistry and Chemical & Biomedical Engineering, University of New Haven, 2Advanced Respiratory Technologies, LLC, 3Department of Biomedical Engineering, Carnegie Mellon University, 4Department of Cardiac Surgery, Vanderbilt University Medical Center, 5Auburn University

* These authors contributed equally

本文内容

摘要

本研究探讨了通过预充氧合器装置在人工肺中空纤维表面涂覆涂层的抗污损活性。尽管这种纤维表面改性方法具有实用性，但涂层工艺的有效性取决于纤维束内各层纤维网上接枝覆盖的程度。

摘要

尽管人工肺纤维束的高比表面积有利于增强气体交换，但其较大的表面积、密集的排列结构以及纤维表面化学特性是导致血栓形成的主要因素。为减轻这一问题，必须对表面化学性质进行均匀改性，以有效减少非特异性蛋白质污染，从而有助于限制血栓形成，并降低因全身抗凝剂使用所引发的血栓栓塞或出血风险。

在本研究中，我们探讨了两性离子聚合物接枝在聚丙烯纤维束上的应用及其抗污性能。接枝过程包括使用两性离子聚磺基甜菜碱分子和多巴胺连接剂对人工肺装置进行预处理。 原位 包被。采用标准的纤维蛋白原酶联免疫吸附测定（ELISA）和血小板乳酸脱氢酶污染检测评估防污性能。X射线光电子能谱证实了表面包被的存在，与未包被的纤维相比，包被纤维上的污染显著减少，表明该接枝工艺的有效性及其在防污方面的应用前景。

然而，采用引涂工艺对纤维束内的纤维进行涂层时，观察到纤维表面涂层外观存在差异，这可能影响整体的防污性能。解决这一问题可进一步提高通过该方法改性的肺纤维束的防污效率 原位 嫁接

引言

人工肺纤维，也称为中空纤维膜，是制造体外膜肺氧合（ECMO）设备的关键材料，可为危重患者提供呼吸支持。多层此类纤维构成致密的纤维束，作为气体交换单元。然而，聚合物纤维表面会激活血液凝固级联反应，导致血栓形成。人工表面引发的血栓主要由凝血级联反应的激活所驱动，该过程是一系列复杂的酶促反应，最终导致血块形成。当血液接触外来材料（如医疗器械中的材料，包括人工肺、支架、导管等）时，便会触发凝血级联反应1，2。此过程始于血液暴露于人工材料表面，从而激活级联反应的内源性通路。该激活促使凝血酶生成，凝血酶是一种关键酶，可将纤维蛋白原转化为纤维蛋白，构成血块的结构基础。同时，血小板被激活并在局部聚集，进一步加固血块。最终结果是形成血栓，可能阻塞血流，导致中风或心肌梗死等严重并发症。

为防止人工表面发生血栓形成，通常使用传统抗凝药物，如肝素、华法林以及较新的直接口服抗凝药（DOACs）3，4。这些药物通过干扰凝血级联反应的多个步骤发挥作用。例如，肝素可增强抗凝血酶Ⅲ（antithrombin III）的活性，后者是凝血酶的天然抑制剂；而华法林则抑制维生素K依赖性凝血因子的合成。然而，抗凝药物的使用存在若干挑战。首先，它们会增加出血风险，在某些情况下可能危及生命。其次，抗凝药物的效果具有变异性，需要定期监测并调整剂量，尤其是华法林。此外，长期使用抗凝药物还可能引起骨质疏松和皮肤坏死等不良反应。由于需要全身性抗凝，也限制了在出血高风险患者中使用医疗器械的应用。

由于血栓形成可能阻碍气体在中空纤维膜上的交换，人们已采用多种方法（如浸涂和静电纺丝）在肺纤维上施加抗污涂层，以防止生物污染5,6。人工肺制造商通常采购 commercially available 的中空纤维，并通过一系列步骤将其组装成人工肺，包括将纤维围绕实心芯材捆扎、对纤维束端部进行封装（粘合）、将封装后的纤维束置入具有气体和血液流道的外壳胶囊中，以及组装后的清洗。虽然对尚未植入人工肺的纤维进行涂层处理具有更大的灵活性，但在捆扎前阶段进行的表面改性需经历多个制造步骤，这些步骤涉及涂层表面与后续工艺环境之间的机械和化学相互作用，可能导致设备中出现涂层缺失的纤维；而在需要高涂层覆盖率以限制血栓形成的设备中，这一点至关重要。另一种方法是在已完成封装的纤维束上施加涂层。能够对成品人工肺进行涂层处理的优势在于，这是一种实用且简便的表面工程改造方法，适用于人工肺及其他多种医疗器械。但总体而言，与涂层本身的效能相比，采用喷涂或浸涂等方式施加涂层的方法本身对预防血栓形成的重要性较低。例如，用于医疗器械的中空纤维可在挤出过程中进行浸涂，随后编织成垫片、卷绕成束，并集成至最终的人工肺设备中；或者，也可在设备制造完成后施加涂层。然而，关键因素是 抗血栓涂层的有效施用、耐久性和功效5。这是因为在无全身抗凝的情况下，这些涂层的功能是防止血凝块形成的关键环节，因此必须具备高效且持久的抗污性能，以确保有效预防血栓形成。

