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大鼠视网膜下注射与视网膜脱离的术中可视化

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DOI：

10.3791/67483

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2025年3月7日

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1Institut de la Vision, INSERM, CNRS, Sorbonne Université, 2Department of Ophthalmology, Rothschild Foundation Hospital

本文内容

摘要

本文介绍了利用术中可视化技术来控制注射部位和视网膜脱离范围的大鼠视网膜下注射方法。

摘要

视网膜下注射是将溶液递送至光感受器与视网膜色素上皮（RPE）之间的区域，从而形成一个使组分直接接触光感受器和RPE细胞的视网膜下腔隙。该递送方式可实现对这些细胞的靶向治疗。目前已有用于视网膜下注射的治疗药物被开发并获批，尤其适用于遗传性视网膜疾病。在动物模型中，由于晶状体尺寸限制，视网膜下注射操作可能具有挑战性，尤其在啮齿类动物中更为明显。本文介绍了一种在大鼠中实施的视网膜下注射方法，可在术中实时观察并控制注射部位及脱离区域的范围，其操作方式与人类临床实践类似。该手术需在全身麻醉和局部麻醉下进行，并要求瞳孔充分散大。通过眼科手术显微镜，经30 G巩膜通道插入导管，将导管尖端轻柔接触视网膜以形成视网膜切开。可递送10–25 µL体积的液体，相当于大鼠视网膜面积的五分之二至一半。术后即刻通过眼底照相和光学相干断层扫描检查，可确认药物成功注入视网膜下腔，并可见明显的视网膜下液。该操作的主要风险包括晶状体损伤（白内障）、脱离失败、玻璃体积血、视网膜下出血以及术后角膜炎。除用于向视网膜下腔递送治疗药物外，该技术还可分别利用水性或黏稠介质诱导短期或长期的视网膜脱离。与经巩膜途径不同，该方法可在术中精确控制视网膜脱离的位置。

引言

视网膜是位于眼球内侧后部的光敏性神经组织。神经视网膜的外层含有感光细胞，这些特化的神经元负责将光转化为电化学信号，因此对视觉至关重要。位于神经视网膜下方的视网膜色素上皮（RPE）为感光细胞提供广泛的代谢支持，促进视觉色素的再生以及感光细胞外节的定期更新1。

光感受器变性是不可逆视力丧失最常见的原因，可见于多种视网膜疾病，如年龄相关性黄斑变性、视网膜色素变性、糖尿病性视网膜病变和视网膜脱离1,2,3,4。这些疾病大多数源于光感受器的原发性或继发性丢失，通常继发于视网膜色素上皮（RPE）的丢失或功能障碍。因此，开展在体研究以防止光感受器和RPE细胞的退化尤为重要。迄今为止，对于多种视网膜疾病（如视网膜营养不良（包括视网膜色素变性）或黄斑变性（包括年龄相关性黄斑变性））尚无有效疗法。

视网膜下注射是将溶液递送至光感受器与视网膜色素上皮（RPE）之间，从而形成一个视网膜下间隙，使递送成分直接与光感受器和RPE细胞接触。这种递送方式可实现对这些细胞的靶向治疗，同时绕过多种视网膜或血管屏障。目前已有多种用于视网膜下递送的治疗药物被开发并获批，尤其针对遗传性视网膜疾病5,6。

统一视网膜下给药的外科操作规范至关重要。在人类临床实践中，标准操作包括25G经平坦部玻璃体切除术，由于晶状体相对于整个眼球较小，该术式可相对容易地进入眼后段。视网膜下给药通过25G套管插入38G或41G硅胶头生物相容性导管完成，以实现平稳的跨视网膜流动5。

在动物体内，由于晶状体尺寸较大，视网膜下注射操作可能具有挑战性。例如，在啮齿类动物中，晶状体可占据玻璃体腔高达90%的空间。在大鼠中，晶状体所占空间较小鼠为小，但仍相当显著（见图1A）。此外，可通过使用黏性溶液阻止视网膜色素上皮（RPE）细胞清除视网膜下液体，从而利用视网膜下注射建立视网膜脱离（RD）的动物模型7,8。这些模型主要用于视网膜疾病治疗药物的研发。

