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基于数字加热装置的小鼠棋盘样烧伤创面愈合模型

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DOI：

10.3791/67375

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2024年12月27日

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1State Key Laboratory of Oral Diseases & National Center for Stomatology & National Clinical Research Center for Oral Diseases, West China Hospital of Stomatology, Sichuan University, 2Department of Endodontics, West China Hospital of Stomatology, Sichuan University

本文内容

摘要

本文介绍了一种使用数字加热装置在小鼠中建立烧伤伤口愈合模型的简化方案。在皮肤上创建的棋盘状实验位点有助于进一步进行伤口愈合检测的功能分析。

摘要

严重烧伤是最具创伤性和身体致残性的病症之一，几乎影响所有器官系统，导致显著的发病率和死亡率。鉴于其复杂性以及多器官受累，已开发出多种动物模型以模拟烧伤损伤的不同方面。在不同实验动物模型中，产生烧伤表面的方法各不相同。本研究描述了一种简单、经济且操作友好的小鼠烧伤模型，利用数字加热装置制造稳定的一致性全层烧伤。该装置的加热头在97 °C条件下作用于小鼠背部10秒，形成棋盘样烧伤，用于评估实验性敷料对创面愈合的影响。采集皮肤样本进行组织学分析，包括苏木精和伊红（H&E）染色及Masson染色。通过创面面积分析以及对炎症细胞浸润、再上皮化和肉芽组织形成的显微观察来评估创面愈合情况。该小鼠烧伤模型可作为研究热损伤病理生理机制及评价治疗干预措施的基础工具。

引言

烧伤被认为是皮肤的重要创伤之一，由热力、电能、化学物质以及辐射暴露引起1,2。根据损伤深度，烧伤可分为四个等级，从表皮层到皮肤全层，甚至累及肌肉和骨骼。小面积烧伤可导致瘢痕形成，并增加感染风险。大面积烧伤不仅造成局部组织损伤，还会通过持续而严重的炎症和免疫反应，引发心脏、肾脏及其他器官或系统的功能紊乱，导致严重的全身性后果和高发病率3。大多数烧伤幸存者伴有长期的身体功能障碍、情绪困扰以及生活质量下降4,5。因此，研究烧伤的病理过程及烧伤组织再生机制具有重要意义。

参与免疫反应、组织再生及系统性稳态 体外 这些研究无法全面探究烧伤创面愈合的病理过程。因此，在过去二十年中，为了探索潜在的治疗干预手段，已开发出多种烧伤创面愈合的动物模型，以模拟烧伤损伤的不同特征。6,7烧伤伤口通常在去除猪、大鼠、小鼠、兔子及其他动物背部毛发后，在其背侧表面造成。烧伤时间可持续3秒至30秒，以形成累及体表总面积（TBSA）5%至30%的浅层至全层热损伤。8目前，由于所用技术的高变异性，烧伤动物研究中尚无这些方法的标准化模型。用于制备烧伤表面的方法在不同的实验动物模型间存在差异，包括气体火焰9，燃烧的乙醇浴10预热的单金属板/棒11,12，煮沸或热水13,14然而，以往研究中烧伤造模技术及所产生烧伤深度常存在不一致且描述不清的问题，而烧伤深度对于确定烧伤严重程度及治疗方法至关重要。

本研究旨在建立一种简单、经济且操作友好的小鼠烧伤动物模型，用于在模拟临床场景下产生一致的全层皮肤烧伤。在本实验方案中，我们使用了一种便捷的数字加热装置，通过调节施加于皮肤的温度来控制烧伤深度。该装置的加热头可更换为不同尺寸，以诱导具有不同体表面积（TBSA）范围的热力烧伤。这种方法可在小鼠背部形成类似棋盘状的烧伤创面，从而在同一只动物体内同时比较多种实验处理与对照处理的效果。我们对创面愈合过程进行了观察和记录，并在伤口修复的不同阶段采集皮肤组织样本，进行组织学评估（苏木精-伊红（H&E）染色和马松三色染色）。该策略减少了实验所需动物数量，从而降低了经济成本，同时更符合动物伦理要求。本研究将为科研人员提供必要的工具，以促进烧伤损伤新型治疗方法的开发，并揭示烧伤创面愈合的病理生理机制。