尽管目前应用了抗血栓涂层并同时低剂量给予抗凝剂，但由于血栓形成，人工肺模块 在使用相对较短的时间（从数天到3周）后仍必须更换7,8。其纤维膜的气体交换效率在较短时间内即会下降，原因是纤维表面被由纤维蛋白、单个细胞及细胞团组成的膜状血凝块结构污染， 从而增加了气体扩散屏障9。通常，所采用的涂层类型和涂覆方法10,11,12,13,14,15,16,17,18取决于所需的性能，如生物相容性和耐久性。已有多种防污涂层应用于人工肺纤维，包括因具有良好的生物相容性19、耐久性和抗生物污染能力而被广泛使用的硅酮；因具备生物相容性和抗生物污染特性而被采用的聚氨酯（PU）20；因具有生物相容性和抗菌性能而被使用的壳聚糖21,22；可灭活凝血酶的肝素23,8；以及基于亲水性24聚合物的涂层，如聚乙二醇25,26、聚（2-甲氧基乙基丙烯酸酯）27和磷酰胆碱28,29。

两性离子涂层是一种有前景的策略，可在无需全身抗凝的情况下减少人工表面的血栓形成5,6。这类涂层由同时带有正电荷和负电荷的分子组成，电荷相互平衡，形成高度亲水且抗污的表面。这些涂层的两性离子特性可减少蛋白质吸附和血小板黏附，而这两种过程均为凝血级联反应启动的关键步骤。通过阻止血液蛋白与人工表面之间的初始相互作用，两性离子涂层有效抑制了凝血级联的激活，从而降低血栓形成的风险。该方法不仅减少了对全身性抗凝剂的需求，还为医疗器械的长期使用提供了更具生物相容性的解决方案。

在本研究中，我们评估了使用超低污损的两性离子聚（磺基甜菜碱甲基丙烯酸酯）（pSBMA）涂层结合表面粘附性聚多巴胺（pDOPA）层对人工肺进行预处理的有效性。设备完成涂层处理过程中，每隔10分钟将其侧向翻转一次，持续2小时。为评估纤维束不同区域涂层可能存在的差异，我们检测了位于纤维束表面及内部的纤维上纤维蛋白原和血小板的污损情况。此外，通过比较人工肺在流动暴露前后污损数据的变化，分析了流动对防污性能的影响。对于涉及复杂介质流动的长期抗生物污损应用，两性离子涂层不仅需要抑制全血引起的污损——这是一项极具挑战性的任务——还必须在整个应用期间在血流动力学应力下保持其有效性。这些涂层必须能够提供强大的空间位阻效应，以阻止非特异性蛋白质吸附，并达到适当的表面堆积密度，从而在基底与复杂介质之间形成一层水合膜屏障。此外，涂层必须牢固地附着在表面，确保将涂层锚定到基底的连接分子不会发生脱落30。本文所述方案旨在确保所施加的涂层满足实现有效且持久表面防护的关键要求。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

方案

该方案遵循纽黑文大学人类研究伦理委员会的指导方针。

1. 人工肺回路的包被

注意：人工肺回路采用两步法偶联两性离子 DOPA-SBMA 进行涂层处理。纤维束/氧合器的具体参数属于专有信息。在研究流动对涂层肺抗污性能影响的实验中，氧合器及管路回路（5/16" Tygon 管路，配有可偶联的聚碳酸酯接头）在磷酸盐缓冲液（PBS；pH 7.34，温度约 37 °C）中以泵的最大流速 1.22 L/min 持续灌注 24 小时。需要说明的是，氧合器中的实际流速取决于患者需求和具体临床情况，在成年患者中通常介于 2–7 L/min 之间。本实验选用 PBS 是为了在流动条件下便于定量检测涂层纤维上关键血液凝固标志物的污损程度。若使用全血评估剪切速率对涂层纤维抗污性能的影响，可能会受到全血污损的干扰因素影响；而采用 PBS 可消除此类混杂效应。人工肺的涂层处理按以下步骤进行：

