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方法文章

在新生兔仔中植入脑电图和心电图遥测装置

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DOI：

10.3791/67740

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2025年2月28日

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Pediatrics, University of Michigan, Ann Arbor, 2Unit for Laboratory Animal Medicine, University of Michigan, Ann Arbor, 3Department of Pharmacology, University of Michigan, Ann Arbor, 4Department of Neurology, University of Michigan, Ann Arbor

* These authors contributed equally

本文内容

摘要

癫痫猝死（SUDEP）的机制尚不明确，且难以从现有模型中进行转化研究。转基因兔模型可能为这些机制提供新的见解。本文描述了一种对转基因兔仔兔进行长期、连续脑电图和心电图记录的方法，用于评估可能导致死亡的严重事件。

摘要

离子通道基因的致病性变异与癫痫猝死（SUDEP）的高发生率相关。SUDEP 的机制尚不明确，但可能涉及自主神经功能障碍和心律失常，而不仅仅是癫痫发作本身。一些离子通道基因在脑和心脏中均有表达，这可能增加伴有癫痫和心律失常的离子通道病患者发生 SUDEP 的风险。表达癫痫相关变异的转基因兔为研究 SUDEP 复杂的生理机制提供了完整的生物模型。重要的是，相较于小鼠模型，兔的心脏生理更接近人类。然而，在进行侵入性监测操作时，兔模型需要额外关注其健康状况和麻醉管理。我们开发了一种新型手术方法，可在新生兔仔兔中植入遥测设备，实现长期同步脑电图（EEG）和心电图（ECG）监测。本文展示了在出生后第14天（P14，体重范围175–250 g）仔兔中植入遥测设备的手术方法，详细说明了手术入路、合适的麻醉与监测措施以及术后护理，从而实现了较低的并发症发生率。该方法可在心脏心律失常、癫痫发作及潜在 SUDEP 发生的关键发育阶段，持续监测神经与心脏的电生理活动，适用于遗传性或获得性癫痫兔模型的研究。

引言

癫痫猝死（SUDEP）是癫痫患者死亡的主要原因之一。SUDEP 的机制尚不明确，但可能涉及自主神经功能障碍、呼吸暂停、心律失常以及癫痫发作本身1,2,3,4,5,6,7。携带通道病相关遗传性癫痫的患者 SUDEP 发生率最高。例如，在电压门控钠通道基因 SCN1A 存在变异的患者中，SUDEP 的发生率高达 20%8，该基因突变可导致 Dravet 综合征，这是一种在生命第一年即发病的遗传性癫痫。许多与癫痫相关的离子通道基因在脑和心脏中均有表达，实验室和临床数据表明，通道病相关遗传性癫痫患者可能存在心律失常7, 9,10,11,12，这可能增加其 SUDEP 风险，原因可能是癫痫发作诱发的致死性心律失常，或癫痫发作与心律失常同时发生。在实验室环境中研究 SUDEP 面临诸多挑战。从心脏角度而言，小鼠的心肌动作电位与人类存在显著差异13，而人诱导多能干细胞来源的心肌细胞模型14无法完全模拟整个生物体的复杂性。转基因兔遗传性癫痫模型为研究 SUDEP 提供了理想体系，因为兔的心脏生理更接近人类13,15，同时又能提供完整的生物体以研究复杂的病理生理过程。由于 SUDEP 可能在首次癫痫发作时即发生，因此从早期时间点开始评估这些动物模型，对于理解癫痫发作和心律失常的起始至关重要。在新生儿期进行视频记录具有挑战性，因为新生兔仔通常仍处于巢穴中。当兔仔与母兔同处时，无法使用传统的有线系统进行持续的脑电图（EEG）或心电图（ECG）记录。间歇性记录难以捕捉与 SUDEP 相关的罕见且终末性的事件。因此，我们采用无线植入式遥测监测技术，以实现对新生兔仔进行长期、连续、同步的 EEG 和 ECG 记录。

