为了更好地模拟人体肠道的结构和功能，必须对人肠道类器官进行神经支配。本文介绍了一种将肠神经系统整合到这些类器官结构中的方法。
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摘要
摘要
肠道细胞结构和功能的复杂性为生物工程小肠的构建带来了重大挑战。此前已有研究报道了生成类似于人类小肠的人肠道类器官（HIOs）的技术。HIOs 包含上皮和间充质组织，但缺乏功能性肠道的其他关键组分，例如肠神经系统（ENS）、免疫细胞、血管系统和微生物组。两个独立的研究团队已分别发表了将肠神经系统（ENS）引入 HIOs 的不同方法。本文中，我们讨论一种将肠神经系统（ENS）整合到 HIO 来源的生物工程小肠中的独特方法，该方法结合了先前研究中的技术要素，以优化前体细胞的身份特征及发育时机。
人类多能干细胞（hPSCs）通过在数天内对分化标志物进行时间调控，按照已发表的实验方案分别独立分化为人肠道类器官（HIOs）和肠神经嵴细胞（ENCCs）。当HIOs发育至中后肠球状体阶段（约第8天）时，将第15至21天的ENCC球状体解离，与HIOs共培养，并悬浮于透明的三维（3D）基底膜基质液滴中。HIO + ENCC共培养物被维持培养 体外 移植前28-40天 >9周龄的免疫缺陷小鼠中以进行进一步发育和成熟。移植后的人类肠道类器官（tHIOs）可在4至20周后收获。该方法整合了两种先前发表技术的关键要素，利用由人多能干细胞（hPSCs）衍生的肠神经嵴细胞（ENCCs），并在肠道类器官发育早期阶段与其共培养，以最大程度地暴露于早期发育信号，这些信号可能有助于形成更成熟的肠道形态。
引言
人类小肠是一个复杂的多层器官，执行多种重要功能，如消化、营养吸收、液体调节、免疫屏障功能以及运动功能。许多临床疾病，例如短肠综合征、肠病或运动功能障碍，其特征是肠组织量显著减少或正常生理功能受到破坏，从而导致严重的发病率和死亡率1,2,3,4。目前的治疗手段通常包括手术切除功能异常的肠段，但会因此减少肠道长度，进而降低残余肠段的功能能力5。临床上亟需具有增补性质的再生疗法，以增加功能性肠道容量，并以现有治疗模式无法实现的方式恢复肠道功能。
生物工程小肠是应对这些挑战的有前景的解决方案。由人多能干细胞（hPSCs）衍生而来的人肠类器官（HIOs）是构建生物工程小肠的一种起始材料。2011年，Spence 等首次报道了从包括H1和H9在内的人胚胎干细胞（hESC）系以及多种人诱导性多能干细胞（hiPSC）系成功构建现代HIOs6,7。该方案包括一系列精确控制时间的培养步骤，并使用特定生长因子，以模拟人类胎儿肠道的发育过程。激活素A（Activin A）是一种TGFβ信号分子，可驱动hPSC向内胚层命运分化，随后通过Wnt/FGF信号通路进行定向后部模式形成。在此条件下，hPSC可自组织形成肠球状体，其中包含极化上皮和间充质。在基底膜基质中进行三维培养可进一步促进其发育，最终形成具有内部腔隙、类似绒毛的上皮内陷结构，以及在类似隐窝结构中具备自我更新能力的前体细胞微环境的类器官。
尽管采用2011年原始方案生成的人类类肠器官（HIOs）在结构上类似于天然肠道，但其缺乏生成肠神经系统（ENS）中神经元或胶质细胞的能力。2017年，两篇重要研究论文分别描述了相似但不同的HIOs神经支配方法。ENS前体细胞（即肠源性神经嵴细胞，ENCCs）可由人多能干细胞（hPSCs）衍生获得。在培养条件下，ENCCs可形成三维神经球，在适当条件下可进一步分化为肠神经元和胶质细胞。Workman和Mahe等人改进了现有的ENCCs衍生方案，从hPSCs中获得ENCCs后，使用富含FGF的培养基处理，随后加入维甲酸处理2天，以实现后部化并促进迷走神经命运的形成8,9第6天的神经球在无视黄酸条件下继续培养4天，随后经酶消化解离后收集迁移细胞。将约20,000至50,000个肠神经嵴细胞与早期中后肠类球体聚集，形成肠神经嵴细胞接种的肠类球体，并进行培养 体外 在透明的3D基底膜基质中培养28天，直至 体内 移植至免疫缺陷小鼠肾包膜下培养6–10周。所获得的HIO + ENS显示出上皮和间充质成分的显著成熟，以及类似神经节的神经胶质结构，但与天然肠道相比，其细胞体密度较低，缺乏某些临床相关神经元亚型（例如移植后HIO + ENS中缺失CHAT阳性神经元），整体呈现胎儿样特征。
同年，Schlieve 等人发表了一种替代方法，该方法涉及将 40–60 个完整的第 15 天 ENCC 神经球与更为成熟的 HIOs 在特定时间点共同混合 体内 移植到免疫缺陷小鼠的大网膜中，持续3个月，无需预先处理 体外 共培养10其构建物被称为ENCC-HIO-TESI（组织工程小肠），似乎比Workman和Mahe所构建的HIO + ENS具有更成熟的肠神经系统（ENS）表型，表现出更丰富的神经元亚型多样性以及在HIO + ENS中未观察到的神经上皮突触连接。重要的是，Schlieve实验中所用的ENCCs是通过Fattahi等人先前描述的不同方法获得的。11简而言之，人多能干细胞（包括人胚胎干细胞和人诱导多能干细胞）在富含FGF2的培养基中进行神经嵴诱导。这些细胞还接受了视黄酸（RA）处理以建立肠源性迷走神经命运，但RA处理时间为5天（第6–11天），较Workman和Mahe所用的2天（第4–5天）有所延长。2019年，Barber等人发表了Fattahi方案的修订版本，其中更详细地描述了培养条件，并改用成分明确的基础培养基，以减少实验变异性，并反映当时细胞培养偏好的变化。12.