  1. 用去离子水（DI水）中30%的甲醇循环清洗肺部回路20分钟，随后用去离子水中10%的甲醇和去离子水各循环20分钟，以清洁回路。
  2. 在进行紫外臭氧等离子体（UVO）处理前，用低流速的过滤压缩空气干燥回路2小时。
  3. 将清洁后的肺部回路放入UVO等离子体发生器（UVO-Cleaner）中，关闭设备，启动UVO等离子体发生器，使等离子体与装置相互作用20分钟。
  4. 等离子体处理后，应立即进行涂层步骤，避免表面链重排导致等离子体作用产生的活性位点被掩蔽。
  5. 在装置表面改性的同时，配制新鲜的涂层溶液：在600 mL TRIS缓冲液（pH 8.5）中溶解1.2 g多巴胺盐酸盐（Dopamine-HCl），然后按DOPA:SMBA为1:15的摩尔比加入磺基甜菜碱甲基丙烯酸酯（SBMA）单体并溶解。
  6. 向涂层溶液中滴加5 mM高碘酸钠（20 µL），并混合均匀。使用玻璃烧杯、磁力搅拌子和搅拌台，以150 rpm转速辅助混合。
    注意：涂层溶液配制后应在不超过20分钟内加入装置。因此，若需对多个肺部装置进行涂层，可采用简便的预充注方法（例如使用泵进行预充注）以提高效率。
  7. 使用大容量注射器（60 cc）抽取并填充涂层溶液，对肺部装置进行预充注。夹闭回路一端，从另一端进行预充注，确保气泡可通过回路的接入连接口排出。
  8. 完全预充注后，将装置置于紫外光源下照射2小时，并每隔10分钟上下翻转装置一次，以搅动溶液。
  9. 紫外光处理后，排空回路，并使用60 cc注射器反复用去离子水（DI水）预充注并排空，轻柔冲洗所有样品。当去离子水冲洗液变为澄清时，将装置用去离子水预充注后置于4 °C冰箱中保存，用于后续解剖及表面分析。

2. 肺脏尸检

  1. 在化学通风橱中，用经过滤的温和气流排空并干燥肺部回路。
  2. 使用带旋转底座的台钳固定装置，进行设备解剖。使用带锯切割装置外壳的入口/出口连接部分以及外壳的前后面板，再使用工业级美工刀配合锤子，沿其周边小心切割。
  3. 移除面板后，即可接触到纤维毡层。可沿纤维方向进行精细切割，以获取纤维束内任意位置的纤维毡样品（例如表面及内部）。使用镊子夹取样品边缘，避免污染，并将样品转移至装有去离子水的60 mL试管中，以减少样品污染。

3. 涂层肺部循环材料上蛋白质污垢的评估

  1. 纤维蛋白原吸附试验。
    1. 将尺寸约为 1 cm × 1 cm 的标准化纤维膜样品置于 1 mL 浓度为 3 mg/mL 的纤维蛋白原溶液中，在 37 °C 条件下以 60 rpm 振荡孵育超过 90 分钟。
    2. 用 PBS 缓冲液洗涤样品（3 次），转移至新孔板中，每孔加入 1 mL 浓度为 1 mg/mL 的牛血清白蛋白（BSA），继续孵育 90 分钟，随后再次用 PBS 缓冲液洗涤（3 次），并将样品转移至新的孔中。
    3. 在新孔中，每孔加入 1 mL 以 PBS 稀释 1:1000 的辣根过氧化物酶（HRP）标记的纤维蛋白原抗体，孵育 30 分钟，然后用 PBS 缓冲液洗涤（3 次），并将样品转移至新孔中。
    4. 在新孔中，每孔加入 500 µL 含 0.03% 过氧化氢的 0.1 M 柠檬酸-磷酸盐缓冲液（pH 5.0）中的 1 mg/mL 邻苯二胺（OPD），每隔 30 秒加入，避光孵育 30 分钟。
    5. 每孔加入 500 µL 1 N HCl 以终止过氧化物酶与 OPD 的反应。
    6. 取出各孔中的上清液并转移至比色皿中，使用紫外-可见分光光度计在 492 nm 波长下测定上清液的吸光度。
  2. 血小板黏附试验。
    1. 将乳酸脱氢酶（LDH）检测试剂盒解冻 20 分钟。
    2. 在解冻过程中，制备混合成人人类血浆以获得富血小板血浆（PRP）。
    3. 为制备 PRP，将解冻的人类血浆样本管以 483 × g 高速离心，使血浆分离为两个区域，其中下三分之一为 PRP，上三分之二则为乏血小板血浆（PPP）。
    4. 去除管底形成的血小板沉淀以及离心后血浆上层的三分之二部分，并通过轻轻摇动试管将沉淀重新分散至上三分之二的血浆中。
    5. 向 PRP 中按体积比 1:1 加入氯化钙（0.2 M），以逆转柠檬酸盐的抗凝作用，随后进行检测。
    6. 将样品（约 1 cm × 1 cm）置于 500 µL PRP 中，在 37 °C 孵育 90 分钟，然后用 PBS 缓冲液冲洗三次，并转移至新孔中。
    7. 每孔加入 300 µL PBS 和 10 µL 10 倍裂解缓冲液，孵育 45 分钟。
    8. 每孔加入 50 µL 反应混合液，避光孵育 30 分钟。
    9. 每孔加入 50 µL HCl 以终止反应。
    10. 为检测吸附血小板裂解物中的 LDH 活性，测定反应孔溶液在 490 nm 和 680 nm 波长下的光吸收值，并用 490 nm 的读数减去 680 nm 的读数，以分析血小板黏附情况。