方案

本研究中的所有动物实验均经四川大学华西口腔医学院伦理委员会（WCHSIRB-D-2024-499）审查并批准。本研究使用了24只八周龄C57BL/6小鼠（雌性，体重25-30 g）。所用试剂和设备的详细信息见材料表。

1. 烧伤前的设备准备与小鼠处理

  1. 动物到达后，将其饲养在笼具中适应7天，以适应环境。
  2. 用70%乙醇（v/v）喷洒并擦拭工作区域以进行消毒。用无菌外科吸收垫覆盖操作台面。
  3. 将数字加热装置的温度调节至 97 °C。该加热装置由三个部分组成（图1).
    注意：可通过温度控制器调节 50–450 °C 的温度图1A）。支架底座用于放置吸头（图1B），可拆卸（图1C）以更换不同规格的器械。使用碘伏或酒精对尖端进行消毒。
  4. 在诱导室中，使用100%氧气携带5%异氟烷（流速：4 L/min）对小鼠麻醉3分钟，直至呼吸变慢。通过脚趾夹捏试验评估麻醉深度。
    注意：吸入异氟烷可能导致嗜睡并对心血管系统造成损害。必须佩戴防护装备，并在通风良好的区域内的通风橱中操作。
  5. 小鼠深度麻醉后，将其转移至俯卧位的加热垫上，以维持体温并防止麻醉恢复期间发生低体温。将异氟烷浓度调至1.5%用于维持麻醉 通过 鼻锥
  6. 用棉签将润滑凝胶涂抹于小鼠双眼，以防止角膜干燥。

2. 诱导全层烧伤损伤

注意：烧伤诱导与分析的一般流程见图2。

  1. 使用电动剃毛器轻轻剃除小鼠背部从颈部至尾部约5 cm长、4 cm宽区域的毛发，操作时需轻柔，避免损伤皮肤（图3C）。
  2. 用棉签将脱毛膏均匀涂抹于已剃毛的皮肤区域，保持3分钟（图3D）。
    注意：避免将脱毛膏接触小鼠其他部位，以防造成难以察觉的灼伤。若使用时间超过5分钟，脱毛膏可能引发皮肤刺激。不同产品的最佳作用时间可能存在差异，应由操作者根据实际情况确定。
  3. 用湿润的纱布擦拭皮肤，直至完全清除脱毛膏和残留毛发。随后依次使用氯己定消毒液和70%乙醇（v/v）各擦拭三次，对术区进行消毒。最后用无菌纱布清洁并擦干皮肤。
  4. 取一支已灭菌、直径为9 mm的1 mL移液器吸头（图3A），蘸取无菌墨水，在皮肤上精确标记所需造伤位置。小鼠背部皮肤表面不平整，因此明确伤口位置与脊柱之间的相对关系，对于保证实验可重复性至关重要。
  5. 用预先裁剪好的无菌手术巾覆盖皮肤，仅暴露手术区域（图3）。佩戴耐热手套，并检查数字加热装置的温度。在诱导灼伤前及每次使用后，均需用70%乙醇（v/v）对装置尖端进行消毒。
  6. 将加热装置的尖端置于已标记伤口位置的中心，于97 °C下作用10秒，制造6个直径为4 mm的圆形灼伤创面（图3B）。相邻灼伤之间的间距为0.5–1 cm。根据实验设计确定灼伤数量。
    注意：灼伤主要由热传导引起，因此无需施加额外压力，仅需依靠装置自身重力使其与皮肤接触即可完成造模。本实验设计共制造6处灼伤，此为本研究所用设备及小鼠背部可用面积下所能建立的最大灼伤数量。在此基础上可实现同一实验组的多次重复。