我们对人肠道类器官（HIOs）进行神经支配的方法（下文将详述）结合了Workman/Mahe法与Schlieve法的要素。尽管在Schlieve的ENCC-HIO-TESI模型中，肠神经系统（ENS）表现出更成熟的特征，具有更高的神经元多样性及神经胶质整合能力，但两种方法均成功地将功能性肠神经系统整合至HIOs中，并显示出胃肠道转录表达的显著变化。Workman和Mahe的HIO + ENS模型诱导了多个与肠道干细胞及上皮细胞发育相关基因的表达上调，而这些基因在ENCC-HIO-TESI模型中并未发生改变。造成这些差异的一个可能解释是两种方案中肠神经嵴细胞（ENCCs）与HIOs共培养的时间点不同。本实验室观察到，早期共培养可导致参与上皮和间充质分化的多个基因表达上调，且共培养时机影响上皮细胞的多样性（未发表数据）。因此，肠神经系统前体细胞更早地暴露于发育中的HIOs环境可能 反之亦然 为尚未明确的信号串扰提供时间，从而促进上皮多样性及其他早期发育过程。
方案
人胚胎干细胞（hESC）系H9购自WiCell（美国威斯康星州麦迪逊市），所有涉及hESC的实验均经休斯顿德克萨斯大学健康科学中心干细胞研究监督委员会（UTHealth Houston SCRO）批准（方案编号：SCRO-23-01）。本实验方案中提及的包被培养板或孔，均指使用经hESC验证的3D基底膜基质制备的培养板或孔。
1. 细胞培养准备
注意：本实验室使用 H9 hESCs，但其他实验室已成功使用多种 hPSC 细胞系生成 HIOs 和 ENCCs，包括 H9 hESCs9,10,12、H1 hESCs9、hESC 细胞系 UCSF412，以及多种 hiPSC 细胞系，如 WTC1112、WTC11 AAVS1-CAG-GCaMP6f9、WTC109,10、WTC10 PHOX2B 杂合子 (+/Y14X)9 和 WTC10 PHOX2B 纯合缺失 (Y14X/Y14X)9。
- 通过将3D基底膜基质用适当的细胞培养基稀释后包被每个目标孔，准备6孔板（稀释倍数及制备说明详见材料数据表）。每孔加入1 mL，于37 °C孵育至少1小时或过夜，使基质凝固，之后再接种细胞。
注意：本方案可根据需要仅使用一个孔或按比例放大。我们建议至少包被三个孔，以便后续传代及维持未分化hPSCs的培养。
操作过程中应始终保持基底膜基质处于低温状态，因为大多数基质在室温下即开始聚合。包被后的孔板在37 °C储存条件下可使用长达2–3周。储存时应加入足够的稀释液覆盖整个孔表面，防止包被层干燥。 - 将hPSCs（建议使用较低传代次数的细胞）在温水浴中轻轻摇动以快速解冻。在超净工作台内，将一管细胞重悬于2 mL干细胞培养基中（表1）。在接种细胞前，立即吸除6孔板中已包被孔内的稀释液，然后将全部2 mL重悬细胞转移至该包被孔中。对于维持未分化hPSCs（称为维持培养板），置于37 °C、5% CO2条件下培养，并每隔一天更换一次培养基，每孔加入2 mL干细胞培养基。
- 当细胞融合度达到70–80%时进行传代。从孔的一侧吸除培养基，避免扰动细胞。向孔中加入1 mL室温干细胞解离试剂，1分钟内吸出，仅在细胞表面留下一层薄液。将培养板于37 °C孵育5分钟。
注意：若等待细胞融合度超过80%再传代，可能导致过早分化，从而降低后续步骤的细胞得率。 - 每孔加入1 mL预热的干细胞培养基，轻敲培养板侧壁以使细胞集落脱落。使用P1000移液器配合宽口吸头（见材料表），轻柔吹打培养基以分散集落，同时尽量减少细胞损伤。
注意：在吹打细胞悬液时，建议打散较大的细胞团块，但保留较小的细胞簇完整。不建议获得单细胞悬液，而应以形成数量较少、体积较小且均匀分布于孔中的集落为目标。 - 吸除6孔板中预先包被孔内的稀释液，每孔加入2 mL预热的干细胞培养基。将适量细胞悬液转移至该孔中以维持hPSC集落生长，每隔一天更换一次培养基，每孔加入2 mL干细胞培养基。
注意：本实验室通常转移50–150 µL细胞悬液，以实现hPSC维持培养板每周传代一次。具体体积可能因hPSC细胞系及传代次数不同而有所差异，需根据实际情况调整。剩余细胞可用于启动ENCC的生成（第2节）或HIO的生成（第3节）。新解冻的hPSCs在进入ENCC或HIO生成步骤前，应至少传代两次。
2. ENCC 的生成
注意：我们的肠神经嵴细胞（ENCC）生成方法 closely follows Fattahi 实验室所描述的方法，并采用 Schlieve 等人10使用的方法。我们在 Barber 等人10,12论文中的“"肠神经嵴（ENC）诱导（第 0–12 天）"”和“"ENCC 类球体形成（第 12–15 天）"”部分，采用的是对该方案选项 B 的略微修改版本。
- 从新的6孔板中先前包被的孔中吸除稀释液，加入2 mL温热的干细胞培养基。将步骤1.5中获得的850 µL hPSC细胞悬液转移至同一孔中（通常为5:6的传代比例）。
- 将细胞维持在37 °C、5% CO2条件下。每隔一天更换一次培养基，每孔加入2 mL干细胞培养基，直至细胞融合度达到60–80%。此后，培养板即可用于开始ENC诱导。
- ENC诱导
- 第0天：从孔壁一侧吸除培养基，加入2 mL温热的A混合培养基（表1）。放回培养箱中培养48小时。
- 第2天：从孔壁一侧吸除A混合培养基，更换为2 mL温热的B混合培养基（表1）。放回培养箱中继续培养48小时。
- 第4天：从孔壁一侧吸除B混合培养基，更换为2 mL新鲜温热的B混合培养基。放回培养箱中继续培养48小时。
- 第6–12天：从孔壁一侧吸除B混合培养基，更换为2 mL温热的C混合培养基（表1）。放回培养箱中，并每隔48小时更换一次2 mL新鲜温热的C混合培养基，直至第12天完成ENC诱导。
注：在此阶段，可通过基因表达分析确认ENC谱系，方法如Barber等12所述。