本方案成功的关键在于为这些脆弱动物提供适当的麻醉和术后支持。由于独特的解剖和生理特征，兔子的麻醉死亡风险（1.39%–4.8%）远高于犬和猫（0.17%–0.24%）16,17。导致麻醉风险升高的主要因素包括气道管理不当以及急性术后并发症。兔子插管困难的原因多种多样，包括口腔狭长而舌头宽大、口部与喉部之间角度较锐、会厌背侧移位、易发生喉部创伤以及易出现喉痉挛18,19,20。在麻醉急性期过后，兔子还面临发生危及生命的胃肠道停滞综合征的风险。这是一种复杂的多因素问题，据推测麻醉可通过药物直接抑制胃动力，或因任何原因（如疼痛未缓解、恶心等）导致术后继发性厌食而促发该综合征21。

新生和幼年兔独特的生理特点增加了麻醉和手术相关的难度。兔子的幼崽属于晚成性动物，出生时维持生理稳态的机制尚未发育完善，且存在特殊的解剖学因素需要考虑。由于大多数商用设备并未针对荷兰带状兔与新西兰白兔杂交幼兔的细小血管、高静息心率以及色素沉着的皮肤进行优化，静脉通路的建立和生理监测尤为困难。由于新生兔的心输出量基本依赖心率22，且经肾脏或肝脏途径的药物清除率普遍低于成年兔23，因此在药物选择和剂量确定方面必须格外谨慎。兔麻醉死亡的主要原因被认为是继发于呼吸抑制和呼吸暂停。除了前述所有兔子共有的气道管理问题外，新生兔在低氧血症和高碳酸血症情况下呼吸驱动减弱，使得麻醉中的这一本已复杂的环节风险更高24。

在本实验方案中，我们描述了一种在癫痫新生兔模型中成功植入脑电图（EEG）和心电图（ECG）遥测设备的方法（图1），该方法具有较高的手术和麻醉存活率。这些信息将帮助其他研究人员建立具有挑战性的新生兔模型，以推动癫痫、心律失常及相关神经发育障碍的研究进展。

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方案

所有描述的工作均经密歇根大学机构动物护理和使用委员会审查并批准，作为已批准的动物使用方案的一部分，并符合相关联邦法律和指南，包括美国农业部《动物福利法》和美国国立卫生研究院公共卫生服务政策。密歇根大学是一所通过国际实验动物评估和认可委员会（AAALACi）认证的机构。

1. 动物准备

  1. 使用电推剪在手术前1-2天（P14-P19日龄，体重>175 g）对动物进行粗剃毛，以尽量减少手术当天的麻醉时间。
  2. 对所有手术器械和材料进行灭菌（高压蒸汽灭菌或气体灭菌）。
    注意：牙科水泥在生产过程中无法保证无菌。因此，每个手术组均应使用全新且在有效期内的牙科水泥容器，并在IACUC批准的实验方案中注明此项例外情况。
  3. 通过肌肉注射给予氯胺酮（10 mg/kg）、盐酸丁丙诺啡（0.01 mg/kg，用0.3 mg/mL稀释至0.03 mg/mL）以及通过非重复呼吸回路面罩麻醉给予七氟烷和氧气，以诱导麻醉。
  4. 在耳缘静脉（优先选择）或头静脉插入26 G ¾"静脉导管，并用含肝素生理盐水（10单位/mL）冲洗。
  5. 使用#40或#50刀头尽可能贴近皮肤剃除腹部、胸部、背部、颈部和头部的毛发。
  6. 涂抹非药物性润滑眼膏，以防止角膜溃疡。
  7. 给予镇痛药（卡洛芬4 mg/kg，皮下注射，稀释至25 mg/mL）和围手术期抗生素（头孢唑林20 mg/kg，静脉注射，稀释至50 mg/mL）。每90-180分钟手术时间重复给予一次抗生素。