本文介绍了在大鼠中进行视网膜下注射或诱导视网膜脱离（RD）的方法，可实现术中对注射部位和脱离视网膜区域的完全控制。

方案

实验和操作程序已获当地动物伦理委员会批准，并在与实验室相关的设施中进行，符合当地法律法规。所有实验工作均遵守机构关于生物安全和安全操作规程的政策（当地动物伦理委员会 Charles Darwin CEEACD #5），并遵循欧洲指令 2010/63/EU。本研究使用了 8 周龄的野生型雌性 Long Evans 大鼠（Rattus norvegicus）。多种大鼠视网膜变性模型（如 P23H 和 RCS 模型）可用于测试不同治疗方法（包括药物和基因治疗）的视网膜下输送效果。本研究中所用试剂和设备的详细信息见材料表。

1. 溶液的配制

注意：为防止手术部位感染或溶液污染，应在通风橱中使用预先灭菌的器械和无菌溶液进行操作。

  1. 视网膜下给药：将分子稀释于磷酸盐缓冲液（PBS）或二甲基亚砜中，用于水相视网膜下注射。
  2. 视网膜脱离（RD）诱导：使用2%羟丙基甲基纤维素或1%-5%透明质酸钠诱导长期视网膜脱离。

2. 实验设置

  1. 将一根非斜面的10 mm 30 G金属套管针固定在10 µL或25 µL注射器上，并安装到微量注射仪上。
  2. 将制备好的溶液吸入注射器中。

3. 动物准备

  1. 麻醉
    1. 全身麻醉：通过腹腔注射给予大鼠40 mg/kg氯胺酮和0.14 mg/kg美托咪定进行麻醉。
      注意：这种麻醉的持续时间足以覆盖整个手术过程以及术后的即刻观察。
    2. 瞳孔扩张：向一只眼睛滴入一滴0.5%托吡卡胺以获得散瞳效果。
      注意：对于惯用右手的外科医生，左眼手术操作更为方便， 反之亦然.
    3. 局部麻醉（ 图2B：在待手术眼内滴入一滴奥布卡因。
      注意：涂抹局部麻醉剂后，需等待30秒再接触眼睛，以确保麻醉效果充分。

4. 显微镜下的手术操作

  1. 术中可视化：使用连接脚踏开关的眼科显微镜进行手术。
  2. 巩膜暴露（图2C，D）
    1. 在上下眼睑睑缘外侧四分之一处分别放置两条眼睑牵拉缝线（5-0 或 6-0）。
    2. 牵拉缝线，使眼球轻度突出。
  3. 巩膜通道（图2E，F）：使用30 G针头经颞侧球结膜穿刺建立巩膜通道，位置距角膜缘约1-2 mm。
    注意：仅将斜面针尖轻微插入，切勿进一步推进，以防接触晶状体导致白内障。此步骤后应观察数十秒是否有结膜下出血。避免压迫止血，以免血液积聚于玻璃体腔内而影响手术。若通道区域有血液影响视野，可用棉签轻轻拭去。
  4. 角膜保护（图2G）：在整个手术过程中使用泪液凝胶作为角膜-镜头界面。
  5. 视网膜层面的观察（图2G）
    1. 将一个平接触镜（直径8 mm）置于眼球表面，以获得适当放大倍率并清晰观察视网膜层面。
    2. 使用显微镜的脚踏开关对焦至视网膜层面。
  6. 视网膜下注射（图2H – M）
    1. 将套管针垂直插入预先建立的巩膜通道内（图2H）。
    2. 保持套管针垂直，避免触碰晶状体。
    3. 缓慢接近视网膜，并轻柔按压，直至观察到视网膜变白（图2I中的箭头所示）。
    4. 在注射液流形成的视网膜切口处保持针尖稳定的同时进行注射（图2J）。切勿过早撤出针尖，否则会导致药液注入玻璃体腔内。
    5. 注射完成后，先将针尖从视网膜切口退出，再缓慢将整个套管针从玻璃体腔中撤出，确保不接触晶状体（图2K）。
      注意：若注射后隆起范围不足或脱离的视网膜区域过于局限，可在针筒排空后通过同一巩膜通道，将针尖插入先前形成的视网膜切口进行再次注射。
    6. 确认瞳孔区红光反射因视网膜脱离而发生改变，且玻璃体腔内未见血液流动（图2L，M）。
  7. 手术结束（图2N，O）
    1. 取下接触镜、眼睑缝线，并小心擦拭任何出血（图2N）。
    2. 手动短暂评估眼内压。
      注意：少量玻璃体液可能渗入结膜下间隙，但不应出现活动性渗漏（图2O）。