4. 流动对防污活性的影响

  1. 用 PBS 预灌注人工肺回路，并确保无泄漏。然后将回路固定在滚柱泵上，使 PBS 循环 24 小时。
    注：1.22 L/min 是可达到的最高流速。
  2. 为模拟流经肺装置的血液的常温状态，在循环过程中将人工肺置于 37 °C 水浴中孵育。
  3. 随后，进行肺组织解剖及蛋白质污染挑战实验，步骤如上所述。
    注：采用单因素方差分析（one-way ANOVA）判断各独立组均值之间是否存在统计学上的显著差异，并使用 Tukey's HSD 检验确定具体哪些组之间存在差异。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

结果

本文介绍了一种通过预灌注、拆卸装置以收集涂层纤维样品，并对切片纤维进行抗污性能评估的人工肺回路两性离子聚合物接枝的实验方案。在图1中，展示了人工肺回路表面改性的方法示意图。首先将人工肺暴露于紫外臭氧（UVO）等离子体中，使单线态氧自由基与纤维发生作用，随后通过预灌注涂覆溶液，并在紫外光源下进行2小时的接枝反应，实现两性离子pSBMA在人工肺表面的涂覆。经紫外臭氧等离子体预处理的纤维被修饰上两性离子聚多巴胺/聚磺基甜菜碱甲基丙烯酸酯（pDOPA-pSBMA），其中pSBMA通过氢键和阳离子-π相互作用锚定在已黏附的聚多巴胺层之上的纤维表面。对涂层后的人工肺进行解剖以获取涂层纤维束的过程如图2所示。在图3中，展示了采用X射线光电子能谱宽程扫描对两性离子聚磺基甜菜碱涂层人工肺纤维表面进行代表性表征的结果。在图4和 图5

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

讨论

人工肺中涂覆聚二甲基硅氧烷（PDMS）的聚丙烯（PP）纤维显示出臭氧暴露与纤维结构之间的关系，从而确定了紫外臭氧等离子体的敏感化阈值。该阈值可用于指导生成表面自由基所需的暴露时间，以接枝涂层材料，特别是多巴胺聚合物和甲基丙烯酸磺基甜菜碱聚合物。当纤维暴露于紫外臭氧等离子体的时间少于20分钟时，未观察到明显的结构变化。然而，暴露时间达到30分钟或更长时，则出现明显的宏观变化，如卷曲、变硬和脆性增加。在施加抗污两性离子接枝涂层后，X射线光电子能谱证实了多巴胺聚合物/聚磺基甜菜碱涂层存在于纤维表面。

本研究结果数据直接支持关于涂层纤维抗污性能的以下关键结论：1）纤维表面蛋白质吸附程度取决于纤维在束内的位置，与内层纤维相比，外层纤维的纤维蛋白原污染程度较低；2）每种涂层基材上的纤维蛋白原吸附水平均显著低于未涂层材料对照组的污染水平。此外，由于聚多巴胺/聚磺基甜菜碱涂层的作用，内层纤维上的血小板吸附显著减少，而外层纤维上的血小板吸附则与未涂层纤维相比显著增加。在采用ELISA法检测纤维蛋白原污染、异硫氰酸荧光素（FITC）标记的抗人纤维蛋白原抗体吸附以及血小板黏附实验中，均一致观察到一个有趣...