2. 手术准备（图2）

  1. 将麻醉后的幼兔转移至手术台，仰卧位放置于通过直肠温度计控制的红外加热垫上。
  2. 将口鼻部置于定制的3D打印面罩中，面罩通过旋转接头连接至非重复呼吸Jackson-Rees回路（0.5 L集气袋），以2 L/min的氧流量维持七氟烷麻醉（1.5%-7%，根据效果调整）。
  3. 以七氟烷维持麻醉，并使用脉搏血氧仪监测耳部或足垫的麻醉深度，和/或使用多普勒超声监测股动脉或心脏直接检测的血流信号。
  4. 在整个手术过程中调整麻醉深度，以维持心率（HR）在180-260次/分钟之间，血氧饱和度>95%，呼吸频率在10-50次/分钟之间（通过直接观察胸壁起伏或重复呼吸袋的运动判断）。
    注意：请备好急救药物（格隆溴铵、肾上腺素、多沙普仑）。
  5. 通过用胶带轻轻将前肢固定在面罩上，以固定幼兔位置。
  6. 通过松散固定左后肢于手术台，使幼兔呈轻度左侧卧位。
  7. 使用温热的外科擦洗液交替清洗整个腹部区域，依次使用聚维酮碘和无菌生理盐水。
    注意：如需要，可使用其他外科消毒液完成最终擦洗。术者应穿着专用刷手服、头帽和鞋套，并进行无菌刷手后穿戴无菌手术衣和手套，在无菌条件下实施手术。
  8. 在幼兔身体两侧放置粘性手术巾，并用大号手术单覆盖。剪出适当大小的开口，暴露腹部和胸部区域。
  9. 将植入物打开置于手术区域，在植入物的每个固定孔中穿入不可吸收的锚定缝线。保留缝线，留出5-6 cm的线尾（图3A）。将植入物置于盛有温热无菌生理盐水的容器中备用。

3. 将植入物放置于腹部

  1. 确认麻醉充分后，使用手术刀在最后肋骨远端约1-2 cm处沿腹中线做一条长约3 cm的皮肤切口。
  2. 小心切开肌肉层，以打开腹膜腔。
  3. 将植入物置入腹腔前部，并将其放置于切口左侧。
  4. 使用套管针将负极ECG导线从腹膜腔和皮肤穿出，位置位于切口右侧约2 cm处；将剩余的3根导线向切口左侧皮下隧道穿行3-4 cm，以便植入物在腹膜腔内自然放置。
  5. 使用锚定缝线将植入物固定于腹膜腔腹侧壁，确保无肠管嵌顿（图3B）。
  6. 使用可吸收缝线以连续缝合法关闭腹壁。
  7. 使用不可吸收缝线以间断缝合法关闭皮肤切口。

4. 心电图导联的放置

  1. 将负极心电图导联通过皮下隧道引至右侧上胸部第一肋水平处。
  2. 钝性分离皮下组织，形成一个皮下囊袋，将约10 cm长的导线松散盘绕于其中。
    注意：皮肤下过紧盘绕可能导致皮肤糜烂和导线外露。
  3. 剪除多余导线，并用不可吸收缝线将裸露导线末端与绝缘导线打结，形成一个线圈。
  4. 用两针不可吸收缝线将该线圈固定于肌肉上。
  5. 使用1-2针可吸收缝线间断缝合右侧腹膜肌肉，包绕导线走行部位。
  6. 使用2-3针不可吸收缝线间断缝合右侧上胸部及右侧腹部的皮肤切口。
  7. 将正极心电图导联通过皮下隧道引至左侧下位肋骨，并重复上述步骤将其固定于肌肉并关闭切口。
  8. 将脑电图（EEG）导联尽可能远地通过皮下隧道引至左侧外侧手术区域。
  9. 在左侧腹膜肌肉处导线穿出部位加用1针可吸收缝线固定。皮肤切口使用不可吸收缝线行间断缝合。
  10. 用无菌铝箔包裹裸露的脑电图导线。

