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小鼠手术性子宫损伤模型及其后续妊娠结局

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DOI：

10.3791/67977

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2025年6月27日

 , 
1Department of Physiology and Membrane Biology, University of California, Davis, 2Department of Obstetrics and Gynecology, University of California, Davis

通讯作者： Elisa T. Zhang <elszhang@ucdavis.edu>

本文内容

摘要

本方案描述了一种在小鼠模型中诱导子宫损伤的方法，并在随后的妊娠过程中进行下游分析。

摘要

剖宫产及其他手术（如扩张和刮宫术、子宫肌瘤切除术等）引起的子宫损伤可导致后续妊娠出现多种并发症，包括前置胎盘、胎盘植入谱系障碍（PAS）、剖宫产瘢痕妊娠以及子宫破裂。在美国，剖宫产约占分娩总数的30%，且其发生率预计将继续上升。因此，深入理解与损伤相关的妊娠疾病的发生机制，并建立可用于测试潜在干预措施的实验平台至关重要。为实现上述目标，迫切需要建立子宫损伤的动物模型，特别是能够反映损伤对后续宫内妊娠结局影响的模型。本实验方案介绍了一种在实验小鼠（Mus musculus）中建立机械性诱导子宫损伤的新颖外科手术方法。文中详细演示了术前准备、子宫损伤的诱导操作以及术后恢复流程，并提供了对非妊娠和妊娠小鼠进行后续解剖的附加信息。总体而言，通过系统描述在活体（in vivo）模型中诱导子宫损伤的一系列操作步骤，本方案为研究子宫伤口愈合过程中的分子与细胞事件及其对后续妊娠的影响提供了一种可行且可操作的技术方法。

引言

尽管在美国每3次分娩中就有1次是通过剖宫产进行的 通过 剖宫产（剖宫产术），关于子宫如何愈合以及受损子宫如何导致后续妊娠并发症，目前所知甚少1,2,3,4,5,6,7,8,9,10,11,12,13这些并发症包括子宫破裂、前置胎盘、胎盘植入综合征（PAS）和剖宫产瘢痕妊娠，总体影响约2.5%有1次或多次剖宫产史的患者。1,2,6,8,12,14,15,16,17胎盘前置的特征是胎盘异常地附着于子宫下段4,16这不仅会导致宫颈的物理性阻塞以及妊娠期间出血风险升高，也是更为严重的侵入性胎盘异常附着（PAS）的重要危险因素。8,12胎盘植入是指胎盘过度侵入母体组织，甚至可达膀胱或直肠，常需在剖宫产时行子宫切除术，以防止危及生命的母体出血。12,17剖宫产瘢痕妊娠虽然罕见，但相关并发症发生率较高，包括流产、胎儿死亡和早产18,19除了与既往剖宫产史相关的并发症外，其他子宫手术如子宫肌瘤切除术或扩张与刮宫术（D&C）也会导致患者出现多种并发症。例如，约30%接受D的患者&流产后发生晚期自然流产以及接受第二次子宫肌瘤宫腔镜切除术的患者中，高达46%会出现具有阿什曼综合征（Asherman syndrome, AS）特征的宫腔粘连20,21AS 影响约 2% 的女性，导致闭经、痛经、胚胎着床失败、反复妊娠丢失、早产和/或胎盘粘连综合征21,22因此，鉴于既往子宫创伤与较高的严重并发症及死亡率相关，建立实验动物模型不仅对于阐明子宫伤口愈合的机制以及子宫损伤对后续妊娠结局的影响至关重要，而且可为新型诊断方法和治疗手段的开发提供重要平台。23,24.

因此，已有若干研究建立了子宫损伤的小鼠模型。然而，早期的研究要么未考察子宫损伤对后续妊娠的影响25 或通过限制子宫腔表面的损伤，在卵巢切除小鼠中研究子宫内膜容受性时间窗外的胚胎着床26为弥补这些知识空白，本方案所述模型结合其他近期研究，提出了一种将子宫损伤引入小鼠体内的新型外科手术方法27,28本方案采用常见的实验小鼠作为模式生物，因其具有易获得性、遗传可操作性强、妊娠期短、从出生到性成熟的时间快、每胎产仔数多以及成本效益高等优点。此外，小鼠具有两个子宫角的解剖学特征，可在每只实验动物中利用未损伤的子宫角作为内部对照，并能够直接在瘢痕局部分离出局部缺陷进行分析 与整个子宫环境中的全局性缺陷。本方案所述方法包括进行简单的背部剖腹手术，随后使用带钻头的针在单个子宫角的子宫内膜层和肌层穿透形成切口。该方法最接近剖宫产和子宫肌瘤切除术中所见的损伤，但也可轻松修改以研究非切口性损伤，例如 D&Cs，位于AS之前29,30损伤后，让动物恢复，随后与种公鼠交配以获得定时妊娠，从而检测损伤对后续宫内结局的影响27,28.

尽管在整体策略上与其他近期研究相似，本方案的某些方面具有独特优势。例如，Li 等人和 Burke 等人采用腹部入路进入子宫，而本方案所述为背侧入路31,32背侧入路操作更为简便，且更有利于动物术后快速恢复。在Burke等的研究中，对于非妊娠小鼠，采用弯针或刮匙刮除子宫内膜，从而更接近于人工流产（D）的模拟&Cs，而本方案中的全层切口损伤则更接近剖宫产和子宫肌瘤切除术的模型32在围产期小鼠中，Burke 等人按照本文所述方法，在胚胎着床的对侧——即子宫系膜侧而非对系膜侧引入切口。与 Li 等人使用剪刀的方法不同，本实验采用带刃口的针进行操作。31，该方法可更便捷地从全层损伤调整为局限于子宫内膜的损伤，以模拟两种类型的子宫内膜损伤&Cs 以及剖宫产和子宫肌瘤切除术。Li 等人和 Burke 等人均使用缝线闭合子宫伤口，这种方法虽然更贴近剖宫产术中的实际情况，但会为愈合过程引入额外的变异性，并可能导致异物效应31,32,33,34,35,36. 在大鼠中进行的类似研究已 采用腹部入路制作全层切口37,38 或切除性39 使用缝线闭合的子宫伤口37,38,39 在非妊娠状态下38,39 且怀孕37 动物。因此，本文所述方案特别适合希望采用一种简便且可重复的方法、所需外科手术经验较少、可研究全层子宫损伤后胚胎着床和胎盘形成相关事件的研究人员，并且该方法可轻松适用于多种研究问题，包括 D&子宫内膜类C型损伤27,28.

