需要JoVE订阅才能观看此内容。 请登录或开始免费试用

方法文章

通过大麻二酚预防化疗诱导的周围神经病变大鼠模型中的异常性疼痛与痛觉过敏

862 次观看

⸱

DOI：

10.3791/68079

⸱

2025年6月20日

 ,  ,  ,  , 
1Center for Substance Abuse Research, Department of Neural Sciences, Temple University, 2Department of Psychology, Program in Neuroscience Temple University

本文内容

摘要

CBD 与紫杉醇联合给药可防止大鼠化疗诱导的周围神经病变的发生。本方案描述了大麻素的处理方法以及在大鼠中诱导异痛表型的方法 通过 化疗药物给药，评估机械性和热性异常性疼痛，以及利用高速视频记录技术区分异常性疼痛与痛觉过敏。

摘要

本研究展示了利用化疗诱导的周围神经病变（CIPN）大鼠模型，评估非精神活性大麻素——大麻二酚（CBD）对这种综合征发展过程调节能力的实用性。 体内该方法利用化疗药物紫杉醇在动物体内诱导出异常性疼痛表型。本研究描述了如何处理和溶解大麻二酚（CBD）、给予化疗药物、评估机械性和冷敏感性，以及应用高速视频记录技术来测量动物的伤害性行为。根据所述实验步骤，数据表明CBD可防止接受治疗的动物出现异常性疼痛表型。在CBD处理组中，从第0天（紫杉醇前基线）到第7天（致敏后）的机械性和热敏感性均未出现显著变化，而对照溶剂处理组动物则表现出显著增高的敏感性。该治疗反应具有持久性，持续至数据采集的最晚时间点（7周）。引入高速 videography 技术可实现对该行为表型更为精细且无偏倚的评估（例如，镇痛与抗异常性疼痛的分类）。上述结果不仅证明了该模型在大麻素类药物特征鉴定中的实用性，也揭示了CBD在缓解神经病理性疼痛方面的潜在作用。

引言

化疗诱导的周围神经病变（CIPN）是一种感觉神经病变，是化疗治疗常见的副作用，尤其在使用紫杉烷类和铂类药物时更为普遍1,2。CIPN的一些症状包括慢性疼痛、麻木、刺痛感以及对触觉和温度的极度敏感1,2。这些疼痛性症状不仅影响患者日常生活，也干扰其癌症治疗进程。部分癌症患者为缓解该综合征导致的生活质量下降，可能会寻求降低化疗剂量甚至完全终止治疗3。目前临床上常用的CIPN治疗方法在缓解症状方面效果有限，其中包括具有显著滥用风险的阿片类药物4。迄今为止尚无治愈CIPN的方法，因此寻找安全有效的替代疗法至关重要5,6。

既往研究表明，大麻二酚（CBD）在小鼠模型中具有预防化疗诱导的周围神经病变（CIPN）发生的作用7,8。这为患者提供了一条有前景的途径，可避免CIPN可能引起的长期异样痛症状，而无需依赖疗效不确定的药物或可能有害的阿片类药物进行缓解。via。大多数使用CBD的人群，尤其是出于控制癫痫等治疗目的者，仅出现轻微副作用，且该药物通常耐受性良好9。大多数不良反应具有剂量依赖性，且随着机体逐渐适应常会有所改善。

在此广泛应用的CIPN模型中10大鼠通过给予紫杉醇以诱导神经病变，该模型可重现既往报道中部分患者在化疗干预后出现的异常性疼痛表型11该诱导的目标是建立一个具有翻译相关性的平台，用于评估此类感觉性神经病变 在体，适用于研究该综合征机制或干预措施的研究人员。机械敏感性通过 von Frey 试验进行测定，冷温度刺激则用于评估热敏感性10,11这使得能够在患者生活质量的两个最具临床重要性的终点指标上，对CBD在缓解化疗诱导周围神经病变（CIPN）方面的预防潜力进行定量评估。进一步的评估包括借助高速摄像分析伤害性行为。12,13这种对无害和有害刺激行为反应的扩展分析，能够区分化疗给药引起的异常性疼痛和痛觉过敏效应，以及大麻二酚（CBD）对这些效应的调节作用。

本方案描述了如何在大鼠中诱导化疗诱导的周围神经病变（CIPN）表型，评估并量化机械性和热性痛觉过敏，以及如何应用视频记录技术对异常性疼痛和痛觉过敏进行无偏倚且更精细的评估。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

方案

本方案已获天普大学动物护理与使用委员会批准，并遵循其批准的动物研究方案相关指南。本研究使用成年雄性Sprague-Dawley大鼠（250–300 g）。所用试剂与设备的详细信息见于 材料表.