5. 背侧表面的制备

  1. 非无菌助手随后移除无菌手术单和腿部固定带。
  2. 将套件转为俯卧位（图2B），通过旋转面罩与管路之间的旋转接头，确保面罩牢固固定。根据需要调整脉搏血氧仪和/或多普勒监测仪，以确保持续的麻醉监测。
  3. 使用聚维酮碘对手术区域进行擦洗，范围包括头部、颈部及整个背部，注意仔细擦洗左侧导线穿出部位周围区域。
  4. 外科医生随后在左侧下方放置一张无菌粘性巾，同时由非无菌助手持握装有导线的铝箔包装袋。
  5. 无菌地轻轻从铝箔袋中取出导线，并将其放置于无菌区域内。最后用无菌毛巾完成铺巾。
  6. 覆盖无菌手术单，并剪开一个足够大的窗口，以暴露整个无菌区域。

6. 脑电图电极的放置

  1. 在颅骨中线处做一个3 cm的头皮切口，以暴露颅骨。
  2. 使用套管针将脑电图导线从左侧皮下穿引至颅骨。
  3. 使用手术刀清洁并刮除暴露的顶骨上的骨膜。
  4. 将手持式钻机插入无菌超声波套内，并将直径1.0 mm的钻头装入钻机中。
  5. 在顶骨上钻出双侧骨孔，位置大约位于人字缝前0.5 cm、矢状缝外侧0.5 cm处。
    注意：操作时需谨慎施加于背侧颅骨的压力，以免压迫腹侧气道，因此此阶段的关键是进行呼吸监测。SpO2 和心率的持续或显著下降可能提示呼吸阻塞（继发于呼吸暂停的心动过缓），应立即进行评估并采取相应措施。
  6. 使用精细镊子将螺钉置入骨孔中，用螺丝刀将其旋入约一半深度 ，使螺钉尖端保持在硬脑膜外，深度约为1–1.5 mm（图3C）。
  7. 在颈部背部钝性分离出一个皮下囊袋，将约10 cm长的导线松散盘绕其中。
  8. 剪除多余导线，剥除导线末端的绝缘层并拉直导线。
  9. 通过打结在裸露导线末端形成一个小环，将该环套在螺钉上，然后拧紧螺钉固定于颅骨，确保导线与螺钉接触良好。将接地导线置于左侧，记录导线置于右侧。
  10. 待所有导线就位后，在分析软件上检查遥测信号的质量。当动物处于镇静状态时，脑电图信号振幅较低。
  11. 使用牙科丙烯酸树脂将螺钉和导线固定在颅骨上，并使其完全固化。
  12. 使用不可吸收缝线缝合头部和左侧腹股沟处的皮肤切口。
  13. 在每个切口处皮下注射布比卡因（最大剂量为2 mg/kg，使用5 mg/mL溶液稀释至2.5 mg/mL）。如有需要，可使用结核菌素注射器在切口处涂抹少量皮肤胶以确保皮肤闭合牢固。

7. 麻醉恢复

  1. 关闭七氟烷麻醉，仅提供氧气至少5分钟，同时移除剩余的胶带、手术巾和麻醉监测设备。
  2. 使用血糖仪检测血糖水平，并皮下注射相当于体重10%（kg）的预温液体。
  3. 当动物对疼痛刺激（如脚趾夹捏）产生反应后，将其转移至设定温度为37–38 °C的恢复孵育箱中。
    注意：在此转移过程中，幼崽体温常会显著下降。可考虑将幼崽重新放回生物反馈红外加热垫，或提供额外的辅助加热。
  4. 持续进行视觉观察，并每10–15分钟记录一次直肠温度、脉搏血氧仪读数、心率和呼吸频率。
  5. 当动物持续能够自主活动且意识清醒后，拔除静脉导管，并对穿刺部位施加压力直至出血停止。

8. 术后护理与监测

  1. 将幼崽放回母鼠和同窝幼崽中。确保笼内提供筑巢材料和补充营养（材料表），以帮助其体温调节和恢复。
  2. 术后7-10天内每天观察幼崽一次，每日称重，并在笼内提供补充营养。
  3. 恢复后的前2天（D1和D2），每24小时给予一次额外镇痛药物（皮下注射卡洛芬4 mg/kg，稀释至5 mg/mL），并给予皮下补液（5-7 mL）。
  4. 恢复后的前3天（D1、D2和D3），每天检查幼崽两次，评估疼痛迹象、活动能力、切口外观及水合状态。在此期间每天测量一次幼崽体温，以确认无感染迹象并维持适当的体温调节。
  5. 若切口在7-10天内愈合良好，可拆除缝线。