本方案的第1步概述了术前准备步骤。第2步描述了对一侧子宫角造成损伤的手术操作。最后，第3步详细说明了为研究子宫手术对后续妊娠影响而进行的妊娠母鼠解剖过程。总体而言，本研究提出了一种独特的小型啮齿类动物子宫伤口愈合及其相关妊娠结局的手术模型，该模型操作快速且易于采用。

方案

本方案中演示的所有操作均已获得加州大学戴维斯分校机构动物护理和使用委员会（IACUC）的批准（IACUC方案编号#23985）。本方案所述操作通常在7至10周龄、体重19至25克的C3H品系雌性小鼠上进行，但根据研究者的具体研究问题，该方案也适用于其他品系、年龄和体重的雌性小鼠。手术前应监测动物状况，确保仅使用健康、无损伤或痛苦迹象的动物进行实验。所用试剂与设备的详细信息列于下文 材料表.

1. 手术区域的准备

  1. 手术前一天，将所有手术器械（精细镊子（#5 或 #55）、持针器、弯角虹膜剪和已装入钉夹的皮肤缝合钉施加器）放入灭菌袋中，并进行高压灭菌。
  2. 若使用注射用麻醉剂，需配制工作液，其中包含10 mg/mL氯胺酮和1 mg/mL赛拉嗪，溶于0.9%氯化钠生理盐水。
    注意：也可使用异氟烷进行麻醉 通过 鼻罩给药是一种可接受的麻醉方式40.
  3. 手术开始前，立即穿戴个人防护装备（PPE）：实验服、手术帽、外科口罩和手套。
  4. 准备术前操作区域。
    注意：可使用一个铺有纸巾的吸水性实验台垫，并准备一个动物笼具，用于动物在手术前麻醉后的休息。在动物笼具内铺上纸巾，并将其放置在术前准备台垫旁。
  5. 将指定用于手术的动物置于已去皮的塑料烧杯或类似容器中，放在天平上称重图1A记录体重以计算麻醉剂、镇痛剂和生理盐水的适当用量。
  6. 向动物注射麻醉剂 通过 以下步骤：
    1. 用胰岛素注射器吸取适量工作浓度的氯胺酮/甲苯噻嗪混合液（见步骤1.1），以达到氯胺酮100 mg/kg和甲苯噻嗪10 mg/kg的给药剂量（图1B).
      注意：例如，一只体重为22 g的动物需要注射0.22 mL的10 mg/mL氯胺酮和1 mg/mL赛拉嗪麻醉剂溶液。
    2. 将动物安全固定并翻转为仰卧位后，经腹腔注射（I.P.）适当剂量的氯胺酮/赛拉嗪41 (图1C).
      注意：可根据需要使用防刮护具。
  7. 观察动物约 3 分钟。注射 额外的0.02 mL氯胺酮/赛拉嗪溶液 I.P.41 如果在此时间段内观察到运动。
  8. 麻醉给药约10分钟后，通过捏压前肢脚趾检查镇静是否充分40,42.
    注意：动物通常在10至15分钟内达到手术麻醉水平。C3H小鼠所需的麻醉剂剂量通常比C57BL/6或BALB/c小鼠高约20%（例如，20 g动物需使用0.24 mL的氯胺酮/赛拉嗪溶液）。具体给药剂量可能需要根据各个品系个体情况进行经验性确定。
  9. 运动停止后，进行皮下（S.C.）注射41 动物给予0.5 mg/kg缓释型布托啡诺（Buprenorphine）图1D).
    注意：由于缓释布托啡诺体积较小且具有黏性，建议用一只手提起皮肤形成帐篷状，另一只手将其注射于肩胛骨附近。
  10. 为保护动物的眼睛，使用无菌棉签涂抹眼用软膏（图2A).
  11. 将麻醉后的动物置于铺有纸巾的术前吸水垫上。
  12. 使用毛发修剪器小心剃除下背部至中背部切口部位的毛发图2B）。使用纸巾去除多余毛发，然后使用粘毛滚筒（图2C).1.12
    注意：可使用无菌棉签涂抹脱毛膏以彻底去除毛发。
  13. 使用酒精棉片和聚维酮碘棉签以以下方式对切口部位进行消毒：
    1. 从预定切口位置的中心开始，用酒精消毒片以环形动作向外擦拭图2D).
    2. 接下来，以类似方式使用聚维酮碘棉签擦拭切口部位。图2E).
    3. 在酒精棉片和聚维酮碘棉签之间交替使用，共进行3轮。
  14. 按如下步骤准备手术区域（参见 图3A):
    1. 在照明灯下放置第二个吸水垫，然后在吸水垫上覆盖无菌手术巾。
    2. 用70%乙醇对光源进行消毒。在接触已灭菌的器械和进行切口前，更换为无菌手套。
    3. 将无菌手术器械置于手术巾边缘，并将动物放置于手术区域中央。
  15. 通过将无菌手术巾（例如 Glad Press 'n Seal）覆盖在动物身上，仅暴露鼻部，以创建无菌区域。图3B).
    注意：使用过程中，清洁的手术器械可放置在无菌表面，例如手术区域内的无菌巾上。
  16. 在剃毛区域上方剪开一个小方口，为在该部位制造切口做准备（图3C，D）。有关切口位置的具体信息，请参见下文步骤 2.1 的注释。

2. 子宫损伤的手术诱导

注意：本节描述了对未妊娠雌性小鼠单侧子宫角造成损伤的手术与操作步骤。首先，进行背部剖腹手术以暴露子宫角顶端。随后，将一支带倒钩的25 G针头插入子宫腔，以损伤子宫内膜，必要时可穿透肌层。这会在受损的子宫角上形成一个纵向伤口，为进一步实验提供模型，用于研究子宫愈合机制以及损伤如何影响后续妊娠。手术前必须确保动物已得到适当麻醉。如步骤1所述，多个参数可用于判断动物是否达到充分麻醉状态，包括停止活动、呼吸频率降低以及前肢反射消失。此外，轻触时应无后肢反射，尽管在麻醉充分的情况下，若施加足够压力，该反射有时仍可能存在40,42。

