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大鼠前肢原位移植

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DOI：

10.3791/68050

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2025年7月22日

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1Departent of Plastic and Reconstructive Surgery, Johns Hopkins University School of Medicine, 2Microsurgery and Preclinical Research Core, Comprehensive Transplant Center, Northwestern University Feinberg School of Medicine, 3Department of Surgery, University of Pennsylvania, 4Department of Plastic Surgery, Campus Charité Mitte | Campus Virchow-Klinikum, Charité – Universitätsmedizin Berlin, corporate member of Freie Universität Berlin, Humboldt-Universität zu Berlin and Berlin Institute of Health, 5Berlin Institute of Health, Charité - Universitätsmedizin Berlin, 6Department of Visceral, Transplant, and Thoracic Surgery, Medical University of Innsbruck

* These authors contributed equally

本文内容

摘要

本文介绍了一种大鼠前肢移植的显微外科手术可行性方案。该模型可作为血管化复合组织移植（VCA）研究的重要转化平台。

摘要

血管化复合组织异体移植（VCA）涉及多种组织类型的移植——包括皮肤、肌肉、骨骼和神经——为严重创伤或毁容患者提供了一种有前景的重建治疗选择。尽管该技术具有变革性潜力，但VCA仍面临诸多重大挑战，如移植物排斥反应、长期免疫抑制治疗的并发症以及神经肌肉功能恢复的复杂性。

我们采用大鼠前肢模型作为经济高效且解剖学上相关的研究平台，以应对这些挑战。大鼠前肢在解剖结构上与人类肢体高度相似，从而增强了研究结果的转化价值。既往研究已证实，该模型能够可靠且可重复地测量功能恢复情况，因此已成为评估前肢移植物排斥进程的关键工具。

此外，该模型为探索创新的治疗策略提供了宝贵的机会，并可作为新型保存技术的良好转化平台。通过对此模型的进一步研究，我们旨在深入理解移植物排斥反应和神经肌肉功能恢复的潜在机制。最终，这项工作致力于推动血管化复合组织移植（VCA）临床疗效的提升，应对移植医学领域当前的局限性以及未来的挑战。

引言

血管化复合组织异体移植（VCA）是一种能够重建严重组织缺损的改变生命的手术。VCA 指移植包含皮肤、肌肉、骨骼、结缔组织、血管和神经等多种组织的复合移植物。对 VCA 技术的进一步优化和探索，将极大地造福因创伤或畸形而遭受痛苦的患者1。然而，其更广泛的应用仍面临诸多挑战，包括移植物排斥反应、长期免疫抑制带来的并发症、神经肌肉功能恢复以及移植围手术期的物流管理等问题。

由于具有成本效益高以及与人类解剖结构和神经肌肉特征高度相似的优点，大鼠前肢模型已成为血管化复合组织移植（VCA）研究的首选模型2,3。我们先前的研究已证实，该模型可为行为功能恢复的评估提供可靠且可重复的方法4。在本研究中，我们提供了针对该模型所需的关键显微外科技术的详细分步操作指南。

随着VCA研究的不断进展，大鼠前肢模型将有助于对排斥反应机制、神经再生以及神经肌肉功能恢复进行深入研究。研究人员可利用该模型探索新的器官保存技术，评估机械灌注方法的有效性，并测试新兴的免疫调节疗法，从而可能减少目前对长期免疫抑制治疗的依赖。

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方案

手术操作均依照美国国立卫生研究院和实验动物护理与使用协会制定的指南，在约翰斯·霍普金斯大学动物护理与使用委员会（RA18M74）批准的方案下进行。

1. 供体操作步骤（图1）

  1. 通过吸入浓度为5%的异氟烷诱导麻醉，并在手术过程中维持1%的浓度。通过脚趾夹捏确认麻醉深度合适后开始操作。
  2. 在肘部上方约1 cm处做环形切口，分离皮肤并暴露下方浅层皮下组织，避免损伤组织（图1A）。
  3. 解剖皮下组织/筋膜，电凝所有浅表血管并横断。随后将暴露出三角肌、部分胸大肌以及肱三头肌。
  4. 在胸大肌下方进行钝性分离，显露肱动、静脉以及正中神经和尺神经（图1B）。
  5. 电凝三角肌上的浅表静脉并近端横断，随后垂直于肌纤维走向横断三角肌。之后解剖并横断胸大肌和胸小肌，暴露腋动脉、静脉及神经（图1C）。
  6. 在正中神经、尺神经和桡神经的近端（分叉后立即）进行横断，尽可能保留足够长度。
  7. 解剖并游离肱动脉和肱静脉。
  8. 横断肱二头肌、肱三头肌以及背阔肌，确保解剖完成后充分暴露肱骨。
  9. 使用咬骨钳在肱骨三角肌粗隆远端处剪断骨骼。
  10. 轻柔检查肱动脉和肱静脉的管腔（图1C），用6 mL肝素化生理盐水冲洗移植物。
  11. 分别在肱动脉和肱静脉上安装聚酰亚胺套管（图1D）。
  12. 用湿棉纱布包裹移植物，并在4 °C下保存。
  13. 通过过量吸入麻醉剂（异氟烷）处死供体大鼠。确认对脚趾夹捏完全无反应后，行胸廓切开术并切除心脏。