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

披露

作者声明不存在竞争性财务利益。Keith Cook 博士和 David Skoog 博士在 ART LLC 拥有所有权权益。

致谢

本工作部分通过美国国立卫生研究院（NIH）1R01HL140231-01A1号服务协议资助。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
烧杯Thermo Fisher Scientifichttps://www.thermofisher.com/search/browse/category/us/en/90094065用于实验
Beckman Coulter Allegra X-30R 离心机Beckman Coulterhttps://www.mybeckman.in/centrifuges/general-purpose/allegra-x-30用于离心操作
Biochemguard BSL2 安全罩Biochemguardhttps://bakerco.com/images/uploads/assets/BiochemGARD_220v_Web_0.pdf用于移植物涂层中的紫外光源
牛血清白蛋白（BSA）Sigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/substance/bovineserumalbumin123459048468纤维蛋白原检测材料
柠檬酸盐抗凝的混合男性血浆ZenBiohttps://www.zen-bio.com/products/serum/human-blood-products.php用于实验
柠檬酸盐-磷酸盐缓冲液Sigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/search/citrate-phosphate-buffer?focus=products&page=1&perpage=30&sort=relevance&term=citrate-phosphate%20buffer&type=product纤维蛋白原检测材料
多巴胺盐酸盐Sigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/aldrich/h60255用于涂层
多巴胺盐酸盐Sigma-AldrichN/A纤维蛋白原检测材料
荧光素标记的山羊免疫球蛋白 G（IGG）Sigma Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/mm/aq303f用于荧光光强测量
辣根过氧化物酶标记的抗纤维蛋白原抗体Sigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/search/horseradish-peroxidase-conjugated-anti-fibrinogen?focus=products&page=1&perpage=30&sort=relevance&term=horseradish%20peroxidase%20conjugated%20anti-fibrinogen&type=product纤维蛋白原检测材料
加热板Thermo Fisher Scientifichttps://www.thermofisher.com/in/en/home/life-science/lab-equipment/hot-plates-stirrers/lab-hot-plates.html用于实验
人纤维蛋白原粉末Sigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/search/human-fibrinogen?focus=products&page=1&perpage=30&sort=relevance&term=human%20fibrinogen&type=product纤维蛋白原检测材料
Jelight UVO-Cleaner 型号 144AXJelighthttps://www.jelight.com/uvo-cleaner/用于医疗器械材料的等离子处理
乳酸脱氢酶（LDH）检测试剂盒ABCAMhttps://www.abcam.com/en-us/products/assay-kits/ldh-assay-kit-lactate-dehydrogenase-assay-kit-colorimetric-ab102526用于 LDH 检测
邻苯二胺（OPD）Sigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/sigma/p9029纤维蛋白原检测材料
PDMS 涂层聚丙烯纤维ART LLCN/A人工肺材料的一部分
磷酸盐缓冲液（PBS）Sigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/sigma/p4417纤维蛋白原检测材料
酶标仪（BioTek）BioTekhttps://www.agilent.com/en/product/cell-analysis/real-time-cell-metabolic-analysis/plate-reader-metabolic-assays用于读取荧光光强
聚二甲基硅氧烷（PDMS）ART LLCN/A人工肺材料的一部分
高碘酸钠（NaIO4）Sigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/substance/sodiummetaperiodate213897790285用于涂层
Stockert Shiley 多流道滚柱泵Sorin BiomedicalN/A用于流动实验
磺基甜菜碱甲基丙烯酸酯（SBMA）Sigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/search/sulfobetaine-methacrylate-(sbma)用于涂层
TRIS 缓冲盐水（pH 8.5）Sigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/sigma/t8793在实验室中使用 TRIS 袋装粉末配制
Tygon 管路ART LLCN/A人工肺材料的一部分