- ENCC类球体形成
- 第13天：从孔壁一侧吸除C混合培养基。加入1 mL温热的酶解细胞解离试剂，于37 °C孵育30分钟。轻敲培养板侧壁使细胞脱落，使用宽口移液吸头将细胞悬液转移至15 mL锥形离心管中。用1 mL神经嵴细胞（NCC）培养基（表1）清洗孔壁，并将清洗液一并加入15 mL锥形离心管中。
- 将15 mL锥形离心管中的细胞悬液以300 × g离心1分钟。吸除上清液。用2 mL温热的NCC培养基轻柔重悬沉淀。
- 将重悬的细胞加入一个新的未包被的超低吸附培养板孔中，于37 °C、5% CO2条件下孵育48小时。
- 第15–21天：监测ENCC类球体的生长情况，并每隔48小时更换一次2 mL新鲜温热的NCC培养基。
注：换液操作应小心进行，避免损伤或吸除ENCC类球体。最佳操作方式是将培养板轻轻旋转晃动，使类球体集中于孔中央，然后从孔壁边缘吸除培养基。
ENCC类球体通常在第15天形成完成，但也可继续培养至第21天，以便与中后肠类球体共培养的时间安排更为理想。
3. HIO 生成（中后肠类球体阶段）
注意：我们生成 HIO 的方法与 McCracken 等人以及 Spence 和 Wells 实验室先前详细描述的原始方案基本相同6,7。该过程分为两个阶段：定型内胚层（DE）诱导和中后肠类球体形成。
- 类器官生成前的准备
- 通过将三维基底膜基质用适当的细胞培养基稀释后包被于24孔板中每个目标孔内，进行孔板的预处理（稀释倍数及制备说明详见材料数据表）。每孔加入500 µL，于37 °C孵育至少1小时或过夜，以使基质凝固，之后方可接种细胞。
注意：操作过程中应始终保持基底膜基质处于低温状态，因为大多数基质在室温下会开始聚合。包被后的孔板若储存在37 °C环境下，可在2-3周内使用。储存时应加入足量稀释液以完全覆盖孔底，防止包被层干燥。
每处理1个上述6孔板中的hPSC维持孔，需预先包被24孔板中的6个孔。此比例可根据需要按比例放大。 - 吸除24孔板中所有预先包被孔内的稀释液。向第1.5步所得的hPSC细胞悬液中加入足量预热的干细胞培养基，并将500 µL混合液分配至每个孔中（例如，若在传代hPSC维持板后剩余850 µL hPSC细胞悬液，则对于24孔板的6个孔，应将2,150 µL预热的干细胞培养基与850 µL第1.5步的hPSC细胞悬液混合，然后每孔分配500 µL）。
注意：由于我们通常以50–150 µL体积传代hPSC维持板，因此本步骤通常可获得850–950 µL的细胞悬液。因此，24孔板中每孔的hPSC体积约为150 µL/孔。
将新制备的24孔板放入培养箱后，轻轻前后（南北方向）和左右（东西方向）晃动孔板，使细胞尽可能均匀地分布在孔底。 - 将细胞维持在37 °C、5% CO2条件下培养。每隔一天更换一次培养基，每孔加入500 µL干细胞培养基，直至细胞融合度达到50–70%。此时，孔板即可进入定型内胚层（DE）诱导阶段。
注意：在进行DE诱导前，细胞融合度绝不可超过>70%，因为过高的融合度会对后续阶段的内胚层密度及后肠形态发生产生不利影响。理想情况下，在指定的传代比例下培养24–48小时后，细胞融合度应达到约50–70%。
- 通过将三维基底膜基质用适当的细胞培养基稀释后包被于24孔板中每个目标孔内，进行孔板的预处理（稀释倍数及制备说明详见材料数据表）。每孔加入500 µL，于37 °C孵育至少1小时或过夜，以使基质凝固，之后方可接种细胞。
- 定型内胚层（DE）诱导
- 第1天：当hPSC达到50–70%融合度时，彻底吸除每孔中的干细胞培养基，并更换为每孔500 µL预热的第1天DE培养基（表1）。于37 °C、5% CO2条件下孵育24小时。
- 第2天：吸除第1天的DE培养基，更换为每孔500 µL预热的第2天DE培养基（表1）。于37 °C、5% CO2条件下孵育24小时。
- 第3天：吸除第2天的DE培养基，更换为每孔500 µL预热的第3天DE培养基（表1）。于37 °C、5% CO2条件下孵育24小时。
- 中后肠类球体形成
- 第4–8天：彻底吸除每孔中的培养基，并更换为每孔500 µL预热的中后肠培养基（MHGM，表1）。于37 °C、5% CO2条件下继续培养。每日重复此操作，直至第8天，此时中后肠类球体已准备好用于收集和共培养（第4节）。
4. 中肠-后肠类球体与肠神经嵴细胞的共培养
注意：本节的图示摘要见图1。
- ENCC 悬液的制备
- 通过小心移除步骤 2.4.4 中的培养基收集第 15–21 天的 ENCC 类球体，避免使用该步骤注释中所述的涡旋法吸取类球体。
- 向孔中加入 1 mL 预热的酶解细胞解离试剂，在 37 °C 下孵育 30 分钟。
- 轻敲培养板侧面以继续解离类球体，并使用带宽口吸头的 P1000 移液器轻轻吹打，上下反复抽吸以打散细胞团块，直至混合物均匀。
- 将 ENCC 悬液转移至 15 mL 圆锥形离心管中。用 1 mL 预热的 NCC 培养基（见表 1）冲洗孔内残留细胞，并将冲洗液加入 15 mL 圆锥形离心管中。
- 在 300 × g 条件下离心细胞悬液 1 分钟，用无菌移液吸头吸除上清液。
- 使用宽口移液吸头将细胞沉淀重悬于 1 mL 预热的 NCC 培养基中。使用血细胞计数板或细胞计数仪测定 ENCC 悬液的浓度。
- ENCC 悬液与中后肠类球体的混合
- 使用宽口移液吸头收集 HIO 培养板所有孔中的中后肠类球体，并转移至 15 mL 圆锥形离心管中。
- 确定将在 24 孔板中用于共培养的孔数。每孔共培养建议接种 10–30 个中后肠类球体和 50,000–100,000 个 ENCC。