  1. 使用剪刀（直剪或弯虹膜剪）在小鼠背部皮肤上剪出一个2-3毫米的切口，同时用精细镊子（#5或#55）夹住皮肤。
    注意：切开约⅓ 尾部基部与颈部之间的距离，以及距中线约0.5 cm处。见 图4A.
  2. 在卵巢脂肪垫正上方的筋膜处切开一个2-3毫米的切口图4B).
  3. 用镊子轻轻夹住卵巢脂肪垫，并从筋膜和皮肤的切口处将其抽出。图4C).
    注意：可能需要切除部分脂肪垫，以便将卵巢和子宫从体腔中取出。操作时应避免损伤雌性生殖道本身，以及脾脏和脂肪垫附近的大血管。
  4. 暴露子宫上三分之一后，执行以下操作（图4D):
    1. 用镊子轻轻固定子宫输卵管结扎处图 5A，B).
    2. 使用磨尖的针头尖端在子宫顶部刺一个小孔（图 5A，B).
    3. 小心插入针头，开始刮擦子宫角的抗膜侧表面（图5C).
    4. 继续刮擦，直至子宫内膜层和肌层均完全穿透图 5D).
      注意：使用镊子或插入针头时压力过大可能导致子宫峡部撕裂，造成子宫角与输卵管及卵巢分离。若使用带刃针头在不损伤子宫峡部的情况下难以创建进入子宫的孔洞，可选用无刃的25 G或27 G针头作为替代方案；随后将带刃针头插入该孔洞，按上述方法制造切口。本方案中在子宫角上制造贯穿全层的切口。然而，若希望造成较轻的子宫损伤，可仅用带刃25 G针头刮擦子宫最内层组织，例如子宫内膜。此外，本操作不使用缝线关闭子宫，以避免引入异物反应这一额外变量；但子宫缝合仍是本操作可接受的替代方法。
  5. 使用镊子将受损的子宫角轻柔地放回体腔内图6A，B).
  6. 缝合43 用4-0缝线缝合筋膜并剪除多余缝线 (图6C-).
    注：通常单次缝合即足以闭合筋膜切口。
  7. 使用皮肤缝合夹施加器以缝合夹闭合皮肤切口图6F).
    注意：关闭切口需要一到两个夹子。
  8. 皮下注射41 10 mg/kg 卡洛芬作为镇痛剂，以及 0.5 mL 生理盐水（0.9% NaCl）用于术后支持治疗。参见 图7A.
  9. 使用耳孔钳或编号的金属耳标来识别动物44.
  10. 将动物置于加热笼中进行术后恢复图7B).
    注意：一旦动物能够抬起头部，立即将其送回配有垫料的常规饲养笼中。参见下文步骤 2.12。
  11. 若使用相同的手术器械进行额外的手术操作，则执行以下步骤：
    1. 首先，用70%乙醇和纸巾进行清洁。
    2. 然后，将工具放入干式玻璃珠灭菌器中重新灭菌 30秒。
    3. 待工具冷却至室温后再进行后续使用。
  12. 动物恢复活动后，将其送回动物房饲养；若使用氯胺酮/甲苯噻嗪麻醉，则术后约1-2小时恢复活动后送回；若使用异氟烷麻醉，则约5分钟后恢复活动即送回。
  13. 每天监测动物是否有疼痛和痛苦的迹象，并根据需要在术后3天内每天注射10 mg/kg的卡洛芬。
    注意：面部表情评分法45 以及体况评分46 是动物福利的标准兽医评估指标。

3. 交配及解剖妊娠小鼠以评估子宫损伤的后果

注意：根据具体的研究问题，可在子宫损伤后进行多种终点分析。例如，可在损伤后的不同时间点解剖非妊娠动物，以检测伤口愈合的动力学过程27此外，受伤的动物可进行妊娠 通过 自然交配或胚胎移植以考察损伤对后续妊娠的影响27本步骤描述了在受损子宫环境中对胚胎及胎盘发育的评估方法。具体而言，本步骤详细说明了如何设置定时交配，以及在妊娠第12.5天（E12.5，以发现阴道栓的早晨定义为E0.5；有关阴道栓识别的更多信息见下文步骤3.2）对动物进行解剖。总体而言，步骤3提供了一个损伤后下游分析的示例，可用于探究特定的实验问题。

  1. 术后恢复后，将受伤的雌性小鼠与11周龄或以上的种雄小鼠共同饲养，进行定时交配47。
    注意：受伤后的恢复时间长度将由具体的研究问题决定。使用本方案的研究通常在开始定时交配前允许30天的恢复期（已测试范围为5至105天）。三鼠或一雄多雌交配方式可降低饲养成本并提高实验效率。但请注意，此类交配配置需获得机构批准，且仅适用于妊娠期间的解剖目的；三鼠或一雄多雌交配产生的活产会使动物承受较大压力，通常不建议也不被允许。
  2. 每天早晨进行阴道栓检查，直至发现阴道栓（见图8），此时可将雌鼠与种雄小鼠分笼饲养。
    注意：阴道栓表现为阴道口处的白色团块（图8A）或整个阴道区域的膨出。若体表未见明显迹象，可将探针缓慢插入阴道（图8C、D）。当探针尖端插入至弯曲处前遇到阻力时，即提示存在阴道栓。阴道栓检查应在早上约7点或尽可能早的时间进行，因为阴道栓会随着时间推移在当天脱落。有关阴道栓检查的更多细节，请参见Behringer等人的研究48。为更进一步且更可靠地确认妊娠，可使用高频超声成像49，50。若无法使用或不希望使用超声，已有研究表明体重增加可在E7.75时较为准确地预测妊娠51。
  3. 在目标妊娠阶段按照机构批准的程序处死动物（遵循 机构批准的方案）。有关动物安乐死操作及妊娠阶段选择的详细信息，请参见下方的注意事项。
    注意：将发现阴道栓的当天记为E0.5。根据所研究的科学问题选择处死动物时的妊娠阶段。例如，E4.5至E5.5适用于研究着床前后生物学过程；E11.5至E14.5适用于研究中期妊娠胎盘缺陷，包括融合胎盘的存在情况。动物安乐死应遵循机构指南。一种可接受的方法是：先进行8分钟的CO2暴露，随后等待并观察2分钟，最后通过颈椎脱位法进行二次确认以确保安乐死完成via 颈椎脱位。
  4. 安乐死后，按以下步骤准备解剖（见图9A）：
    1. 将动物仰卧位放置于解剖台面上。
    2. 准备好所需解剖工具（镊子、剪刀），并准备盛有1× PBS的培养皿。
    3. 为防止松散的毛发粘附于解剖区域，解剖前先用70%乙醇、水或1× PBS润湿腹部毛发。
  5. 用镊子夹住腹部皮肤，用剪刀沿腹部纵向剪出一个V形切口，直至到达肋骨下缘（字母"V"的每一笔划约2 cm长）。见图9B-D。
  6. 用镊子夹住腹壁肌肉层，沿V形方向剪开腹肌壁（字母"V"的每一笔划约2 cm长），直至可见腹腔。见图9E、F。
  7. 轻轻移开肠管及其他腹腔内容物以暴露子宫。将含有胚胎的子宫从腹腔中拉出并暴露于视野中。见图9G。
  8. 将子宫连同其内部胚胎一并从腹腔中取出，放入预先盛有1× PBS的培养皿中。见图9H。
    注意：先用镊子夹住卵巢脂肪垫，然后用剪刀依次切断卵巢脂肪、子宫系膜动脉、阴道、另一侧子宫角的子宫系膜动脉，最后切断第二个卵巢脂肪垫，从而将子宫与腹腔其余部分分离。根据后续分析需求（如显微观察或组织学分析），可进一步进行解剖。示例数据见图10。