参考文献

  1. Kumar, V., Abbas, A. K., Aster, J. C., Robbins, S. L. Robbins and Cotran Pathologic Basis of Disease. 9th. , 9th ed, Elsevier. Philadelphia, PA. (2015).
  2. Davie, E. W., Kulman, J. D. An overview of the structure and function of thrombin. Semin Thromb Hemost. 32 (S 1), 003-015 (2006).
  3. Hirsh, J., O'Donnell, M., Weitz, J. I. New anticoagulants. Blood. 105 (2), 453-463 (2005).
  4. Mekaj, Y. H., Daci, F. T., Mekaj, A. Y. New insights into the mechanisms of action of aspirin and its use in the prevention and treatment of arterial and venous thromboembolism. Ther Clin Risk Manag. 11, 1449-1456 (2015).
  5. Li, Q., et al. Zwitterionic biomaterials. Chem Rev. 122 (23), 17073-17154 (2022).
  6. Shao, Q., Jiang, S. Molecular understanding and design of zwitterionic materials. Adv Mater. 27 (1), 15-26 (2015).
  7. Demarest, C. T., et al. The time course of clinical oxygenator failure due to clot formation. medRxiv. , (2020).
  8. ECMO anticoagulation: it's still the biggest challenge. Maul, T. M. ASAIO 61st Annual Conference, , (2015).
  9. Camboni, D., Philipp, A., Arlt, M., Pfeiffer, M., Hilker, M., Schmid, C. First experience with a paracorporeal artificial lung in humans. Asaio J. 55 (3), 304-306 (2009).
  10. Gaylor, J. D., Mockros, L. F. Novel method for fabricating capillary membrane oxygenators. Med Biol Eng Comput. 16, 369-378 (1978).
  11. Naito, N., et al. Combination of polycarboxybetaine coating and factor XII inhibitor reduces clot formation while preserving normal tissue coagulation during extracorporeal life support. Biomaterials. 272, 120778(2021).
  12. Amoako, K. A., Sundaram, H. S., Suhaib, A., Jiang, S., Cook, K. E. Multimodal, biomaterial-focused anticoagulation via superlow fouling zwitterionic functional groups coupled with anti-platelet nitric oxide release. Adv Mater Interfaces. 3 (6), 1500646(2016).
  13. Hong, D., et al. Achieving ultralow fouling under ambient conditions via surface-initiated ARGET ATRP of carboxybetaine. ACS Appl Mater Interfaces. 9 (11), 9255-9259 (2017).
  14. Sundaram, H. S., et al. Achieving one-step surface coating of highly hydrophilic poly (carboxybetaine methacrylate) polymers on hydrophobic and hydrophilic surfaces. Adv Mater Interfaces. 1 (6), 1400071(2014).
  15. Srinivasan, S., Chhatre, S. S., Mabry, J. M., Cohen, R. E., McKinley, G. H. Solution spraying of poly (methyl methacrylate) blends to fabricate microtextured, superoleophobic surfaces. Polymer. 52 (14), 3209-3218 (2011).
  16. Steele, A., Bayer, I., Loth, E. Inherently superoleophobic nanocomposite coatings by spray atomization. Nano Lett. 9 (1), 501-505 (2009).
  17. Wang, Y. B., Shi, K. H., Jiang, H. L., Gong, Y. K. Significantly reduced adsorption and activation of blood components in a membrane oxygenator system coated with crosslinkable zwitterionic copolymer. Acta Biomater. 40, 153-161 (2016).
  18. El-Ferzli, G. T., et al. A nitric oxide-releasing self-assembled peptide amphiphile nanomatrix for improving the biocompatibility of microporous hollow fibers. Asaio J. 61 (5), 589-595 (2015).
  19. Belanger, A., Decarmine, A., Jiang, S., Cook, K., Amoako, K. A. Evaluating the effect of shear stress on graft-to zwitterionic polycarboxybetaine coating stability using a flow cell. Langmuir. 35 (5), 1984-1988 (2018).
  20. Kim, S., et al. A biostable, anti-fouling zwitterionic polyurethane-urea based on PDMS for use in blood-contacting medical devices. J Mater Chem B. 8 (36), 8305-8314 (2020).
  21. Kimmel, J. D., Arazawa, D. T., Ye, S. H., Shankarraman, V., Wagner, W. R., Federspiel, W. J. Carbonic anhydrase immobilized on hollow fiber membranes using glutaraldehyde activated chitosan for artificial lung applications. J Mater Sci Mater Med. 24, 2611-2621 (2013).
  22. Fischer, S., et al. Bridge to lung transplantation with the novel pumpless interventional lung assist device NovaLung. J Thorac Cardiovasc Surg. 131 (3), 719-723 (2006).