1. 准备用于诱导化疗诱导周围神经病变（CIPN）的大麻素和化疗药物

注：图1展示了大麻二酚的溶解过程。

  1. 准备以下材料用于 CBD 的溶解及紫杉醇的稀释。
    1. 100% 乙醇（EtOH），克列莫佛（乙氧基化蓖麻油），生理盐水，棕色玻璃小瓶（x2），50 ml 锥形管（x2），CBD 粉末储备液，紫杉醇临床储备液（6 mg/mL）。
  2. 向每个50 mL锥形管中加入适量的EtOH，以配制终体积比为1:1:18的EtOH:乙氧基化蓖麻油:生理盐水混合溶剂。
  3. 称取适量的CBD，以配制出针对待测动物数量的5 mg/kg浓度。
  4. 在两个预先准备的50 mL锥形管中的一个中，将CBD溶于乙醇（EtOH）。
  5. 高速涡旋混合CBD-EtOH溶液，直至CBD完全溶解。
  6. 向每个50 mL锥形管中加入等体积的乙氧基化蓖麻油。
  7. 高速涡旋振荡各管，直至乙氧基化蓖麻油溶于乙醇。
  8. 向每个50 mL锥形管中加入适量的生理盐水，使最终比例为1:1:18。
  9. 涡旋振荡直至盐水完全溶解。
  10. 将对照溶剂溶液和CBD溶液转移至棕色玻璃瓶中。
  11. 将紫杉醇储备液用生理盐水按1:6比例稀释，使终浓度为1 mg/mL，分装于棕色瓶中，体积根据待测动物数量确定。
  12. 使用带铝帽的橡胶瓶塞密封棕色小瓶。
    注意：若在实验开始前配制，溶剂、溶剂 + CBD 及紫杉醇的样品管可在 4–8 °C 下保存最多 7 天。冷藏的样品管在注射前需恢复至室温。此外，需注意若非立即使用，配制好的大麻素试剂必须储存于玻璃容器中，以防止试剂粘附于容器壁或从溶液中析出。

2. 在大鼠中诱导异常性疼痛表型

  1. 准备以下紫杉醇注射所需的材料：
    1. 配制好的 1 mg/mL 紫杉醇储备液、一次性 1 mL 注射器（x n 只大鼠）、25 G 注射针头（x n 只大鼠）、化疗废弃物锐器盒，以及用于采集动物体重的电子天平。
  2. 使用唯一标识对大鼠进行编号或标记。
    注意：动物应在实验开始前至少适应饲养环境 1 周。
  3. 采集每只动物的体重数据。
  4. 根据动物体重，为每只大鼠准备相应体积的紫杉醇注射液（所有动物）以及溶剂或大麻二酚（CBD）（按处理组别区分）。本实验中，注射体积为 1 µL/g 体重。
  5. 通过腹腔注射给予紫杉醇与溶剂，或紫杉醇与 CBD。
    1. 注射时，用非优势手从背部抓握大鼠，食指与拇指在颈部交汇，中指与拇指在肩部下方交汇，无名指和小指固定身体以实现固定。
    2. 将大鼠后肢稳定贴紧身体。
    3. 操作时需注意避免对动物施加过大的压力，以防造成损伤。
      注意：操作大鼠时始终存在被咬伤或抓伤的风险。为降低此类风险，实验人员可佩戴防咬手套等额外个人防护装备（PPE）。
    4. 在手动固定并稳定大鼠的同时，将其身体倾斜，使腹部易于接触注射器。
    5. 将 1 mg/mL 紫杉醇注射至动物右下腹区域，并将注射器丢弃至化疗废弃物锐器盒中。
    6. 将溶剂或 CBD 按 1 µL/g 体重剂量注射至动物左下腹区域，并将注射器丢弃至普通锐器盒中。
      注意：交替注射部位可减轻动物不适，并减少注射部位可能发生的刺激反应。
    7. 此步骤标记为实验第 1 天。在第 2–4 天重复该过程，以诱导异常性疼痛表型。在此期间，请遵循机构规定的化疗污染笼具处理流程。
    8. 在第 0 天测量基础机械性和热性异常性疼痛值，方法见步骤 3。如步骤 4 所述，在建立基线时可加入额外刺激。分析这些刺激在第 0 天的数值对于生成疼痛评分是必要的。
    9. 重复步骤 2.5.8，直至动物表现出稳定且可重复的基线反应，以避免因适应不足导致的反应异质性。
      注意：不得中断异常性疼痛表型的诱导过程。若实验人员无法连续 4 天完成注射，可采用其他给药方案实现相似的表型诱导效果。此外，可通过适当调整初始溶剂或 CBD 溶液体积，将紫杉醇与溶剂或 CBD 混合为单一注射液进行注射（而非两次注射），前提是最终混合物中 CBD 浓度维持在 5 mg/mL，紫杉醇浓度维持在 1 mg/mL。操作化疗锐器时应格外小心，防止实验人员意外暴露。