结果

使用氯胺酮/赛拉嗪作为麻醉剂进行手术后，动物通常在约1小时内部分恢复活动能力，并在约4-6小时内完全恢复活动能力。异氟烷麻醉的恢复通常在数分钟内发生。任何可能出现的并发症，如伤口裂开或疼痛，通常在手术后1-3天内显现。在皮肤切口愈合且皮肤夹即将拆除之前，应每天进行动物福利检查，以监测疼痛或并发症情况。

可在手术后的不同时间点处死动物，以评估子宫伤口愈合情况。例如，图10A展示了损伤后3天的子宫损伤情况，而图10B展示了损伤后1个月的子宫损伤情况，此时宏观瘢痕迹象极轻微。可根据需要检测其他参数，包括在手术期间或术后给予药物处理、额外的损伤循环，或在动物不同年龄阶段进行手术。为研究子宫损伤对胚胎着床和发育的影响，可对动物进行交配或胚胎移植。图中展示了子宫损伤导致的不良发育后果示例，如宫内出血和胚胎吸收（图10C），以及胚胎间距异常（图10D、E）。有关子宫伤口愈合及其后续宫内结果的更完整描述，请参见Zhang等人的研究27。

小鼠注射操作；体重测量、麻醉剂配制及皮下注射。
图 1：对实验动物进行麻醉。（A）将实验动物置于已去皮的容器中，使用小型天平称量其体重。（B）使用胰岛素注射器抽取适量体积的氯胺酮/甲苯噻嗪麻醉剂，用于腹腔注射。（C）通过腹腔注射（I.P.）给予可注射麻醉剂。（D）在肩胛骨附近皮下注射镇痛药（缓释型丁丙诺啡）。该图经 Zhang 等人28 修改。 请点击此处查看此图的放大版本。

用于皮肤研究的小鼠毛发准备，步骤包括清洁、剃毛和施加处理。
图 2：手术前对实验动物的准备工作。（A）使用无菌棉签涂抹眼用软膏。（B）剃除切口部位的毛发。（C）使用粘毛滚筒清除切口部位的松散毛发。（D）使用酒精消毒片清洁切口部位。（E）使用聚维酮碘棉签清洁切口部位。该图改编自 Zhang 等人28。 请点击此处查看此图的放大版本。

使用手术工具进行啮齿类动物麻醉操作；术前准备和手术切口技术。
图 3：准备手术区域。（A）将灭菌后的器械放置在无菌布巾上，麻醉后的动物置于照明灯下。（B）将无菌布巾覆盖在动物体表，仅暴露鼻部。（C）在无菌布巾覆盖的切口部位剪开一个小窗。（D）通过无菌布巾上的开口暴露手术切口区域。该图改编自 Zhang 等人28。请点击此处查看此图的放大版本。

实验室环境中的解剖过程；使用镊子和手术刀逐步暴露组织。
图 4：暴露子宫的操作步骤。（A）在后肢上方做一条背侧切口（约 2–3 mm）。（B）在卵巢脂肪垫上方的筋膜处做一条约 2–3 mm 的切口。（C）用镊子夹住卵巢脂肪垫。（D）牵拉卵巢脂肪垫以暴露卵巢和子宫。本图已根据 Zhang 等人28 修改。 请点击此处查看此图的放大版本。

使用手术器械进行鱼类性腺解剖的过程；图示及操作步骤。
图 5：诱导子宫损伤。（A）带刺针头插入部位示意图。（B）将带刺针头插入子宫，位置位于子宫-输卵管交界处下方。（C）使用带刺针头沿子宫反系膜面用力刮擦。（D）沿子宫角全长做全层切口。该图已根据 Zhang 等人28 修改。 请点击此处查看此图的放大版本。

使用缝合线闭合伤口的啮齿动物手术过程；显示手部和器械。
图6：关闭手术部位。（A）使用镊子将受损的子宫角复位至体腔内。（B）将卵巢脂肪垫复位至体腔内。（C）使用持针器夹住缝合针。（D）缝合筋膜。（E）剪除多余的缝线材料。（F）使用1-2个伤口夹闭合皮肤切口。该图改编自Zhang等28。请点击此处查看此图的放大版本。

啮齿类动物注射实验、注射器应用、麻醉设置、实验室流程。
图 7：提供术后护理。（A）皮下注射镇痛剂（卡洛芬）。（B）在加热的笼子中监测动物恢复情况。此图改编自 Zhang 等人28。请点击此处查看此图的放大版本。

小鼠手术过程；解剖伤口检查；临床前研究方法；活检技术。
图 8：定时交配后检查阴道栓。 （A）阴道栓（箭头）表现为阴道腔内可见的白色团块。 （B）探针插入时受阻（箭头），提示存在阴道栓。 （C）阴道开口（箭头）无阴道栓。 （D）探针顺利完全插入（箭头），表明阴道腔内无栓。 请点击此处查看该图的放大版本。

小鼠解剖操作示意图系列，展示手术器械及器官取出过程。
图9：解剖怀孕母鼠。（A）解剖区域，包含已处死的动物、解剖工具以及盛有1× PBS的培养皿。（B）用镊子夹住下腹部皮肤（箭头指示接触点）。（C）在皮肤上做V形切口以暴露腹壁。（D）向后拉开皮瓣以显露腹壁（箭头）。（E）在腹壁上做V形切口（每臂约2 cm长，初始切口位置由箭头指示）。（F）通过牵拉腹壁瓣（绿色箭头）暴露内脏器官（橙色箭头）。（G）将怀孕的子宫角（箭头）从体腔中取出。（H）将子宫放入盛有1× PBS的10 cm培养皿中以进行进一步解剖。箭头所示为单个胎盘-胎儿单位的示例。本图改编自Zhang等28。请点击此处查看该图的放大版本。