  23. Ukita, R., et al. Zwitterionic poly-carboxybetaine coating reduces artificial lung thrombosis in sheep and rabbits. Acta Biomater. 92, 71-81 (2019).
  24. Gupta, S., Amoako, K. A., Suhaib, A., Cook, K. E. Multi-modal, surface-focused anticoagulation using poly-2-methoxyethylacrylate polymer grafts and surface nitric oxide release. Adv Mater Interfaces. 1 (8), 1400012(2014).
  25. Wang, W., et al. Hemocompatibility and oxygenation performance of polysulfone membranes grafted with polyethylene glycol and heparin by plasma-induced surface modification. J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 105 (7), 1737-1746 (2017).
  26. Abednejad, A. S., Amoabediny, G., Ghaee, A. Surface modification of polypropylene blood oxygenator membrane by poly ethylene glycol grafting. Adv Mater Res. 816, 459-463 (2013).
  27. Kocakulak, M., Özgürtaş, T., Ayhan, H. Effect of poly (2-methoxyethyl acrylate)-coated oxygenators on haemolysis. J Biomater Sci Polym Ed. 17 (4), 449-460 (2006).
  28. Pieri, M., et al. A new phosphorylcholine-coated polymethylpentene oxygenator for extracorporeal membrane oxygenation: a preliminary experience. Perfusion. 28 (2), 132-137 (2013).
  29. De Somer, F., et al. Phosphorylcholine coating of extracorporeal circuits provides natural protection against blood activation by the material surface. Eur J Cardiothorac Surg. 18 (5), 602-606 (2000).
  30. Zhang, Y., et al. Anti-fouling surfaces for extracorporeal membrane oxygenation by surface grafting of hydrophilic sulfoxide polymers. Biomacromolecules. 23 (10), 4318-4326 (2022).
  31. Melchior, R. W., Sutton, S. W., Harris, W., Dalton, H. J. Evolution of membrane oxygenator technology for utilization during pediatric cardiopulmonary bypass. Pediatr Health Med Ther. 7, 45-56 (2016).
  32. Amoako, K., et al. Zwitterionic polysulfobetaine coating and antiplatelet liposomes reduce fouling in artificial lung circuits. Macromol Biosci. 23 (4), 2200479(2023).
  33. Amoako, K., et al. PULM3: The effects of a two-step coating process and flow on artificial lung fiber fouling. Asaio J. 69 (Supplement 2), 88(2023).
  34. Lee, H., Scherer, N. F., Messersmith, P. B. Single-molecule mechanics of mussel adhesion. Proc Natl Acad Sci U S A. 103 (35), 12999-13003 (2006).
  35. Krogsgaard, M., Behrens, M. A., Pedersen, J. S., Birkedal, H. Self-healing mussel-inspired multi-pH-responsive hydrogels. Biomacromolecules. 14 (2), 297-301 (2013).
  36. Ryu, J. H., Lee, Y., Kong, W. H., Kim, T. G., Park, T. G., Lee, H. Catechol-functionalized chitosan/pluronic hydrogels for tissue adhesives and hemostatic materials. Biomacromolecules. 12 (7), 2653-2659 (2011).
  37. Ou, X., et al. Structure and sequence features of mussel adhesive protein lead to its salt-tolerant adhesion ability. Sci Adv. 6 (39), eabb7620(2020).
  38. Nobili, M., Sheriff, J., Morbiducci, U., Redaelli, A., Bluestein, D. Platelet activation due to hemodynamic shear stresses: damage accumulation model and comparison to in vitro measurements. Asaio J. 54 (1), 64-72 (2008).
  39. Toomasian, J. M., Bartlett, R. H. Hemolysis and ECMO pumps in the 21st century. Perfusion. 26 (1), 5(2011).
  40. Jiang, S., Cao, Z. Ultralow-fouling, functionalizable, and hydrolysable zwitterionic materials and their derivatives for biological applications. Adv Mater. 22 (9), 920-932 (2010).
  41. Lee, H., Dellatore, S. M., Miller, W. M., Messersmith, P. B. Mussel-inspired surface chemistry for multifunctional coatings. Science. 318 (5849), 426-430 (2007).
  42. Ding, Y. H., Floren, M., Tan, W. Mussel-inspired polydopamine for bio-surface functionalization. Biosurface Biotribology. 2 (4), 121-136 (2016).
  43. Lynge, M. E., van der Westen, R., Postma, A., Städler, B. Polydopamine-a nature-inspired polymer coating for biomedical science. Nanoscale. 3 (12), 4916-4928 (2011).