2. 受体操作步骤（图2）

  1. 通过吸入浓度为5%的异氟烷诱导麻醉，并在手术过程中以1%浓度维持。通过夹捏脚趾确认麻醉状态。
  2. 在肘部上方约1-2 cm处做环形切口。
  3. 解剖皮下血管，电凝较大血管，以暴露三角肌、部分胸大肌和肱三头肌。
  4. 在胸大肌下方进行钝性分离，显露肱血管、正中神经和尺神经。
  5. 在远端切断三角肌以及部分胸大肌和胸小肌，暴露肱血管、正中神经和尺神经（图2A）。
  6. 在远端解剖并切断正中神经和尺神经。结扎所有血管分支（图2B）。
  7. 切断肱二头肌、肱三头肌和背阔肌，以暴露肱骨。仔细电凝被切断肌肉处的出血点。
  8. 在三角肌粗隆处切断肱骨。使用骨蜡封闭骨髓腔。
  9. 使用髓内针连接供体与受体的骨髓腔，然后用骨蜡密封连接处。用6-0可吸收缝线缝合肱三头肌，从而为血管吻合建立平台。
  10. 采用间断的10-0缝线进行束膜外神经缝合，吻合桡神经。
  11. 采用无缝合套环技术进行血管吻合（图2C）。
  12. 采用间断的10-0缝线进行束膜外神经缝合，重新连接正中神经和尺神经（图2D）。
  13. 使用间断缝线重新连接三角肌和胸大肌。
  14. 用4-0不可吸收缝线关闭切口。
  15. 手术结束时，皮下注射相当于体重2%的温热无菌生理盐水。
  16. 术后在保温灯下观察动物至少4小时直至恢复。待动物清醒、能够自主直立、表现出协调运动，并能自行摄取水和食物后，将其送回动物饲养设施。

3. 移植后长期管理

  1. 每天监测动物是否出现如下定义的疼痛和痛苦迹象。
    1. 检查是否出现厌食，表现为笼内无粪便。
    2. 检查动物是否不饮水，导致脱水，表现为皮肤提拉后回弹缓慢（皮肤 tenting）。
    3. 检查动物是否蜷缩身体、不愿活动、跛行或保护手术切口部位。
    4. 检查动物是否不再理毛，表现为毛发蓬乱或污秽。
    5. 检查动物是否过度舔舐或抓挠；检查切口部位是否有红肿及自残行为。
    6. 检查是否存在攻击性行为，尤其是在尝试抓取动物时。
    7. 检查动物是否喘息、呼吸困难，以及是否有红褐色鼻腔或眼部分泌物。
    8. 检查是否出现败血症。
  2. 术后第14天拆除缝线。
  3. 在术后第2天（POD2；即首次给药后48小时）给予第二剂缓释布托啡诺（buprenorphineSR）（大鼠剂量：1.0 mg/kg，皮下注射）。
  4. 自移植后第4周开始进行每周一次的功能评估。
    1. 简要步骤如下：在全身麻醉下，将动物前肢固定于90°外展位。在腋窝处靠近胸大肌止点于肱骨的位置，插入两根相距1 mm的针电极。
    2. 经皮刺激近端正中神经（刺激电压10 V），以诱发屈肌的最大强直性收缩。
    3. 当完全屈指形成抓握时，将连接至测力计的金属环置于掌心，并固定于屈曲的指间。随后牵拉测力计直至抓握松脱，记录最大拉力（单位：牛顿，N）。

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结果

可通过肉眼观察来监测和确定移植物的存活情况。图3展示了短期（术后第7天）和长期随访（术后第120天）的代表性图像。移植物可恢复，无明显坏死迹象。存活数据见图4。在预定的实验终点同时采集皮肤和肌肉样本。代表性组织学图像见图5和图6。两图均显示出皮肤和肌肉正常的组织学特征。采用握力测试评估功能恢复情况（主要反映正中神经功能，见图7和图8）。移植术后约15周，功能恢复趋于稳定。该技术已在先前发表的研究中有详细描述5。