5. 术后护理与苏醒

  1. 对术眼涂抹氯霉素-视黄醇眼膏。
  2. 腹腔注射1 mL一水葡萄糖（5%）。
  3. 皮下注射0.9 mg/kg阿替美唑。
  4. 将动物置于温度可控的环境中，并持续监测直至其苏醒。

结果

视网膜下注射的成功依赖于通过视网膜切口将物质精确且完全地递送至视网膜下腔（即光感受器层与视网膜色素上皮层之间），同时避免发生视网膜下出血，因为血液对光感受器和视网膜色素上皮细胞具有毒性。注射成功的确认依据包括术中观察（图2L）、术后即刻眼底照相以及光学相干断层扫描（OCT）。眼底照相可用于排除视网膜下出血，而OCT的B扫描可证实存在视网膜脱离（RD）及清晰的视网膜下液体（图1 和 图3）。此外，眼底照相还可识别术中可能未被察觉的晶状体触碰或诱发的白内障（图3C、D）。眼底照相和OCT扫描均可用于估算脱离区域或液泡的大小（图1B-E）。

影响视网膜下液泡大小的因素有多个：（1）注射位点位置：注射位点距离视盘越远，脱离区域越小；（2）注射体积：在大鼠中，20–25 µL 的注射体积可使约一半的视网膜发生脱离；（3）脱离视网膜的质量：在视网膜变性模型（如 P23H、RCS）中，由于变性过程（如胶质增生和视网膜下物质积聚）导致光感受器与视网膜色素上皮细胞之间的阻力增加，可能使视网膜脱离操作更加困难。在此类情况下，诱导产生的视网膜脱离通常较平坦，光学相干断层扫描（OCT）对于清晰界定脱离区域至关重要。

注射部位可能出现轻微的玻璃体出血，因为视网膜微小血管有时难以完全避开（图3E然而，此类出血通常不会延伸至视网膜下腔。

当脱离不充分时，必须在术中识别该问题，并立即通过预先形成的视网膜切口进行再次注射。在一次涉及20只大鼠的实验过程中，两名外科医生（一名经验丰富的医生和一名初学者）实施了分步操作法。经验丰富的医生在10次手术中成功9次，而初学者在10次手术中成功6次。

大鼠眼球视网膜下注射示意图及视网膜脱离与复位的检眼镜图像。
图 1：操作流程与实验结果概览。（A）大鼠眼球视网膜下注射过程的示意图，显示晶状体所占的显著体积。（B,C）注射后立即（B）及注射后第6天（C）的检眼镜摄影图像。箭头指示注射位点，虚线标出视网膜脱离区域。（D,E）注射后立即（D）及注射后第6天（E）的光学相干断层扫描（OCT）B扫描图像。ON：视神经。放大倍数：1x。请点击此处查看此图的高清版本。