显示血管分化的胚胎发育示意图。
图10：子宫损伤后的预期结果。（A）损伤后第3天的子宫伤口。开放性伤口（橙色箭头）暴露子宫腔（绿色箭头）。（B）损伤后1个月的子宫伤口。先前的损伤部位（橙色箭头）已完全闭合，瘢痕轻微。（C）损伤侧子宫角内的吸收胎（箭头），提示母体出血。（D）正常的单胎胎盘（橙色箭头）及胚胎（绿色箭头）。（E）间距异常的紧密成对胚胎（白色箭头），伴有融合的胎盘（橙色箭头），此现象在损伤后可见。（F）间距异常的紧密成对胚胎，其中一个发育不良（橙色箭头），另一个正常胚胎的羊膜囊（白色箭头）。此例说明胚胎间距异常对发育的不利影响。比例尺：100 µm。请点击此处查看该图的放大版本。

问题原因解决方案
在输卵管结扎处子宫完全断裂使用止血钳固定子宫时施加过大的力量
和/或
针插入时对子宫施加过大的力量		用止血钳轻柔夹持子宫
和/或
在使用带刃口的25G损伤工具造成损伤前，先用未经改造的直头25G或27G针在子宫顶部刺出一个小孔
开放性子宫切口与卵巢脂肪垫之间形成粘连伤口愈合过程中子宫切口与卵巢脂肪垫发生接触小心地将受损的子宫角复位至体腔内，避免其与卵巢脂肪垫接触
动物出现手术并发症例如开放性伤口或伤口裂开、感染、内出血或外出血使用伤口夹移除器取下并重新安装任何手术夹
每日检查动物是否有疼痛或痛苦的迹象，并根据需要提供支持性护理。如必要，应根据研究人员所在机构动物伦理委员会的指南及时实施安乐死

表1：常见操作挑战及解决方案。 本表列出了常见的并发症，如子宫切割、粘连形成和手术困难，以及其成因和纠正措施。

讨论

剖宫产占美国分娩总数的约33%，在巴西和埃及等国家则高达55%–65%12,52，然而目前对子宫在损伤后的愈合过程以及这些损伤如何影响后续妊娠仍知之甚少。尽管既往剖宫产是胎盘植入谱系障碍（placenta accreta spectrum, PAS） 和前置胎盘等妊娠并发症的主要风险因素，但这些 并发症的发生机制尚不明确3,6,14,17。随着剖宫产率持续上升，迫切需要深入了解相关疾病机制，并建立用于开发新型诊断方法和治疗手段的研究平台。然而，目前可用于子宫损伤研究的动物模型仍然有限25,31,32。因此，本实验方案提供了一种独特且简便的小鼠机械性子宫损伤诱导方法，可用于研究子宫伤口愈合及宫内发育过程27,28。

该方案中有若干关键步骤可能需要特别注意。首先，必须提前获得获取和使用管制类物质（如氯胺酮和/或丁丙诺啡）所需的各项批准。其次，在向动物腹腔内（I.P.）或皮下（S.C.）注射任何液体之前，应牢固地抓握小鼠颈背部皮肤，以确保动物和研究人员的安全。第三，达到适当的麻醉深度可能具有挑战性，尤其是在使用氯胺酮/赛拉嗪组合时。如上所述，当小鼠前肢反射完全消失，且后肢对轻触刺激无反应时，表明已达到充分的麻醉水平。不同品系的小鼠可能需要不同剂量的氯胺酮/赛拉嗪才能实现 adequate 麻醉。异氟烷递送 通过 因此，鼻罩是麻醉的一种可接受替代方式。第四，在操作过程中需小心处理子宫损伤针和注射针，以避免研究人员受伤。最后，在实验前计算所需动物数量对于合理订购或繁育至关重要。应考虑所需的动物年龄：对于与生殖缺陷相关研究，建议使用7至10周龄的雌性小鼠，而其他研究问题则可选用青春期前或老龄小鼠。此外，若每天仅能使用部分动物（例如处于特定动情周期阶段的个体）进行手术，则需额外准备动物。

本方案所述步骤可进行若干修改。如前所述，异氟烷 通过 鼻锥麻醉是氯胺酮/赛拉嗪麻醉的一种可接受替代方案，具体选择取决于研究者的偏好和药品的可获得性。其次，可用于造成损伤的替代器械包括剪刀等。第三，可根据具体的生物学问题诱导不同严重程度的损伤（例如仅损伤子宫内膜，或同时损伤子宫内膜和子宫肌层）。第四，如有需要，可使用缝线闭合子宫创口。此外，可同时局部应用于伤口部位或全身给药的方式施用药物或其他干预因子，以评估其对子宫伤口愈合及后续功能的影响。最后，在子宫损伤操作过程中，可能出现某些需要排查解决的问题。一些常见示例将在下文讨论。 表1此外，如果后续需要对子宫、胎盘或胚胎组织进行基因组或转录组分析，可提取DNA和RNA，样本可新鲜冷冻或以最佳切割温度（OCT）包埋剂固定后冷冻保存，也可经固定后石蜡包埋。用于DNA分析的样本可切成小组织片段，于-20 °C或-80 °C保存至后续处理。用于RNA分析的样本应浸入RNA保存试剂（如TRI试剂）中，并于-80 °C保存至进一步处理。

这项工作27,28，结合其他关于子宫切口损伤动物模型的近期报道，已实现了多种新方法并取得了重要的科学认识25,31,32。例如，Buhimschi 等人研究了小鼠剖宫产术后子宫伤口愈合的动力学过程25。Burke 等人和 Li 等人则研究了既往存在子宫损伤的小鼠所表现出的生殖缺陷31,32，从而将研究范围扩展至子宫伤口愈合之外。采用与本文所述模型相似的方法，Burke 等人和 Li 等人均实施了贯穿全层的子宫切口31,32。在此过程中，他们也在研究结果中观察到了侵袭性胎盘现象。尽管 Burke 等人和 Li 等人所描述的方法学和发现与本方法在许多方面相似，但这些研究之间仍存在一些差异31,32。例如，本研究方法与 Burke 等人均使用带槽缝合针作为损伤工具，而 Li 等人则使用眼科剪刀27,28,31,32。在本研究方法中，Li 等人和 Burke 等人均在非妊娠动物上实施损伤，其中 Burke 等人还额外包括了产后子宫的损伤操作，而 Buhimschi 等人则在妊娠子宫上实施剖宫产手术25,27,28,31,32。虽然本方法与 Li 等人均观察到了胚胎间距异常及胚胎吸收现象，但 Burke 等人未报告此类结果27,31,32。这些研究间结果的差异可能源于方法学的不同和/或所使用小鼠品系的差异。