3. 烧伤后护理与测量

  1. 在烧伤创面上敷冰5分钟，以减轻潜在疼痛，进行疼痛管理（图3G）。
  2. 烧伤损伤后关闭异氟烷，取下鼻罩。将小鼠转移至加热垫，直至小鼠活动恢复正常（例如，不再蜷缩或颤抖）。
  3. 将每只小鼠单独放置于恢复笼中，防止相互抓挠。通过向每粒饲料滴加5–10滴饮用水使其软化，并置于笼底，以方便进食。
    注意：使用70%乙醇（体积比）喷洒并擦拭笼具进行消毒。垫料应定期更换，以保持小鼠温暖并吸收尿液。
  4. 在尾部皮下注射布托啡诺（0.1 mg/kg），每日两次，连续给药3天，每次注射间隔至少8小时。
  5. 烧伤诱导24小时后，用生理盐水浸湿的无菌纱布清洁所有创面。用纱布轻压吸干皮肤，并使用注射器涂抹少量抗菌凝胶（TKH水凝胶）覆盖烧伤创面12,14。此后于第3、7、10天重复此操作。
  6. 使用透气透明敷料覆盖创面。敷料大小应覆盖创面周围约1 cm区域，且不应覆盖未脱毛区域。
    注意：至少每2天更换一次创面敷料。长时间不更换敷料可能导致创面感染并形成脓液，进而延缓创面愈合。
  7. 在随访期间，每2–3天测量一次体重。通常情况下，若小鼠体重减轻达到初始体重的15%–20%，应实施安乐死并退出实验。

4. 伤口样本采集

  1. 在第0、3、7、10和14天，用无菌1 mL移液器吸头的尖端标记伤口，并用数码相机记录。
  2. 通过麻醉过量和颈椎脱位（遵循机构批准的方案）处死小鼠。
    注意：进行颈椎脱位时需谨慎，避免过度牵拉，以免损伤背部伤口。
  3. 使用剪刀分离伤口部位及其周围皮肤，包括下方肌肉组织（1 cm × 1 cm）。每组至少准备三个样本。
  4. 将皮肤样本置于4%多聚甲醛（PFA）中固定24小时，并在4 °C下保存。固定液体积必须为组织体积的30倍15,16。
    注意：PFA具有危害性。务必在通风良好的环境中操作，并使用适当的防护设备。

5. 伤口愈合评估

  1. 用 PBS 清洗伤口组织两次，并用滤纸铺平，滤纸应修剪至适当大小（图 2H）。由于皮下组织层含有一定黏液成分，其可黏附于滤纸表面，不会移动或发生组织卷曲。
    1. 将滤纸和样品放入组织包埋盒中，进行石蜡脱水以获得较为平滑的组织样品，然后包埋组织15,16将样品在 4 °C 下保存。
      注意：尽可能将组织拉伸平整，避免产生任何折叠，因为这些褶皱在固定后会永久保留。
  2. 将石蜡包埋的样品切成5 µm厚的切片，并对载玻片进行染色 通过 H&E 和马松三色染色用于评估肉芽组织形成程度、血管生成及胶原沉积情况，为判断伤口愈合的不同阶段及其进展提供依据17,18.
  3. 使用40倍物镜的显微镜拍摄所有样品的图像。
  4. 使用兼容的软件分析染色的皮肤切片，包括表皮、真皮、皮下组织及肌肉状况。

结果

在本实验方案中，使用数字加热装置在97 °C条件下持续灼烧10 s，形成棋盘状的烧伤创面（图1）。该装置的探头由纯铜制成，具有优良的导热性和快速加热能力。实验人员手持部分由聚碳酸酯材料制成，具有耐热性和阻燃性。与预加热的单一金属板/棒、煮沸或热水法相比，该装置具有更优的安全性能，并减少了小鼠的麻醉时间，从而缩短了整体实验时长。

烧伤诱导与分析的整体流程如图2所示。每只动物背部共有六个烧伤创面，排列方式如图2E所示。在烧伤后第1、3、7、10和14天分别评估这些动物的创面大小，并采集皮肤组织样本进行组织学分析，包括苏木精-伊红染色（H&E）和马松三色染色。

烧伤后，每个烧伤创面均呈圆形，面积相等且深度均匀。烧伤创面边缘颜色由蜡白色逐渐转变为红色，并伴有因损伤后即刻炎症反应所致的充血带。此外，烧伤后72小时内，烧伤创面面积略有增大（图4A）。

对创面进行苏木精-伊红（H&E）和马松三色染色切片的显微分析（图4B）显示，表皮层完全破坏，真皮层全层受损，皮下脂肪和肌肉均受到影响。组织学检查表明，烧伤后第3天创面愈合过程处于炎症期，表现为血管扩张及大量炎性细胞浸润。与第3天相比，烧伤后第7天创面面积明显缩小，显微图像中可清晰观察到这一变化。到第14天时，肉芽组织和新生血管形成，胶原纤维密集沉积，表明创面愈合已进入重塑阶段。在整个愈合过程中，创面未出现明显感染，恢复良好。