大鼠眼部手术示意图；麻醉、缝合、巩膜通道、视网膜下注射、视网膜脱离。
图 2：视网膜下注射操作步骤。 本操作在一只8周龄的Long Evans大鼠上进行，期间使用全身麻醉。有关每个步骤的详细说明，请参阅视频或文中“操作方案”部分。请点击此处查看此图的放大版本。

人工晶状体并发症、八项眼科检查结果、视网膜出血分析。
图3：不同术后眼底照相结果示例。（A）术后正常表现，注射部位有轻微色素弥散（箭头所示）。（B）术后正常表现，注射部位存在小的玻璃体内气泡。这些小气泡来源于注射器，即使位于视网膜下间隙也无害。（C,D）晶状体接触导致轻度（C）或明显（D）晶状体混浊（白内障）。（E,F）靠近注射部位的局限性玻璃体出血，程度较轻（E）或更广泛（F），未扩散至视网膜下间隙。（G）注射部位出血主要扩散至视网膜下间隙。本例中，视网膜切开造成视网膜血管损伤。（H）因巩膜穿刺引起的广泛性玻璃体出血。放大倍数：1x。请点击此处查看该图的高清版本。

讨论

本文介绍了在大鼠中进行经玻璃体视网膜下给药的方法，术中可对注射部位和脱离区域进行可视化观察与控制。

本方案中有两个关键步骤：巩膜暴露和视网膜切开。正确的体位、充分的暴露和良好的入路是任何外科手术的基本前提。在此操作中，确保对巩膜及注射部位实现最佳入路至关重要。巩膜暴露不足可能导致后续步骤出现本可避免的困难。此外，视网膜切开的质量决定了出血风险。操作时应尽可能轻柔，并尽量远离任何视网膜血管。若操作得当，玻璃体腔内或视网膜下显著出血的风险极低。

采用此方法进行视网膜下注射时，视网膜脱离（RD）诱导可能因多种原因失败。学习过程中最具挑战性的步骤是注射操作本身。必须仔细选择注射位点，以使液体能够通过视网膜切口在视网膜下流动。由于啮齿类动物后部玻璃体结构致密，可能成为跨视网膜流动的物理屏障。根据我们的经验，当套管尖端与视网膜呈约90°角时，穿透视网膜的过程更为顺利。我们强烈建议，尤其是在初期阶段，使用有色溶液（如荧光素）进行练习，以确认注射液仅进入视网膜下腔。

该技术存在两个局限性。首先，经玻璃体的穿刺路径存在接触晶状体的风险。如果后囊膜保持完整，这种接触可能是无害的，通常不会导致白内障形成。然而，如果后囊膜受损，则发生白内障的风险较高，动物可能不再适用于实验项目，特别是当需要进行视网膜随访检查时。其次，该技术可能在多个阶段引起出血，从而妨碍实验进程。结膜出血可能由眼睑缝线引起，但通常问题不大，可用棉签清除。此外，手术过程中需进行两次视网膜切开，均存在出血风险。第一次视网膜切开时，操作者无法直视视网膜（通过巩膜通道进行），在穿通巩膜时可能导致玻璃体腔出血，进一步增加手术难度。极少数情况下，可能发生视网膜下或脉络膜出血。这种“入路视网膜切开”可通过角膜注射方式避免9，但该方法显著限制了可能的注射位点范围。第二次视网膜切开若被套管尖端触碰视网膜血管，则出血风险更高。必须严格避免视网膜下出血，因为血液成分对光感受器具有毒性10。由于这些风险，初学者应预期每5至10次注射中可能出现1次失败。根据我们的经验，尚未遇到脉络膜脱离、眼内炎或由高张性引起的视网膜损伤病例。