注：实际操作中，健康类球体的孔数通常与最终所需共培养孔数呈一对一关系。也可使用血细胞计数板计算所收集中后肠类球体的浓度。 - 向含中后肠类球体的离心管中加入计算体积的 ENCC 悬液，使每孔共培养体系含有 50,000–100,000 个 ENCC。使用宽口移液吸头轻轻吹打，使中后肠类球体与 ENCC 均匀混合。
- 在 300 × g 条件下离心 1 分钟，用无菌移液吸头小心吸除上清液。使用宽口移液吸头将细胞沉淀重悬于适量冰冷、无酚（透明）、生长因子减少型基底膜基质中，每孔最终共培养体系使用 30 µL。
注：重悬过程中应避免在透明基底 膜基质中产生气泡，因为气泡难以去除，会阻碍 HIO+ENCC 共培养物对培养基的正常吸收，并影响其生长过程中的观察。 - 向每个干燥孔的中央加入 30 µL 重悬的中后肠类球体 + ENCC 混合物（溶于透明基底膜基质中），周围不加培养基。所有液滴加样完成后，盖上盖子并将培养板倒置。在 37 °C、5% CO2 条件下倒置孵育 30 分钟。
注：此步骤可使中后肠类球体和 ENCC 在透明三维基底 膜基质聚合过程中远离孔底并悬浮其中。
- 体外 HIO+ENS 共培养
- 第 0 天：待透明基底膜基质聚合后，向每个液滴覆盖 500 µL 预热的第 0–3 天 HIO 培养基（见表 1）。
- 第 3 天：从孔壁侧边小心吸除第 0–3 天 HIO 培养基，避免扰动透明基底膜基质液滴。更换为 500 µL 预热的第 3–14 天 HIO 培养基（见表 1），并将培养板放回培养箱。此后每 3–4 天更换一次培养基。
- 第 7–14 天：根据需要每 3–4 天继续更换第 3–14 天 HIO 培养基，并监测生长情况。
- HIO 的传代
- 第 14 天：在显微镜下仔细观察每个孔，评估每个透明三维基底膜基质液滴中发育中的 HIO + ENS 数量。
- 准备含 30 µL 透明基底膜基质的 2 mL 微量离心管，并置于冰上保存。
- 在超净工作台内，使用精细镊子小心取出悬浮有 HIO+ENS 的透明三维基底膜基质液滴，轻轻分离单个 HIO+ENS。
注：此阶段使用手术放大镜或解剖显微镜可能非常有帮助，但并非绝对必要，因为 HIO 通常肉眼可见。 - 使用镊子或宽口移液吸头将每个分离的 HIO + ENS 放入预先准备的含 30 µL 透明基底膜基质的微量离心管中。
注：此阶段无需将旧的透明三维基底膜基质液化或溶解。应尽量避免破坏 HIO，但即使发生损伤，其仍可能继续发育至后续阶段。 - 对传代并重新接种的 HIO+ENS 重复步骤 4.2.5。待透明三维基底膜液滴聚合后，向每孔加入 500 µL 预热的新鲜第 3–14 天 HIO 培养基，过夜培养。
- HIO+ENS 共培养的持续进行
- 第 15 天：从孔壁侧边小心吸除第 3–14 天 HIO 培养基，更换为 500 µL 预热的第 15–28 天 HIO 培养基（见表 1）。
- 第 15–40 天：根据需要每 3–4 天继续更换第 15–28 天 HIO 培养基，并监测 HIO + ENCC 的生长情况。
结果
肠神经系统（ENS）调控成熟小肠的基本功能，包括蠕动、营养吸收、液体转运以及上皮屏障的维持。因此，对人源类器官（HIOs）进行神经支配的目标是为这些类器官提供发育所需的各种要素，以实现更成熟、更高级的功能。为此，本实验室重点研究肠神经系统在HIOs中的发育过程，以及在不同发育阶段所实现的功能性结果。
持续监测细胞的生长、分化及形态发生过程至关重要，以确保每个步骤均按预期进展后再进入下一阶段。肠神经嵴细胞（ENCC）的分化及类球体形成过程最长可持续3周，图2展示了ENCC分化完成后及ENCC类球体形成不同阶段的代表性明场显微图像。ENCC应在第12天左右开始在细胞单层中形成可见的聚集体，随后在重铺至超低吸附培养板后自发形成类球体。此阶段ENCC类球体通常生长迅速，肉眼即可清晰观察到。
在HIO生成过程中，DE诱导第1天后出现部分细胞死亡是正常现象。细胞增殖应在第2天和第3天恢复，最终到第3天结束时融合度应接近100%。DE诱导结束时，细胞应呈现较大、扁平的形态，边界清晰，外观相对均一。当中后肠类球体开始形成时，许多球体会通过一层脆弱的细胞“链”与单层细胞相连，部分会自发脱离并在培养基中自由漂浮。DE诱导结束时及第8天可用于共培养的中后肠类球体的代表性明场显微图像见图3。
在肠神经嵴细胞（ENCCs）与中后肠类球体共培养后，所形成的HIO+ENS将显著生长，并发育出可见的间充质，其特征是出现细长、模糊的突起，在内部上皮内陷和管腔结构周围形成类似晕轮的边界。代表性明场显微图像展示了HIO+ENS共培养物随时间推移的生长情况（图4）。
我们已证明，通过上述方法与早期中后肠类球体共培养的ENCCs会向HIOs迁移，融入周围的间充质，并分化形成肠神经元和胶质细胞。对与来源于GFP标记hESC的ENCCs共培养的HIOs进行连续荧光成像显示，ENCCs能够存活 体外 在HIO中，即使未外源添加支持ENCC生长的生长因子（如胶质细胞源性神经营养因子或GDNF），ENCCs也成功整合至HIO，并从间充质获得了充足的存活与分化信号，图5)。当共培养的HIO + ENS被移植到免疫缺陷小鼠体内并允许其生长时 体内 4至20周（见第4节） 体内移植 如下所述，免疫组织化学证实了神经元标志物（如 TUJ1）的表达图6）以及 HuC/D（图7A）以及胶质细胞标志物，例如 S100β（图7B），证实了肠神经嵴细胞（ENCCs）能够分化形成正常功能所需的神经元和胶质细胞。