此外，通过量化伤口愈合数据并分析伤口轨迹来评估伤口愈合能力（图5）。与对照组相比，经TKH肽水凝胶处理的伤口在第7、10和14天表现出显著更小的伤口面积，表明其伤口修复能力得到增强12,14。

相邻伤口之间的间隔（图6），无论是横向还是纵向，均证实与非烧伤皮肤无差异。表皮、真皮及皮下组织均保持完整，无淋巴细胞浸润，无血管扩张。两个创面的愈合过程互不干扰。因此，可在该模型基础上对不同药物或敷料进行创面治疗，以评估其效果 体内.

用于电子组装的电烙铁工作站设置，包括温度控制和烙铁组件。
图1：用于诱导烧伤的数字加热装置。 用于诱导烧伤损伤的数字加热装置。(a) 温度控制器允许设置50–450 °C之间的温度。(b) 支架底座用于固定燃烧尖端。(c) 装置的尖端可更换为不同尺寸。请点击此处查看该图的放大版本。

小鼠皮肤烧伤愈合实验示意图；步骤包括移液、烧伤诱导、组织染色。
图 2：棋盘状伤口模型示意图。 文中所述棋盘状伤口模型的逐步操作流程。(A) 采用 8 周龄小鼠作为伤口愈合实验的模型。(B) 去除预定伤口区域的毛发。(C) 使用 1 mL 移液枪头标记六个伤口位置。(D) 使用数字加热装置在每个标记位置的中心制造六个烧伤伤口(E)。(F) 烧伤诱导后背部的近距离图像。(G) 在第 3、7、10 和 14 天采集皮肤样本（约 1 cm × 1 cm）。(H) 使用滤纸展平皮肤样本，并转移至包埋盒中。(I) 进行石蜡脱水处理，(J) 将样本切片至 5 µm 厚度。(K) 使用苏木精-伊红（H&E）和马松三色染色法对切片进行染色。 请点击此处查看该图的放大版本。

使用卡尺测量、材料制备、样品切割与分析的组织工程流程。
图3：全层烧伤损伤诱导过程。（A）1 mL 移液枪头的直径和（B）数字加热装置的尖端分别为 9 mm 和 4 mm。（C）使用电动剃毛器剃除小鼠背部毛发。（D）涂抹脱毛膏并作用 3 分钟。（E）清洁并干燥剃毛区域，并使用无菌的 1 mL 移液枪头标记损伤位置。（F）将数字加热装置在 97 °C 下作用 10 秒，以制造六个烧伤创面。（G）在烧伤创面上使用冰块进行镇痛处理。（H）小鼠整个背部显示六个全层烧伤创面。请点击此处查看该图的放大版本。

小鼠伤口愈合进程，第3-14天，组织再生的组织学切片。
图4：烧伤伤口的代表性图像及组织学分析。 （A）第3、7、10和14天的烧伤伤口图像，显示愈合进程。（B）H&E染色和Masson三色染色的组织学图像，显示伤口愈合和皮肤再生。比例尺 = 200 µm。 请点击此处查看该图的放大版本。

CTRL组和TKH组在14天内的伤口愈合分析（含图表和距离图）
图5：伤口大小随时间的变化。（A）使用ImageJ软件分析的对照组与TKH水凝胶处理组动物伤口大小随时间的变化。（B）显示相应的伤口轨迹数据。请点击此处查看该图的高清版本。

小鼠皮肤愈合进程、组织学分析、第1-3天对比、显微镜图像。
图6：相邻烧伤创面及组织学分析。（A）第1天相邻烧伤创面的代表性图像。（B）第3天采集用于组织学分析的相邻创面样本（红色圆圈标示）。（C）使用滤纸在石蜡脱水前压平组织样本。（D）相邻创面的H&E染色和Masson三色染色分析。比例尺：1 mm 和 200 µm（放大图）。请点击此处查看该图的高清版本。