此外，已有研究描述了采用经巩膜途径进行视网膜下给药的方法，该方法避免了经玻璃体腔的穿行8,11。然而，根据我们的经验，这些操作难以实现精确且可重复的注射位点或隆起（blebs），仅建议在小鼠中使用。此外，这些操作需要使用针头在视网膜脱离（RD）部位穿过脉络膜和视网膜色素上皮（RPE），并形成可自行闭合的巩膜切口。这一过程存在视网膜下色素迁移的风险，可能引发炎症反应，并可能干扰RD 模型的稳定性11。 Furthermore，注射过程中无法直接观察到注射针头尖端，增加了发生脉络膜上腔或脉络膜下腔脱离的风险，而非预期的视网膜脱离。此外，还可能存在意外造成视网膜切开的风险，导致药物进入玻璃体腔，尤其是在处理视网膜变性模型时，此类模型的视网膜更薄且更脆弱。

脉络膜上腔给药或诱导视网膜脱离（RD）的应用包括在视网膜变性模型或RD病例中测试各种治疗方法8,11,12,13,14。在这两种情况下，该操作的目的都是模拟最终在人类中发生的过程。只要视网膜脱离的高度和持续时间足够，经巩膜和经玻璃体途径均可建立RD模型15。在脉络膜上腔给药的情况下，现有方法更接近于在非人灵长类动物16和人类5中使用的技术，从而提高了数据的可转化性。

披露

S.P：顾问和个人财务利益——Pixium Vision、GenSight Biologics（这些活动均与本文所展示的数据无关）。

致谢

本研究由巴黎 IHU FOReSIGHT 和 Voir 基金会资助 & 巴黎恩唐德大学，UNADEV/Aviesan（在 "视锥光感受器神经保护" 项目，巴黎）、HyVIS（GA 964468）、 Fighting Blindness 基金会（FFB PPA 视觉恢复：PPA-0919-0772-INSERM；FFB PPA Usher 1B：PPA-0922-0840-INSERM）。A.D. 的薪资由法国医学研究基金会（资助编号 M2R202106013349，巴黎）、法国基金会（资助编号 WB-2023-49302，巴黎）以及法国眼科学会提供。资助方或资助机构在本研究的设计或实施过程中未发挥任何作用。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
阿替美唑（Antidorm 4.27mg/mL）Axience SAS, Pantin, 法国/苏醒
氯霉素-维生素A（Ophtalon 10mg/g）TVM, Lempdes, 法国FR/V/3787889 6/1989术后护理
微型盖玻片 8mmWorld Precision Instruments, Sarasota, FL/https://www.wpiinc.com/var-1040-cover-slips-pkg-100.html?srsltid=AfmBOoraZfMhuUuY_7rQbM5YKfqM2VR1PT0L-UHQ5uQUdjaeZuogbKP1&utm_source=chatgpt.com
羟丙基甲基纤维素FCI S.A.S., 巴黎, 法国/黏稠性视网膜下给药
氯胺酮（Ketamidor 100 mg/mL）Axience SAS, Pantin, 法国/全身麻醉
Lumera 700Carl Zeiss, Oberkochen, 德国https://www.zeiss.com/meditec/en/products/surgical-microscopes/ophthalmic-microscopes/opmi-lumera-700.html?utm_source=chatgpt.com眼科显微镜
美托咪啶（Domitor 0.85 mg/mL）Vetoquinol S.A., 巴黎, 法国https://www.vetoquinol.com/en全身麻醉
微量注射器 Micro 4World Precision Instruments, Sarasota, FLSYS-MICRO4注射
奥布卡因 1.6 mg/0.4 mLThéa, Clermont-Ferrand, 法国https://www.laboratoires-thea.com/en/chlorhydrate-doxybuprocaine-thea?utm_source=chatgpt.com局部麻醉
PBSLife Technologies Europe B.V., Bleiswijk, 荷兰14190-094水性视网膜下给药
注射器（10 或 20 µL）Hamilton, Reno, NV80300注射
眼用凝胶（Lubrithal）Dechron, Shrewsbury, 英国https://www.dechra.ca/our-products/ca/companion-animal/dog/non-prescription/lubrithal?utm_source=chatgpt.com角膜保护
托吡卡胺（Mydriaticum 1 mg/mL）Théa, Clermont-Ferrand, 法国/瞳孔扩张

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