图1HIO + ENCC 共培养方法概述 人多能干细胞（hPSCs）的定向分化可生成肠神经嵴细胞（ENCC），后者在FGF2及其他添加剂存在下可自组织形成ENCC类球体。在第15至21天之间，将ENCC类球体解离以制备单细胞悬液。与此同时，hPSCs通过Activin A诱导形成定型内胚层（DE）单层细胞，随后进一步定向分化为中后肠类球体；这些中后肠类球体在悬浮于三维透明基底膜基质液滴中后，最终发育为类器官（HIO）。在中后肠类球体形成4天后（即定型内胚层诱导启动后的第8天），将中后肠类球体与ENCC单细胞悬液混合，并共同接种于透明基底膜基质液滴中。HIO与ENCC共培养体系继续培养 体外 再移植前另外培养28-40天 体内 移植到免疫抑制小鼠体内以进行进一步发育和成熟。缩写：ENCCs = 肠神经嵴细胞；HIO = 人肠类器官；hPSCs = 人多能干细胞；FGF2 = 成纤维细胞生长因子2；DE = 定形内胚层 请点击此处以查看此图的放大版本。
图 2：ENCC 类球体生成的代表性结果。 第12天时，细胞已完成肠神经嵴细胞（ENCC）分化阶段。此时收集细胞，洗涤后转移至神经嵴细胞（NCC）培养基中，并重新接种于超低吸附培养板中。在接下来的数天内，ENCCs 自发聚集并形成类球体，通常在第15至21天即可用于共培养。示例明场图像显示了ENCC分化结束时的细胞状态、第14天早期类球体形成情况，以及第18天适合共培养的成熟ENCC类球体。比例尺 = 1 mm。缩写：ENCCs = enteric neural crest cells（肠神经嵴细胞）；NCC = Neural crest cell（神经嵴细胞）。请点击此处查看本图的高清版本。
图3：中后肠类球体生成的代表性结果。 人胚胎干细胞（hESCs）经3天定型内胚层（DE）诱导后，细胞在孔板中形成均一的单层结构。在含FGF4/Chiron的中后肠培养基中孵育4天后，细胞形成中后肠类球体，并开始从单层中脱离。比例尺 = 1 mm。缩写：hESCs = human embryonic stem cells（人胚胎干细胞）；DE = definitive endoderm（定型内胚层）；FGF4 = fibroblast growth factor 4（成纤维细胞生长因子4）。请点击此处查看该图的放大版本。
图 4：HIO + ENS 共培养随时间推移的生长进程。 上皮发育表现为内部内陷和盘绕结构，以白色箭头标示。HIO + ENCC 共培养物还发育出周围间充质，表现为上皮周围边缘区域模糊、密度较低的物质，以黑色箭头标示。比例尺 = 1 mm。缩写：ENCCs = 肠神经嵴细胞；HIO = 人肠类器官。请点击此处查看该图的高清版本。
图5：相差显微照片。 (AHIO + ENCC 体外.（B）荧光显微图像显示肠神经嵴细胞GFP+ 迁移至 HIO + ENCC。C相位差与荧光显微图像的合并图。箭头指示 ENCCGFP+ 细胞。比例尺 = 100 µm缩写：ENCCs = 肠神经嵴细胞；HIO = 人肠道类器官。 请点击此处查看该图的放大版本。
图6：ENCCs 存活及其向肠神经元的分化。 28天龄时可见泛神经元标记物神经元特异性β微管蛋白III（TUJ1）BHIOs + ENCCs，但不是（A) 无肠神经嵴细胞的类器官（HIOs） 体外；以及在（D) 6.6 周后的 tHIOs + ENCCs 体内 但不（C) 无ENCCs的tHIOs。E-钙黏蛋白（ECAD）标记肠上皮，TUJ1标记肠神经元。平滑肌肌动蛋白（SMA）标记黏膜肌层和固有肌层的平滑肌。比例尺 = 100 µm缩写：ENCCs = 肠神经嵴细胞；HIO = 人肠道类器官；tHIO = 移植的 HIO。 请点击此处以查看此图的放大版本。
图 7：ENCC 在 tHIO 间质中的分化与整合。（A）神经元系和（B）胶质细胞系的形成。神经元 RNA 结合蛋白 HuC/D（HuC/D）标记肠神经元，S100 钙结合蛋白 β（S100β）标记肠胶质细胞。比例尺 = 100 µm。缩略语：ENCCs = 肠源性神经嵴细胞；HIO = 人肠类器官；tHIO = 移植的 HIO。请点击此处查看该图的高清版本。
表1：本实验方案中所用培养基的成分。 请点击此处下载该表格。
讨论
自2010年代初以来，人源类肠器官（HIOs）已被用作研究人类肠道发育的模型系统，并且其复杂性日益增加。目前，已可为这些类器官提供肠神经系统（ENS），从而为研究正常发育过程提供了新的机遇，并有望应用于理解和更好治疗多种临床胃肠道疾病。
在体 移植
ENCCs 整合至中后肠类球体中，并在过程中形成肠神经系统 体外 共培养阶段。然而，包括我们实验室在内的多个研究团队选择在第28天后将HIO + ENS移植到活体宿主体内，以借助宿主的血管系统促进其进一步生长和成熟。我们通常在第28天后移植HIO + ENS 体内 第28天至第40天之间 体外 生长。然而，也有其他实验室将HIO培养超过40天 体外. 由于这些较长片段中的转录组 体外 培养物保持胎儿样状态，未发生进一步成熟13，共培养 体外 超过40天并无进一步优势。多种优化移植操作的方法和建议已有多个研究团队（包括我们团队）报道。 9,10,14,15,16,17,18,19,20目前，我们倾向于采用 Watson 等人于 2014 年首次报道、Mahe 等人于 2017 年针对 HIO+ENS 详细描述的肾包膜下移植方法，因为该方法在我们实践中表现出最高的 tHIO 植入成功率16,19我们根据具体应用需求，最早在移植后4周、最晚在20周收获移植的HIO + ENS用于分析。
关键步骤
新复苏的人多能干细胞（hPSCs）在启动肠神经嵴细胞（ENCC）生成或人肠道类器官（HIO）分化之前，应至少培养 2 周。在实验方案的每一步中，必须确保细胞汇合度处于推荐范围内。一个常见的瓶颈是中后肠类球体生成阶段，据我们经验，该阶段对定型内胚层（DE）的汇合度、温度、CO2 浓度及其他外部因素的波动非常敏感。