讨论

用于烧伤研究， 体外 模型通常侧重于局部抗菌剂或抗生素对与烧伤相关的细菌的抑制作用，例如 金黄色葡萄球菌 和 铜绿假单胞菌19，以及各种生物材料（如弹性蛋白、丝素蛋白和水凝胶敷料）的影响14,20烧伤后炎症细胞（如中性粒细胞、巨噬细胞）或干细胞（如间充质干细胞）上的实验。这些实验通常在人工控制的环境中进行，细胞培养 体外 可能表现出与那些不同的生长特征和行为 体内，可能无法充分模拟烧伤创面愈合的生理过程，例如细胞间相互作用以及细胞外基质的影响。因此，烧伤的动物模型对于阐明烧伤后的病理机制以及评估新型治疗策略至关重要。小鼠与人类的伤口愈合过程均经历四个相互重叠但 distinct 的阶段：炎症期、增殖期、再上皮化期和重塑期21,22使用小鼠作为实验对象具有多种生物学优势，包括可获得大量小鼠特异性试剂，以及能够构建转基因模型以研究参与修复过程的分子信号通路。这使得小鼠成为烧伤与伤口愈合研究中最常用的动物模型之一。

本研究建立了一种棋盘状的全层烧伤创面模型，并利用该模型评估了一种水凝胶敷料的疗效。结果表明，该模型可有效监测实验性敷料的临床表现。在每只动物体内，六个烧伤创面沿脊柱对称分布。烧伤创面可在相似位置但不同小鼠上创建。由于背部皮肤面积有限且创面数量较多，组织学分析显示，各创面之间互不干扰，从而确保在同一小鼠背部不同位置对每种实验敷料进行独立评估，最大限度地减少了与伤口愈合过程相关的偏差。此外，该模型还具有每只小鼠均可作为自身对照的优势，使得在同一小鼠背部比较实验组与对照组处理成为可能，显著减少了实验动物数量和实验成本。由于不同药物对小鼠整体健康状况的影响各异，若需在同一小鼠皮肤上应用多种药物以治疗不同创面并进行后续比较，则有必要观察和验证单种药物的应用或多种药物联用是否会影响小鼠的整体健康状况。此外，还应注意不同药物在皮肤表面的稳定性或黏附性，防止因小鼠在愈合过程中抓挠而导致药物交叉污染或创面感染。

皮肤样本采集对于后续的组织学分析至关重要。组织边缘在未经过任何处理的情况下，会在固定液中发生收缩和折叠16。经过石蜡脱水和切片后，组织在载玻片上也会出现弯曲，甚至部分重叠，导致显微镜下图像不美观，并可能影响进一步的组织学分析，例如伤口长度或厚度的统计分析。因此，使用滤纸压平组织可在载玻片上获得更平整的切片，使组织学图像更加清晰整齐，便于后续的统计分析。我们还尝试在脱水前使用回形针固定样本，有助于保持组织的平整性。然而，使用回形针可能会对夹持部位的组织施加压力，导致组织受压变形。因此，采用此方法时，不可夹持烧伤创面区域，以免影响观察结果。

多种因素可能影响伤口愈合过程，包括疼痛、瘙痒和细菌感染23。有效管理烧伤疼痛对于烧伤患者康复和重返社会至关重要。疼痛控制不足可能阻碍愈合过程，导致长期的生理和心理问题，并延长住院时间24。通常情况下，疼痛会影响小鼠的进食行为。因此，每次烧伤后应立即对伤口进行冰敷，并在皮下注射布托啡诺（0.1 mg/kg），每日两次，持续3天以控制疼痛。此外，应将饲料颗粒软化后置于笼底，以方便小鼠进食。在群养条件下，小鼠可能会相互抓挠或舔舐对方的伤口，从而可能延缓伤口愈合或引发感染。因此，作为预防措施，有必要对小鼠进行单独饲养。在烧伤诱导后使用透气敷料覆盖背部，可防止小鼠抓挠伤口并降低感染风险25。然而，必须谨慎选择敷料，并将其裁剪至合适尺寸，以确保小鼠能够正常活动。若敷料脱落，应及时更换，建议至少每两天更换一次。长时间使用敷料可能导致伤口渗出液吸收不充分。