本方案中所述的方法涉及对子宫进行全层切口损伤，最接近剖宫产和子宫肌瘤切除术的模型；然而，通过调整本方法中使用磨尖针头的操作，可将损伤限制于子宫内膜层，从而模拟非切口性损伤，如D&Cs 从而诱导 AS。该策略的一种经修改的、局限于子宫内膜的版本将类似于小鼠研究中使用未磨平的 27 G 或 25 G 针头的方法（与将上述带锯齿的25 G针插入一侧子宫角，旋转后抽出，以损伤子宫腔的多个面（而不仅限于此处所示的对系膜侧壁）53,54,55也已采用刮匙或手术刀损伤妊娠或动情周期大鼠子宫所有内表面的类似方法56,57,58. 所有这些 D&C样方法需要通过手术进入子宫 通过 腹部切口，与本方案中使用的背部开腹术相对，可促进实验动物更快恢复。重要的是，上述所有D&C 的引入会对子宫腔内的多个面造成损伤；因此，针对基于本方案的改良型仅限子宫内膜模型，建议旋转针头并对子宫腔的每个面重复进行相同的损伤操作53,54,55.

本文所述方法具有一系列优势，同时也存在某些局限性。首先，通过背侧而非腹侧途径进入子宫，该手术方式可实现更小的切口、更短的操作时间以及实验动物的快速恢复。该方法操作简便，降低了技术门槛，也更易于扩大手术规模。此外，由于本方法无需对子宫进行缝合，切口可自行对合并自主愈合，从而提高了不同手术间的一致性，并可在排除潜在干扰性异物反应的情况下，研究子宫切口的自发性愈合过程。尽管该方法具备上述优点，但仍存在一定局限性。首先，尽管对非妊娠子宫进行背侧手术在技术上更为便捷，但本方案并未涵盖妊娠期和/或产后子宫可能特有的伤口愈合过程。事实上，已知在动情间期，伤口愈合的动力学特征即存在差异 与. 发情期损伤27可以合理推测，处于周期性变化的子宫与妊娠/产后子宫在伤口愈合反应方面存在差异。因此，尽管该模型的全层切口在形态上最接近剖宫产术，但由于周期性子宫的激素环境及缺乏产后子宫收缩，该模型更贴近子宫肌瘤剔除术的实际情况。其次，本方法采用背侧入路，仅对子宫上部约2/3区域造成机械性损伤，而腹部入路则会避开这一区域。最后，尽管如上所述，省略缝合线有助于排除异物及其他干扰因素，但这一做法可能影响伤口闭合速度，在实验设计和结果解读时应予以充分考虑。

总之，尽管子宫会因剖宫产、子宫肌瘤切除术和D&Cs，目前对子宫如何从这些致伤性手术中恢复，以及损伤如何导致后续妊娠中多种潜在并发症的理解仍十分有限。已知既往剖宫产史与前置胎盘、胎盘植入谱系障碍（PAS）、子宫破裂和剖宫产瘢痕妊娠相关，但这些并发症的发生机制尚不明确。14。类似地，尽管 D&剖宫产和清宫术等手术可能导致宫腔粘连、疼痛及不孕，这些是阿什曼综合征的特征，但目前尚无有效的预防或治疗方法。鉴于剖宫产、子宫肌瘤切除术和清宫术&Cs 是非常常见的操作步骤52，临床上迫切需要更深入地了解子宫愈合的机制、愈合过程对后续妊娠结局的影响，以及可能预防相关疾病的有效干预措施。因此，本方案提出了一种用于研究子宫损伤的动物模型方法，以填补上述知识空白27,28该方法可模拟剖宫产和子宫肌瘤切除术等子宫切口损伤，并可轻松修改以模拟 D&如上所述。通过详细描述妊娠期间的一种新型手术方法及后续解剖操作，本实验方案为研究者提供了探索与子宫损伤相关多个科学问题的策略。总体而言，本文所述的小鼠手术模型有助于更深入地理解子宫伤口愈合的机制，并为潜在诊断和治疗方法的测试提供了平台。

披露

作者声明无利益冲突。

致谢

感谢加州大学戴维斯分校教学与研究动物护理服务部（TRACS）在动物饲养、实验操作和后勤方面提供的持续支持。感谢加州大学戴维斯分校心血管研究所（CVRI）动物模型核心实验室及其负责人陈奕杰（Jay）博士（D.V.M., Ph.D.）在技术指导、支持以及拍摄手术室使用方面提供的帮助。感谢张实验室全体成员对本工作的支持。图5A 使用 BioRender.com（https://BioRender.com/ig9sfon）制作。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
注射用0.9%氯化钠，无菌Fresenius Kabi63323-186-10
25G × 5/8英寸 BD PrecisionGlide™ 针头BD305122
70%乙醇Fisher ScientificBP82031GAL
可吸收4-0薇乔缝线EthiconJ214
动物笼具VWR10712-110 和 10715-323研究人员所在动物设施提供的笼具亦可接受
动物耳标打孔器Fisher Scientific13-812-201
AutoClip伤口闭合系统Fine Science Tools12020-00
U-100胰岛素注射器Fisher Scientific14-826-79BD品牌
碘伏消毒棉签MedlineMDS093901
缓释布托啡诺，1.3 mg/mL（Ethiqa XR）Fidelis Pharmaceuticals099114其他缓释型布托啡诺或盐酸布托啡诺亦可接受
卡洛芬（RIMADYL）50 mg/mL ZoetisRIM-00284R1
弯头虹膜剪World Precision Instruments501759G
干式玻璃珠手术器械灭菌器VWR INTERNATIONAL75999-324
干式玻璃珠补充料VWR INTERNATIONAL75999-332
雌性小鼠，通常为8至12周龄，例如C3H品系Charles River025
精细剪刀——弯头，10.5 cmFine Science Tools14370-23
毛发修剪器Fisher Scientific50-195-4544
Glad Press ‘n Seal 密封袋Fisher ScientificNC1089054
丁腈手套Fisher Scientific19-130-1597C
无菌蒸馏水（H2O）Fine Science Tools15230170
手术用照明灯AmScopeHL150-AY
氯胺酮，100 mg/mL（Zetamine）Dechra501072
实验服UlineS-15376W-50
光学显微镜Fisher ScientificS13039
粘毛滚筒Fisher Scientific17-018-329
Nair脱毛膏Target049-06-3304
持针器Fine Science Tools12500-12
纸巾Scott1804
培养皿Fisher Scientific08-757-100
磷酸盐缓冲液（PBS）Thermo Fisher Scientific10010023
塑料烧杯Thermo Fisher Scientific12010250
带弯头探针探测器Fisher Scientific08-995
Fisherbrand™ 即封式灭菌袋，9 cm（宽）× 13.3 cm（高）Fisher Scientific181250
Fisherbrand™ 即封式灭菌袋，9 cm（宽）× 23 cm（高）Fisher Scientific181251
精细镊子，#5Fine Science Tools11254-20
精细镊子，#55 Fine Science Tools11295-51
电子天平Fisher ScientificS93805
手术剪Fine Science Tools14060-09
喷雾瓶Fisher ScientificS413505P
无菌酒精消毒棉片Fisher Scientific22-363-750
无菌眼科兽用软膏PuralubePH-PURALUBE-VET
用于涂抹眼膏的无菌棉签Fisher Scientific18-366-472
灭菌袋Fisher Scientific19-910-673
手术单Fisher Scientific50-209-1792
手术帽UlineS-10480BLU
外科口罩Fisher Scientific18-048-010
Thomas Scientific吸水实验台垫，尺寸16.5 × 23英寸/42 × 58厘米Fisher ScientificNC1588452
带全地板加热功能的加热/麻醉诱导舱Fisher Scientific14-370-302
伤口夹补充装Fine Science Tools12022-09
100 mg/mL赛拉嗪DechraRompun 100 mg/mL Xylazine