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结果

本项目取得成功需要在植入手术和记录方案中优化多个参数。共对16只幼兔进行了植入手术尝试或实施，其中14只成功存活并完成手术。在这些动物中，有12只存活至实验终点。术中或术后死亡的原因详见表1，同时列出了使后续实验成功达到终点的手术方案改进措施。最常见的术中并发症是呼吸抑制，进而导致低氧血症和心动过缓。为此，方案中增加了多种监测手段，包括2台脉搏血氧仪和1台多普勒监护仪，以便在某台设备发生故障或术中松脱时提供备用监测。此外，兔类皮肤色素可能影响脉搏血氧测定的可靠性，因此需要从身体多个部位进行监测。尽管麻醉的诱导期和苏醒期通常被认为是风险最高的阶段，但我们在手术过程的其他阶段也观察到呼吸抑制引发的心动过缓，这突显了全程严密监测生命体征的必要性。针对该并发症，我们在前两批动物（动物1-4）出现麻醉相关并发症后，对方案进行了调整，增加了额外的监测措施并引入了多沙普仑。动物12和13属于同一批次，因呼吸驱动力不足而给予多沙普仑（2-5 mg/kg，静脉注射或舌下给药）。两者在术中均成功从呼吸抑制和呼吸暂停中被成功复苏。

在将幼兔放回其原代笼具后可立即开始遥测...

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讨论

本文所述的麻醉诱导、监测和支持方案在满足外科手术需求和操作便利性的同时，兼顾了兽医护理的金标准。在实验室将该方案采纳为标准操作程序之前，曾尝试过其他几种可能的优化措施，包括背侧皮下植入、使用气管插管或喉罩气道（LMA），以及采用食道听诊器附件进行心率监测。然而，这些方法最终均因各种原因被放弃。尽管皮下空间足以容纳遥测装置，但由于遥测设备本体及导线出口的设计导致无法关闭死腔，导线布线和盘绕以适应动物生长存在困难，且术中需改变体位两次以固定心电图电极，显著延长了手术时间，并增加了不必要的操作复杂性。此外，尽管面罩麻醉通常不被推荐，但由于缺乏尺寸合适的喉罩，且在放置后无法固定和维持气管插管，这些方法均不可行。根据先前报道的新生兔插管技术，即使成功置入气管插管，术中需要翻转幼兔体位以及需暴露颈部和头背部的操作也限制了插管的固定选择25。我们还尝试在幼兔被无菌巾覆盖后，使用食道听诊探头监测心率，以防脉搏血氧仪或多普勒信号丢失。然而，所有市售的食道听诊器均过大，推测每次插入时均会引起迷走神经反应，导致不可持续的严重心动过缓。

使用七氟烷而非异氟烷...