尽管小鼠模型具有特定的优势，但仍无法完全模拟人类的伤口愈合过程。人类主要通过再上皮化和肉芽组织形成实现愈合。相比之下，小鼠皮肤具有一种独特结构——肉膜（panniculus carnosus），这是一种薄层骨骼肌，在人类中仅存在于颈部的颈阔肌中7，因此小鼠的伤口愈合主要依赖伤口收缩。此外，小鼠皮肤可能含有更丰富的祖细胞池，从而促进皮肤快速愈合和角化26,27。这些因素共同导致其愈合时间显著缩短。在动物模型中，已使用伤口抗收缩环来减轻伤口收缩对愈合过程的影响，以模拟人类类似的生理愈合过程，即通过肉芽组织形成和再上皮化实现愈合12,17,28。

成功建立的小鼠烧伤模型为研究热损伤的病理生理学机制以及评估潜在的治疗干预措施提供了一个有价值的工具。观察到的烧伤皮肤组织的组织学变化与热损伤的典型特征一致，凸显了该模型在重现烧伤临床表现方面的可靠性和有效性。

总体而言，小鼠烧伤损伤模型为研究烧伤引起的组织损伤、炎症反应及伤口愈合过程中的分子机制提供了一个可靠的平台。未来利用该模型的研究可能有助于开发新的治疗策略，以改善烧伤患者的预后，并减轻烧伤相关发病率和死亡率的负担。

披露

作者声明无利益冲突。

致谢

本工作由四川省科技计划（23ZYZYTS0120）、四川大学华西口腔医院科研项目（RD-03-202011）和四川省科技计划（2022NSFSC0614）资助。插图使用 BioRender.com 制作。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
1 mL 移液器吸头KIRGEN,USAKG1333用于定位烧伤创面部位
3 M Tegaderm 敷料膜3M,USA1624WCN 6 cm x 7 cm用于烧伤诱导后的创面覆盖
4% 多聚甲醛（PFA）Biosharp,ChinaBL539A用于固定皮肤样本
丁丙诺啡Sigma-Aldrich,USAPHR8955-50MG用于小鼠的疼痛管理
C57BL/6 小鼠成都大硕实验动物有限公司,中国无用于建立烧伤模型
脱毛膏Veet,中国—用于小鼠背部毛发去除
数字加热装置深圳卡珀科技有限公司,中国No.936D用于小鼠烧伤诱导
电动剃毛器AUX,中国AUX-A5用于小鼠背部毛发去除
滤纸——用于展开皮肤样本
GraphPad 软件—GraphPad Prism 9.5.0用于分析烧伤创面面积
耐热手套——用于持握数字加热装置的加热头
苏木精-伊红染色试剂盒Solarbio,中国G1120用于切片的组织学分析
ImageJ 软件—ImageJ 1.54f用于分析烧伤创面面积
异氟烷RWD,中国R510-22-10用于小鼠麻醉
马松三色染色试剂盒Solarbio,中国G1340用于切片的组织学分析
显微镜Olympus,日本 VS200 ASW用于扫描 H&E 和马松染色切片
组织包埋盒江苏赛特曼实验耗材制造有限公司,中国31050102W用于组织石蜡脱水及石蜡包埋