一旦中后肠类球体形成，我们建议对HIO进行分割，以减少竞争、改善营养输送，从而最大限度地发挥每个HIO的生长潜力。这对于含有三个或更多HIO的拥挤孔尤为有利。我们通常挑选生长良好且带有ENS的最佳HIO（图4）进行分离以减少竞争，但尽可能多地保留其他HIO。我们发现，第14天是分割HIO的最佳时间点，因为此时HIO已肉眼可见，并已有足够时间使ENCC整合到间充质中。
修饰与故障排除
应每天监测每块培养板，以确保细胞按上述描述的分化阶段和形态学特征正常进展。如果在任何阶段细胞表现不符合预期，可能存在一些常见问题。首先，需确保在启动每个步骤时，细胞汇合度处于推荐水平。细胞集落过密时，易发生过早分化、形态异常及细胞死亡；而集落过稀也可能导致形态差异，并可能造成产量低下和试剂浪费。其次，本实验方案各步骤中使用的多种生长因子、活性成分和试剂保质期有限。大多数试剂在收到后应立即分装，并于 -80 °C 长期保存。分装试剂在 4 °C 下通常仅可稳定保存最多 2 周。务必按照生产商的指南储存所有试剂，并在使用期间记录所有批号信息。在排查问题时，可能需要使用新批次试剂与近期成功使用过的较早分装试剂进行平行重复实验，或直接更换试剂。最后，应遵循最佳的细胞培养操作规范，因为本方案中的许多步骤极易受到外界因素影响。应始终优先关注对培养箱中 CO2 浓度的定期监测，采取严格措施防止污染，定期检测支原体，并尽量减少因频繁换液或细胞长时间离开培养箱所导致的细胞应激。
局限性
本方案的一个局限性在于，目前我们仅在H9 hESCs中成功重复了该实验流程。尽管其他研究团队已在类似应用中使用了其他hPSC细胞系（如上所述），但我们无法针对这些细胞系在本方案中的适用性发表具体评论，也无法判断某一细胞系在特定阶段是否优于其他细胞系。此外，本方案依赖于市售的干细胞培养基及其他商业产品，其确切配方属于商业机密且可能随时变更，这可能会影响实验结果。
意义与未来工作
在本文中，我们介绍了本研究团队为人类肠道类器官（HIOs）建立神经支配的方法，该方法在前述多个实验室工作的基础上进行了整合与优化，旨在最大限度地发挥以往各种方法的优势。我们的观察结果表明，优先采用肠道类球体与肠神经嵴细胞（ENCCs）的早期共培养阶段，可使这两类组织相互接触，促进信号通路间的交互作用，这一过程可能模拟了正常的发育过程，并有助于细胞及HIO结构的进一步成熟。采用该方法，我们近期在肾包膜移植实验中获得了稳定的tHIO移植成功率，达到>85%（tHIOs组：12/14，86%；tHIOs + ENS组：15/16，94%；总体tHIOs ± ENS组：27/30，90%），且所有成功移植的tHIO中，肠神经系统（ENS）整合率均达到100%（tHIOs + ENS组：15/15）。尽管我们的ENS整合结果令人满意，但我们发现tHIO内ENS的发育与成熟程度仍存在一定的变异性。
我们未来的研究将致力于降低变异性并改进肠神经系统（ENS）的发育，以使空间结构和细胞成熟度更具可重复性。未来的研究还将继续这一迭代过程，专注于优化这些方法的新途径，以更好地模拟正常的肠道发育，并最终实现形态和功能上成熟的肠道组织的重建，为患有肠道缺失或功能障碍的患者提供治疗手段。
披露
作者无任何利益冲突需要披露。
致谢
感谢众多合作者与导师，包括 Noah Shroyer、Michael Helmrath、James Wells 和 Faranak Fattahi，他们允许我们访问其实验室，并在多年间帮助我们不断完善本实验方案。我们还要感谢多能干细胞中心（Pluripotent Stem Cell Facility）和干细胞中心（Center for Stem Cell）的 Chris Mayhew 与 Amy Pitstick &感谢辛辛那提儿童医院医学中心类器官医学中心（CuSTOM）为我们的实验室提供了人肠道类器官（HIO）培训、指导和建议。 本研究由德克萨斯医学中心消化疾病中心试点/可行性研究资助项目（部分由美国国立卫生研究院糖尿病、消化及肾脏疾病研究所 NIH/NIDDK P30DK056338 资助）（Speer）、美国国立糖尿病、消化及肾脏疾病研究所（NIDDK，NIH 1K08DK131326-01A1）（Speer）、杰出人士奖（Men of Distinction award）（Speer）以及美国神经胃肠病学与动力学会（ANMS）职业过渡奖（Transition Award）（Speer）资助。
材料
| 姓名 | 公司 | 目录编号 | 评论 |
|---|---|---|---|
| 100倍非必需氨基酸溶液（NEAA） | ThermoFischer Scientific | 11140050 | |
| 15 mL 圆锥形离心管 | Thermo Scientific | 12565269 | |
| Accutase | STEMCELL Technologies | 07920 | "酶解细胞解离试剂" |
| B-27 添加剂（50倍浓度），不含维生素A | ThermoFischer Scientific | 12587010 | 用于 ENCC |
| B-27 补充剂（50 倍浓度），无血清 | Gibco | 17504044 | 对于HIO |
| 亮线血细胞计数板 | 豪斯科学 | 3120 | |
| Corning Costar 超低吸附微孔板 | Fisher Scientific | 07-200-601 | |
| 康宁平底24孔板，TC处理 | VWR | 29442-044 | |
| Corning 平底板 3516 6 孔 | VWR | 29442-042 | |
| Essential 6 培养基 | 赛默飞世尔 | A1516401 | |
| Essential 8 培养基 | 赛默飞世尔 | A2858501 | 用于 ENCC 培养板的替代干细胞培养基。 |
| 细尖镊子 | Dumont | 11223-20 | |