  44. Khan, N. U., Al-Aloul, M., Shah, R., Yonan, N. Early experience with the Levitronix Centrimag® device for extra-corporeal membrane oxygenation following lung transplantation. Eur J Cardiothorac Surg. 34 (6), 1262-1264 (2008).
  45. Werkkala, K., et al. Clinical durability of the CARMEDA bioactive surface in EXCOR ventricular assist device pumps. Asaio J. 62 (2), 139-142 (2016).
  46. Mahoney, C. B. Heparin-bonded circuits: clinical outcomes and costs. Perfusion. 13 (3), 192-204 (1998).
  47. Koster, A., et al. Heparin antibodies and thromboembolism in heparin-coated and noncoated ventricular assist devices. J Thorac Cardiovasc Surg. 121 (2), 331-335 (2001).
  48. Wendel, H. P., Scheule, A. M., Eckstein, F. S., Ziemer, G. Haemocompatibility of paediatric membrane oxygenators with heparin-coated surfaces. Perfusion. 14 (1), 21-28 (1999).
  49. Stenach, N., Korn, R. L., Fisher, C. A., Jeevanandam, V., Addonizio, V. P., et al. The effects of heparin bound surface modification (Carmeda® Bioactive Surface) on human platelet alterations during simulated extracorporeal circulation. J Extracorporeal Technol. 24 (3), 97-102 (1992).
  50. Korn, R. L., et al. The effects of Carmeda Bioactive Surface on human blood components during simulated extracorporeal circulation. J Thorac Cardiovasc Surg. 111 (5), 1073-1084 (1996).
  51. Wendel, H. P., Heller, W., Gallimore, M. J., Hoffmeister, H. E. Heparin-coated oxygenators significantly reduce contact system activation in an in vitro cardiopulmonary bypass model. Blood Coagul Fibrinolysis. 5 (5), 673-678 (1994).
  52. Ueda, T., Oshida, H., Kurita, K., Ishihara, K., Nakabayashi, N. Preparation of 2-methacryloyloxyethyl phosphorylcholine copolymers with alkyl methacrylates and their blood compatibility. Polym J. 24 (11), 1259-1269 (1992).
  53. Preston, T. J., et al. Modified surface coatings and their effect on drug adsorption within the extracorporeal life support circuit. J Extracorporeal Technol. 42 (3), 199-202 (2010).
  54. Reser, D., et al. Retrospective analysis of outcome data with regards to the use of Phisio®-, Bioline®-or Softline®-coated cardiopulmonary bypass circuits in cardiac surgery. Perfusion. 27 (6), 530-534 (2012).
  55. Ask, A., Holt, D., Smith, L. In vivo comparison study of FDA-approved surface-modifying additives and poly-2-methoxyethylacrylate circuit surfaces coatings during cardiopulmonary bypass. J Extracorporeal Technol. 38 (1), 27-32 (2006).
  56. Montoya, J. P., Shanley, C. J., Merz, S. I., Bartlett, R. H. Plasma leakage through microporous membranes: Role of phospholipids. Asaio J. 38 (3), M399-M405 (1992).
  57. Musch, G., et al. Small pore size microporous membrane oxygenator reduces plasma leakage during prolonged extracorporeal circulation: a case report. Int J Artif Organs. 19 (3), 177-180 (1996).
  58. Mottaghy, K., et al. Technical aspects of plasma leakage prevention in microporous capillary membrane oxygenators. Asaio J. 35 (3), 640-643 (1989).
  59. Bragard, I., et al. Breaking bad news in the emergency department: a randomized controlled study of a training using role-play simulation. Crit Care. 22 (Suppl. 1), (2018).
  60. Bertini, P., et al. ECMO in COVID-19 patients: a systematic review and meta-analysis. J Cardiothorac Vasc Anesth. 36 (8), 2700-2706 (2022).
  61. Alessandri, F., Di Nardo, M., Ramanathan, K., Brodie, D., MacLaren, G. Extracorporeal membrane oxygenation for COVID-19-related acute respiratory distress syndrome: a narrative review. J Intensive Care. 11 (1), 5(2023).
  62. Doolittle, R. F. Fibrinogen and fibrin. Annu Rev Biochem. 53 (1), 195-229 (1984).

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

重印与许可

标签

纤维束嫁接两性离子聚合物接枝表面修饰防污涂层等离子体处理纤维蛋白原检测血小板污损蛋白质吸附聚多巴胺连接剂
用于原位纤维束表面接枝的人工肺装置预处理
联系我们
向图书馆推荐

隐私政策

使用条款

政策

版权所有 © 2026 MyJoVE Corporation。保留所有权利。