参考文献

  1. Mofazzal Jahromi, M. A., et al. Nanomedicine and advanced technologies for burns: Preventing infection and facilitating wound healing. Adv Drug Deliv Rev. 123, 33-64 (2018).
  2. Burgess, M., Valdera, F., Varon, D., Kankuri, E., Nuutila, K. The immune and regenerative response to burn injury. Cells. 11 (19), 3073(2022).
  3. Arbuthnot, M. K., Garcia, A. V. Early resuscitation and management of severe pediatric burns. Sem Pediatr Surg. 28 (1), 73-78 (2019).
  4. Smolle, C., et al. Recent trends in burn epidemiology worldwide: A systematic review. Burns. 43 (2), 249-257 (2017).
  5. Jeschke, M. G., et al. Burn injury. Nat Rev Dis Primers. 6, 11(2020).
  6. Nomellini, V., Gomez, C. R., Gamelli, R. L., Kovacs, E. J. Aging and animal models of systemic insult: Trauma, burn, and sepsis. Shock. 31 (1), 11-20 (2009).
  7. Wong, V. W., Sorkin, M., Glotzbach, J. P., Longaker, M. T., Gurtner, G. C. Surgical approaches to create murine models of human wound healing. J Biomed Biotechnol. 2011, 969618(2011).
  8. Abdullahi, A., Amini-Nik, S., Jeschke, M. G. Animal models in burn research. Cell Mol Life Sci. 71 (17), 3241-3255 (2014).
  9. Katakura, T., Yoshida, T., Kobayashi, M., Herndon, D. N., Suzuki, F. Immunological control of methicillin-resistant Staphylococcus aureus (MRSA) infection in an immunodeficient murine model of thermal injuries. Clin Exp Immunol. 142 (3), 419-425 (2005).
  10. Dai, T., et al. Animal models of external traumatic wound infections. Virulence. 2 (4), 296-315 (2011).
  11. Tavares Pereira, D. D. S., Lima-Ribeiro, M. H. M., De Pontes-Filho, N. T., Carneiro-Leão, A. M. D. A., Correia, M. T. D. S. Development of animal model for studying deep second-degree thermal burns. J Biomed Biotechnol. 2012, 460841(2012).
  12. Gong, Y., et al. Exudate absorbing and antimicrobial hydrogel integrated with multifunctional curcumin-loaded magnesium polyphenol network for facilitating burn wound healing. ACS Nano. 17 (22), 22355-22370 (2023).
  13. Dahiya, P. Burns as a model of sirs. Front Biosci. 14 (13), 4962-4967 (2009).
  14. Yergoz, F., et al. Heparin mimetic peptide nanofiber gel promotes regeneration of full-thickness burn injury. Biomaterials. 134, 117-127 (2017).
  15. Rao, G., et al. Rat burn model to study full-thickness cutaneous thermal burn and infection. J Vis Exp. (186), e64345(2022).
  16. Yampolsky, M., Bachelet, I., Fuchs, Y. Reproducible strategy for excisional skin-wound-healing studies in mice. Nat Protoc. 19 (1), 184-206 (2024).
  17. Wang, C., et al. Engineering bioactive self-healing antibacterial exosomes hydrogel for promoting chronic diabetic wound healing and complete skin regeneration. Theranostics. 9 (1), 65-76 (2019).
  18. Papp, A., et al. The progression of burn depth in experimental burns: A histological and methodological study. Burns. 30 (7), 684-690 (2004).
  19. Barrett, J. P., et al. An in vitro study into the antimicrobial and cytotoxic effect of Acticoat dressings supplemented with chlorhexidine. Burns. 48 (4), 941-951 (2022).
  20. Lou, P., et al. Injectable self-assembling peptide nanofiber hydrogel as a bioactive 3D platform to promote chronic wound tissue regeneration. Acta Biomater. 135, 100-112 (2021).
  21. Gurtner, G. C., Werner, S., Barrandon, Y., Longaker, M. T. Wound repair and regeneration. Nature. 453 (7193), 314-321 (2008).
  22. Bielefeld, K. A., Amini-Nik, S., Alman, B. A. Cutaneous wound healing: Recruiting developmental pathways for regeneration. Cell Mol Life Sci. 70 (12), 2059-2081 (2013).
  23. Yildiz, S. C., Demir, C., Ayhanci, A. Examination of the effects of kefir on healing factors in a mice burn model infected with E. coli, S. aureus and P. aeruginosa using qRT-PCR. Burns. 49 (2), 425-431 (2023).
  24. Wang, Y., et al. Burn injury: Challenges and advances in burn wound healing, infection, pain and scarring. Adv Drug Deliv Rev. 123, 3-17 (2018).
  25. Chen, Y., et al. Research advances in smart responsive-hydrogel dressings with potential clinical diabetic wound healing properties. Mil Med Res. 10 (1), 37(2023).
  26. Ito, M., et al. Stem cells in the hair follicle bulge contribute to wound repair but not to homeostasis of the epidermis. Nat Med. 11 (12), 1351-1354 (2005).
  27. Ito, M., et al. Wnt-dependent de novo hair follicle regeneration in adult mouse skin after wounding. Nature. 447 (7142), 316-320 (2007).
  28. Chen, K., et al. Pullulan-collagen hydrogel wound dressing promotes dermal remodeling and wound healing compared to commercially available collagen dressings. Wound Repair Regen. 30 (3), 397-408 (2022).

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