| Forma Steri-Cycle i160 | 赛默飞世尔科技 | 50145522 | |
| Gibco Advanced DMEM/F12 | 赛默飞世尔科技 | 12634-010 | |
| Gibco HEPES 1 M | 赛默飞世尔科技 | 15630-080 | |
| Gibco Neurobasal 培养基 | 赛默飞世尔科技 | 21103-049 | |
| Glutagro，200 mM，100倍浓缩液 | 康宁 | 25-015-CI | |
| Glutamax | 赛默飞世尔科技 | 35050061 | |
| H9 人 ESC | WiCell 国际干细胞库 | N/A | |
| HyCloneTM FBS Defined | VWR | 16777-002 | |
| LabGard 生物安全柜 | Nuaire | Nu-430-400 | |
| 基质胶 GFR 基底膜基质，无酚红，无LDEV | 康宁 | 356231 | "透明三维基底膜基质" |
| 基底膜基质（Matrigel hESC-Qualified Matrix，不含LDEV） | 康宁 | 354277 | "3D基底膜基质" |
| 微量移液管 | Eppendorf（100-1000、20-200、10-100、2-20、0.5-10、0.1-2.5 μL） | 2231300008 | |
| mTeSR 1 | STEMCELL Technologies | 85850 | "干细胞培养基" 货号包含5倍浓缩补充剂，需提前大量加入。 |
| N-2 补充剂（100 倍） | Gibco | 17502048 | 对于HIO |
| N-2 补充剂，CTS（细胞治疗系统） | 赛默飞世尔科技 | A1370701 | 用于ENCC。配方略有不同。 |
| 尼康 DS-Fi2 TS-100 显微镜 | 尼康 | TS100 | |
| Noggin 条件培养基 | 德克萨斯医学中心消化系统疾病中心 GEMS 核心，肠类器官/类器官子核心 | N/A | |
| 青霉素-链霉素（10,000 U/mL） | ThermoFischer Scientific | 15140-122 | |
| 重组人 Activin A | 细胞引导系统 | GFH6-100 | |
| 重组人 BMP-4 | Fisher Scientific | 314BP010 | |
| 重组人 EGF 蛋白，CF | ThermoFisher Scientific | 236-EG-200 | |
| 重组人 FGF basic/FGF2（146 个氨基酸）蛋白 | 赛默飞世尔科技 | 233-FB-010 | |
| 重组人 FGF-4 | Peprotech | 100-31 | |
| ReLeSR | STEMCELL Technologies | 5872 | "干细胞解离试剂" |
| 视黄酸 | SIGMA | R2625-50MG | |
| 无RNase的微量离心管，2 mL | 赛默飞世尔科技 | AM12425 | |
| RPMI 1640 培养基 | 赛默飞世尔科技 | 11875093 | |
| R-Spondin 条件培养基 | 德克萨斯医学中心消化疾病中心 GEMS 核心，肠类器官/类器官子核心 | N/A | |
| SB 431542，Tocris Bioscience | Fisher Scientific | 16-141-0 | |
| Sorvall ST 16R 离心机 | 赛默飞世尔科技 | ||
| 标准宽口移液器吸头 | VWR | 89049-166 | |
| Stemolecule Chir99021 溶液 | Stemgent | 04-0004-02 | |
| 无菌滤膜移液器吸头 | VWR（1000 μL、200 μL、10 μL） | 76322-154, 76322-150, 89174-520 | |
| Vitronectin XF | 干细胞技术 | 7180 | 用于 ENCC 培养板的替代性 3D 基底膜基质 |
参考文献
- Wales, P. W., Christison-Lagay, E. R. Short bowel syndrome: epidemiology and etiology. Semin Pediatr Surg. 19 (1), 3-9 (2010).
- Spencer, A. U., et al. Pediatric short bowel syndrome: redefining predictors of success. Ann Surg. 242 (3), discussion 409-412 403-409 (2005).
- Goulet, O., Pigneur, B., Charbit-Henrion, F. Congenital enteropathies involving defects in enterocyte structure or differentiation. Best Pract Res Clin Gastroenterol. 56-57, 101784(2022).
- Koglmeier, J., Lindley, K. J. Congenital diarrhoeas and enteropathies. Nutrients. 16 (17), 2971(2024).
- Duggan, C. P., Jaksic, T. Pediatric intestinal failure. N Engl J Med. 377 (7), 666-675 (2017).