参考文献

  1. Bowman, Z. S., et al. Risk factors for placenta accreta: A large prospective cohort. Am J Perinatol. 31 (9), 799-804 (2014).
  2. Miller, D. A., Chollet, J. A., Goodwin, T. M. Clinical risk factors for placenta previa-placenta accreta. Am J Obstet Gynecol. 177 (1), 210-214 (1997).
  3. Solheim, K. N., et al. The effect of cesarean delivery rates on the future incidence of placenta previa, placenta accreta, and maternal mortality. J Matern Fetal Neonatal Med. 24 (11), 1341-1346 (2011).
  4. Biswas, R., Sawhney, H., Dass, R., Saran, R. K., Vasishta, K. Histopathological study of placental bed biopsy in placenta previa. Acta Obstet Gynecol Scand. 78 (3), 173-179 (1999).
  5. Cramer, S. F., Heller, D. s Placenta accreta and placenta increta: An approach to pathogenesis based on the trophoblastic differentiation pathway. Pediatr Dev Pathol. 19 (4), 320-333 (2016).
  6. Khong, T. Y., Robertson, W. B. Placenta creta and placenta praevia creta. Placenta. 8 (4), 399-409 (1987).
  7. Khong, T. Y., Cramer, S. F., Heller, D. S. Chorion laeve accreta - Another manifestation of morbid adherence. Placenta. 74, 32-35 (2018).
  8. Silver, R. M., Barbour, K. D. Placenta accreta spectrum: Accreta, increta, and percreta. Obstet Gynecol Clin North Am. 42 (2), 381-402 (2015).
  9. Stanek, J., Drummond, Z. Occult placenta accreta: The missing link in the diagnosis of abnormal placentation. Pediatr Dev Pathol. 10 (4), 266-273 (2007).
  10. Tantbirojn, P., Crum, C. P., Parast, M. M. Pathophysiology of placenta creta: The role of decidua and extravillous trophoblast. Placenta. 29 (7), 639-645 (2008).
  11. Zhang, E. T., et al. PRG2 and AQPEP are misexpressed in fetal membranes in placenta previa and percretadagger. Biol Reprod. 105 (1), 244-257 (2021).
  12. Wortman, A. C., Alexander, J. M. Placenta accreta, increta, and percreta. Obstet Gynecol Clin North Am. 40 (1), 137-154 (2013).
  13. Wu, S., Kocherginsky, M., Hibbard, J. U. Abnormal placentation: Twenty-year analysis. Am J Obstet Gynecol. 192 (5), 1458-1461 (2005).
  14. Chazotte, C., Cohen, W. R. Catastrophic complications of previous cesarean section. Am J Obstet Gynecol. 163 (3), 738-742 (1990).
  15. Jurkovic, D., et al. First-trimester diagnosis and management of pregnancies implanted into the lower uterine segment cesarean section scar. Ultrasound Obstet Gynecol. 21 (3), 220-227 (2003).
  16. Fitzpatrick, K. E., et al. Incidence and risk factors for placenta accreta/increta/percreta in the UK: A national case-control study. PLoS One. 7 (12), e52893(2012).
  17. Jauniaux, E., Gronbeck, L., Bunce, C., Langhoff-Roos, J., Collins, S. L. Epidemiology of placenta previa accreta: A systematic review and meta-analysis. BMJ Open. 9 (11), e031193(2019).
  18. Silva, B., Viana Pinto, P., Costa, M. A. Cesarean scar pregnancy: A systematic review on expectant management. Eur J Obstet Gynecol Reprod Biol. 288, 36-43 (2023).
  19. Kaelin Agten, A., et al. First-trimester cesarean scar pregnancy: A comparative analysis of treatment options from the international registry. Am J Obstet Gynecol. 230 (6), 669.e1-669.e9 (2024).
  20. Gilman, A. R., Dewar, K. M., Rhone, S. A., Fluker, M. R. Intrauterine adhesions following miscarriage: Look and learn. J Obstet Gynaecol Can. 38 (5), 453-457 (2016).
  21. Smikle, C., Yarrarapu, S. N. S., Khetarpal, S. Statpearls. , Treasure Island (FL). (2024).
  22. Dreisler, E., Kjer, J. J. Asherman's syndrome: Current perspectives on diagnosis and management. Int J Womens Health. 11, 191-198 (2019).
  23. Hanuman, S., Pande, G., Nune, M. Current status and challenges in uterine myometrial tissue engineering. Bioengineered. 14 (1), 2251847(2023).
  24. Hanuman, S., B, H. K., Pai, K. S. R., Nune, M. Surface-conjugated galactose on electrospun polycaprolactone nanofibers: An innovative scaffold for uterine tissue engineering. ACS Omega. 9 (32), 34314-34328 (2024).
  25. Buhimschi, C. S., Zhao, G., Sora, N., Madri, J. A., Buhimschi, I. A. Myometrial wound healing post-cesarean delivery in the MRL/MPJ mouse model of uterine scarring. Am J Pathol. 177 (1), 197-207 (2010).
  26. Cowell, T. P. Implantation and development of mouse eggs transferred to the uteri of non-progestational mice. J Reprod Fertil. 19 (2), 239-245 (1969).
  27. Zhang, E. T., et al. Uterine injury during diestrus leads to placental and embryonic defects in future pregnancies in mice. Biol Reprod. , (2024).
  28. Zhang, E. T. Mouse surgical model of mechanical uterine injury and subsequent embryo defects. Curr Protoc. 4 (4), e1044(2024).
  29. Freedman, M. F., Schlaff, W. D. Avoiding Asherman's syndrome: Refining our approach to uterine evacuation. Fertil Steril. 116 (4), 961-962 (2021).