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讨论

大鼠前肢原位移植是实验性重建移植研究中常用的模型，因为它不仅包含带血管的复合组织，还允许评估功能恢复情况。传统的血管吻合缝合技术极为复杂，需要经过多年显微外科训练才能掌握的高阶显微外科技能。为了显著缩短手术时间并降低成本，本改良型大鼠前肢移植模型采用了无需缝合的套管血管吻合技术。该技术可显著加快显微外科培训进程，并缩短培训周期，我们在小鼠心脏移植模型6和小鼠后肢模型7中已证实了这一点。在所有与前肢移植相关的项目中，无缝合套管技术的成功率已超过90%。从技术角度来看，该方法避免了对血管壁内膜的直接手术操作，有助于减少与静态冷保存相关实验中的混杂因素。

随着该模型的建立4，我们进一步有效地调整了握力测试以及Irvine、Beatties和Bresnahan评分（IBB评分）以评估术后功能恢复情况。此外，该模型有助于对外周神经再生和肌肉萎缩进行一致的组织学评估，因此非常适用于多种创新性研究，例如新型保存技术（如机器灌注）

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披露

Gerald Brandacher 是 X-Therma 和 Ossium Health 的医学顾问。

致谢

本工作得到了资助项目1R43HL158398（NIH）、5R44AI145782（NIH）以及马里兰州干细胞项目2020-MSCRFL-5414的支持。我们谨向实验室主管Angela Estevez对本研究提供的支持表示感谢。

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材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
10-0 非无菌微型缝合线AROSurgicalTK-107038
4-0 Sharpoint 尼龙黑线esuturesA1667N
4-0 Sharpoint Polysyn 锥形缝合线esuturesG214N
5 mL 注射器MDC2045
6-0 丝线Fisher ScientificNC9742105
ABB-22 V 双微型血管夹S&T00480
B-1 V 单微型血管夹S&T00462
BD Quincke 脊髓穿刺针esutures405073
Castroviejo 微型持针器F.S.T12061-02
Chatilon DFE II 型测力计 AmetekDFE II series
棉签JH 供应商店100252
精细剪刀 - 碳化钨F.S.T14569-09
镊子S&TFRS-15 RM-8
纱布海绵Fisher Scientific22-362178
Halsted-Mosquito 止血钳F.S.T13009-12
肝素JHH 药房NDC 63323-540-05
静脉导管，不透射线，24 GesuturesSMTH5053
珠宝商双极电凝镊，不锈钢ASSI103000BPS03
圆柄 Vannas 弹簧剪刀F.S.T15400-12
特殊镊子S&TFRAS-15 RM-8
血管扩张器 - 平衡式器械F.S.T18602-15

参考文献

  1. Schneeberger, S., et al. First forearm transplantation: outcome at 3 years. Am J Transplant. 7 (7), 1753-1762 (2007).
  2. Heinzel, J. C., et al. Evaluation of functional recovery in rats after median nerve resection and autograft repair using computerized gait analysis. Front Neurosci. 14, 593545(2020).
  3. Vela, F. J., et al. Animal models used to study direct peripheral nerve repair: a systematic review. Neural Regen Res. 15 (3), 491-502 (2020).
  4. Kern, B., et al. A novel rodent orthotopic forelimb transplantation model that allows for reliable assessment of functional recovery resulting from nerve regeneration. Am J Transplant. 17 (3), 622-634 (2017).
  5. Sarhane, K. A., et al. Defining the relative impact of muscle versus Schwann cell denervation on functional recovery after delayed nerve repair. Exp Neurol. 339, 113650(2021).
  6. Oberhuber, R., et al. Murine cervical heart transplantation model using a modified cuff technique. J Vis Exp. (92), e50753(2014).
  7. Furtmuller, G. J., et al. Orthotopic hind limb transplantation in the mouse. J Vis Exp. (108), e53483(2016).
  8. Pendexter, C. A., et al. Development of a rat forelimb vascularized composite allograft (VCA) perfusion protocol. PLoS One. 18 (1), e0266207(2023).
  9. Amin, K. R., et al. Randomized preclinical study of machine perfusion in vascularized composite allografts. Br J Surg. 108 (5), 574-582 (2021).
  10. Rezaei, M., et al. Ex vivo normothermic perfusion of human upper limbs. Transplantation. 106 (8), 1638-1646 (2022).

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