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披露

作者无任何利益冲突需要披露。

致谢

作者感谢美国国立卫生研究院（NIH）R61NS130070 基金对 LLI 的资助。

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材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
1 英寸弹性绷带 - Coban 或 Vetwrap3Mhttps://www.3m.com/3M/en_US/p/d/b00003186/
4-0 PDS 单股缝线Ethiconhttps://www.jnjmedtech.com/en-US/company/ethicon/all-products
5-0 Ethilon 尼龙缝线Ethiconhttps://www.jnjmedtech.com/en-US/company/ethicon/all-products
数据采集计算机Dellhttps://www.dell.com/en-us
粘性手术巾N/AN/A
麻醉回路 - 带 0.5 L 重复呼吸袋的 Jackson-Rees 回路JorVetJ0248GA
聚维酮碘擦洗液N/AN/A
布比卡因 (0.5%)N/AN/A给药前稀释至 2.5 mg/mL
丁丙诺啡 (0.3 mg/mL)N/AN/A给药前稀释至 0.03 mg/mL 
骨钻 - 1.00 mmCell Point Scientific60-1000用于颅骨钻孔
头孢唑啉 (1 g 冻干粉)N/AN/A稀释至 50 mg/mL
卡洛芬 (50 mg/mL)MWI Veterinary给药前稀释至 25 mg/mL
棉签N/AN/A
定制 3D 打印面罩N/Ahttps://www.thingiverse.com/thing:923725
牙科丙烯酸树脂N/AN/A
营养凝胶 Diet Gel CriticareClear H2O72-05-5042营养支持 
多普勒耦合凝胶 - AquasonicPatterson 07-890-5542
多普勒仪 - Vet-Dop2Patterson07-888-8986
多沙普仑 (20 mg/mL)MWI VeterinaryN/A仅用于紧急情况
Dumont #5 精细镊子Fine Science Tools11254-20用于夹持螺钉
Duraprep3M8630最终皮肤准备
ecgAuto 数据分析软件emka technologiesN/A
肾上腺素 (1:1000)MWI VeterinaryN/A仅用于紧急情况
纱布N/AN/A
血糖仪 ipet ProMWI Veterinary63867若恢复不良则进行监测
格隆溴铵 (0.2 mg/mL)MWI VeterinaryN/A仅用于紧急情况
电子天平N/AN/A
止血钳Fine Science Tools13008-12打结固定导线环时用于夹持导线
Ideal 微型钻机Cell Point Scientific67-1204用于颅骨钻孔
恒温培养箱DRE-veterinary (Infantia - NB1)N/A
诱导箱VetEquip941444
红外加热垫 - RightTemp JrKent Scientific CorporationRT-0502
IOX2 数据采集软件emka technologiesN/A
静脉导管 - Covidein Monoject 26 G，3/4 英寸 PTFE Patterson 07-836-8494
氯胺酮 (100 mg/mL)MWI VeterinaryN/A
医用胶带N/AN/A
窄型直头镊子 - 直型/12 cmFine Science Tools11002-12
新生儿听诊器UltrascopeN/A
Olsen-Hegar 带剪镊子 - 12 cmFine Science Tools12002-12用于缝合
眼科软膏 PuralubeMWI VeterinaryN/A麻醉期间应用于双眼
眼科润滑剂 - Paralube VetPatterson 07-888-2572
脉搏血氧仪 (AccuWave Portable)Patterson07-892-9128用于术前准备和恢复期；可读取最高 400 次/分钟的心率
脉搏血氧仪 (SDI - Vet/Ox plus 4700)HeskaN/A术中使用；已停产
接收器emka technologiesN/A每 4 个遥测植入物配备 1 个接收器
直肠温度计N/AN/A
手术刀Fine Science Tools10003-12
手术剪Fine Science Tools14002-12用于裁剪手术单
螺丝刀 - 1.0 mmN/AN/A来自电子设备用迷你螺丝刀套装
螺钉 00-96 x 3/32 (2.4 mm)Protech International8L0X3905202F
七氟烷MWI Veterinary维持麻醉
七氟烷蒸发器及麻醉机N/AN/A
皮肤粘合剂 GlutureMWI Veterinary34207用注射器少量涂抹
小型剪刀Fine Science Tools14084-08
无菌铝箔N/AN/A在动物旋转前包裹导线 
无菌毛刷N/AN/A用于涂抹牙科丙烯酸树脂 
无菌生理盐水N/AN/A
无菌外科手套N/AN/A
无菌超声探头套N/AN/A用于覆盖钻头
无菌水N/AN/A用于头孢唑啉的重悬
15 号手术刀片N/AN/A
手术单N/AN/A
手术衣N/AN/A
旋转连接器 - Jorgensen LabsPatterson 07-802-2349用于连接麻醉回路与面罩
遥测植入物emka technologies easyTEL+_M1_EETA_B_35
套管针SAITRO-10-6用于导线穿隧

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