- Spence, J. R., et al. Directed differentiation of human pluripotent stem cells into intestinal tissue in vitro. Nature. 470 (7332), 105-109 (2011).
- McCracken, K. W., Howell, J. C., Wells, J. M., Spence, J. R. Generating human intestinal tissue from pluripotent stem cells in vitro. Nat Protoc. 6 (12), 1920-1928 (2011).
- Bajpai, R., et al. CHD7 cooperates with PBAF to control multipotent neural crest formation. Nature. 463 (7283), 958-962 (2010).
- Workman, M. J., et al. Engineered human pluripotent-stem-cell-derived intestinal tissues with a functional enteric nervous system. Nat Med. 23 (1), 49-59 (2017).
- Schlieve, C. R., et al. Neural crest cell implantation restores enteric nervous system function and alters the gastrointestinal transcriptome in human tissue-engineered small intestine. Stem Cell Rep. 9 (3), 883-896 (2017).
- Fattahi, F., et al. Deriving human ENS lineages for cell therapy and drug discovery in Hirschsprung disease. Nature. 531 (7592), 105-109 (2016).
- Barber, K., Studer, L., Fattahi, F. Derivation of enteric neuron lineages from human pluripotent stem cells. Nat Protoc. 14 (4), 1261-1279 (2019).
- Finkbeiner, S. R., et al. Transcriptome-wide analysis reveals hallmarks of human intestine development and maturation in vitro and in vivo. Stem Cell Rep. 4 (6), 1140-1155 (2015).
- Boyle, M. A., et al. In vivo transplantation of human intestinal organoids enhances select tight junction gene expression. J Surg Res. 259, 500-508 (2021).
- Finkbeiner, S. R., et al. Generation of tissue-engineered small intestine using embryonic stem cell-derived human intestinal organoids. Biol Open. 4 (11), 1462-1472 (2015).
- Mahe, M. M., Brown, N. E., Poling, H. M., Helmrath, M. A. In vivo model of small intestine. Methods Mol Biol. 1597, 229-245 (2017).
- McNeill, E. P., Gupta, V. S., Sequeira, D. J., Shroyer, N. F., Speer, A. L. Evaluation of murine host sex as a biological variable in transplanted human intestinal organoid development. Dig Dis Sci. 67 (12), 5511-5521 (2022).
- Singh, A., et al. Evaluation of transplantation sites for human intestinal organoids. PLoS One. 15 (8), e0237885(2020).
- Watson, C. L., et al. An in vivo model of human small intestine using pluripotent stem cells. Nat Med. 20 (11), 1310-1314 (2014).
- Cortez, A. R., et al. Transplantation of human intestinal organoids into the mouse mesentery: A more physiologic and anatomic engraftment site. Surgery. 164 (4), 643-650 (2018).
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