  30. Jensen, P. A., Stromme, W. B. Amenorrhea secondary to puerperal curettage (Asherman's syndrome). Am J Obstet Gynecol. 113 (2), 150-157 (1972).
  31. Li, Z., et al. Uterine scarring leads to adverse pregnant consequences by impairing the endometrium response to steroids. Endocrinology. 161 (11), bqaa174(2020).
  32. Burke, S. D., Zsengeller, Z. K., Karumanchi, S. A., Shainker, S. A. A mouse model of placenta accreta spectrum. Placenta. 99, 8-15 (2020).
  33. Anderson, J. M., Rodriguez, A., Chang, D. T. Foreign body reaction to biomaterials. Semin Immunol. 20 (2), 86-100 (2008).
  34. Carnicer-Lombarte, A., Chen, S. T., Malliaras, G. G., Barone, D. G. Foreign body reaction to implanted biomaterials and its impact in nerve neuroprosthetics. Front Bioeng Biotechnol. 9, 622524(2021).
  35. Klopfleisch, R., Jung, F. The pathology of the foreign body reaction against biomaterials. J Biomed Mater Res A. 105 (3), 927-940 (2017).
  36. Itoga, R., et al. Delayed onset of infectious foreign body granuloma for nonabsorbable sutures after open Achilles tendon repair: A case report. J Foot Ankle Surg. 60 (6), 1297-1300 (2021).
  37. Bowers, D., Mckenzie, D., Dutta, D., Wheeless, C. R., Cohen, W. R. Growth hormone treatment after cesarean delivery in rats increases the strength of the uterine scar. Am J Obstet Gynecol. 185 (3), 614-617 (2001).
  38. Kuramoto, G., et al. Human mesenchymal stem cell sheets improve uterine incision repair in a rodent hysterotomy model. Am J Perinatol. 39 (11), 1212-1222 (2022).
  39. Lin, N., et al. The effect of collagen-binding vascular endothelial growth factor on the remodeling of scarred rat uterus following full-thickness injury. Biomaterials. 33 (6), 1801-1807 (2012).
  40. Oh, S. S., Narver, H. L. Mouse and rat anesthesia and analgesia. Curr Protoc. 4 (2), e995(2024).
  41. Turner, P. V., Brabb, T., Pekow, C., Vasbinder, M. A. Administration of substances to laboratory animals: Routes of administration and factors to consider. J Am Assoc Lab Anim Sci. 50 (5), 600-613 (2011).
  42. Navarro, K. L., et al. Mouse anesthesia: The art and science. Ilar Journal. 62 (1-2), 238-273 (2021).
  43. Hoogstraten-Miller, S. L., Brown, P. A. Techniques in aseptic rodent surgery. Curr Protoc Immunol. Chapter 1 (Unit 1), 12-14 (2008).
  44. Stewart, K., Schroeder, V. A. Rodent identification I. J Vis Exp. , e10189(2023).
  45. Langford, D. J., et al. Coding of facial expressions of pain in the laboratory mouse. Nat Methods. 7 (6), 447-449 (2010).
  46. Ullman-Cullere, M. H., Foltz, C. J. Body condition scoring: A rapid and accurate method for assessing health status in mice. Lab Anim Sci. 49 (3), 319-323 (1999).
  47. Stewart, K., Schroeder, V. A. Fundamentals of breeding and weaning. J Vis Exp. , e10293(2023).
  48. Behringer, R., Gertsenstein, M., Nagy, K. V., Nagy, A. Selecting female mice in estrus and checking plugs. Cold Spring Harb Protoc. 2016 (8), prot092387(2016).
  49. Phoon, C. K. L., Ren, M. Is my mouse pregnant? High-frequency ultrasound assessment. J Vis Exp. (169), e61893(2021).
  50. Greco, A., et al. High-frequency ultrasound for in vivo pregnancy diagnosis and staging of placental and fetal development in mice. PLoS One. 8 (10), e77205(2013).
  51. Heyne, G. W., et al. A simple and reliable method for early pregnancy detection in inbred mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 54 (4), 368-371 (2015).
  52. Boerma, T., Ronsmans, C. Global epidemiology of use of and disparities in cesarean sections - Authors' reply. Lancet. 394 (10192), 25(2019).
  53. Alawadhi, F., Du, H., Cakmak, H., Taylor, H. S. Bone marrow-derived stem cell (BMDSC) transplantation improves fertility in a murine model of Asherman's syndrome. PLoS One. 9 (5), e96662(2014).
  54. Park, M., et al. Perivascular stem cell-derived cyclophilin A improves uterine environment with Asherman's syndrome via hif1alpha-dependent angiogenesis. Mol Ther. 28 (8), 1818-1832 (2020).
  55. Kim, J. H., et al. Intrauterine infusion of human platelet-rich plasma improves endometrial regeneration and pregnancy outcomes in a murine model of Asherman's syndrome. Front Physiol. 11, 105(2020).
  56. Feng, Q., et al. Establishment of an animal model of intrauterine adhesions after surgical abortion and curettage in pregnant rats. Ann Transl Med. 8 (4), 56(2020).
  57. Mansouri-Kivaj, N., et al. Homogenous subpopulation of human mesenchymal stem cells and their extracellular vesicles restore function of endometrium in an experimental rat model of Asherman syndrome. Stem Cell Res Ther. 14 (1), 61(2023).
  58. Gan, L., et al. Human amniotic mesenchymal stromal cell transplantation improves endometrial regeneration in rodent models of intrauterine adhesions. Cytotherapy. 19 (5), 603-616 (2017).

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