3. 致敏后机械和热敏感性的评估

注意：图2 显示了本研究使用的示意图装置。

  1. 准备以下材料用于机械和冷敏感性检测：
    1. von Frey 纤维丝（4–100 g）、干冰、15 mL 圆锥形管、隔离舱、金属丝底网、¼ 英寸玻璃板和秒表。
  2. 在实验第 7 天开始评估（例如，末次化疗/处理条件注射后第 3 天）。
  3. 组装 von Frey 检测和热敏感性检测用隔离舱。
    1. 将用于机械敏感性检测的隔离舱（6 个舱室，由塑料隔板分隔）放置在距实验台面 20 cm 高的金属丝底网上。
    2. 将用于热敏感性检测的隔离舱（单个舱室）放置在距实验台面 20 cm 高的 ¼ 英寸厚玻璃表面上。
  4. 将动物单独放入用于机械性异常性疼痛检测的隔离舱中。
  5. 在开始检测前，让动物在隔离舱中适应环境 15 分钟。
  6. 进行手动 von Frey 检测以评估机械敏感性。本方法描述的是手动 von Frey 检测，但也可使用电子 von Frey 检测替代手动检测14。
    1. 从对应最小力值（例如 4 g）的纤维丝开始，对右后足底中部施加压力，使纤维丝弯曲成 C 形并持续 6 秒。
      注：研究人员报告右后足与左后足之间差异较小，但实验人员应在不同动物间保持一致。每种刺激重复 5 次试验。
    2. 对每只待测动物重复上述操作。
    3. 依次增大纤维丝力值，重复步骤 3.5.1–3.5.2，直至在至少 5 次试验中的 2 次观察到疼痛反应（例如足部回缩）。
    4. 记录引发足部反应的纤维丝力值（单位：克）。
    5. 重新测试下一个较低力值的纤维丝，观察是否出现足部回缩。若未观察到反应，则记录的克数力值为最终结果。
    6. 若动物在此步骤中出现反应，则记录新的纤维丝克数力值，并重新测试下一个更低力值的纤维丝。重复此过程，直至较低力值的纤维丝不再引发反应。代表性数据见 图 3A、C。
  7. 进行冷敏感性检测。
    1. 将动物从机械敏感性检测隔离舱中取出，放入热敏感性检测隔离舱中。
    2. 用干冰填充 15 mL 圆锥形管，使最终形成的冰粒从管口突出。
    3. 将干冰接触放置于动物右后足附近的玻璃表面。
    4. 使用秒表记录动物因温度刺激而出现足部回缩所需的时间。代表性数据见 图 3B。
    5. 将大鼠放回其原饲养笼中。
    6. 重复步骤 3.7 的所有操作，直至所有动物完成检测并返回其原饲养笼。
      注：还需注意在此阶段应持续监测动物的行为和体重，观察是否存在任何痛苦迹象。若动物出现基础疼痛行为或在长期实验过程中体重持续下降，应终止研究，并根据标准动物操作技术实施安乐死。若动物在整个实验过程中未表现出痛苦，则应在最后一次检测结束后实施安乐死。

4. 机械敏感性评估 通过 高速摄像

  1. 组装以下材料以进行机械敏感性检测和视频记录：
    1. 隔离室，金属丝网地板，棉签，化妆刷，大头针，高速相机，红外光源，配备兼容分析软件的笔记本电脑
  2. 结合先前所述的机械敏感性测试进行评估11或作为独立检测方法，如下所述。
  3. 将机械敏感性检测用隔离室（单室）放置在距实验台面20 cm高的金属丝网地板上，组装隔离室。
  4. 将相机安装在三脚架上，置于距离隔离室约1至2英尺、角度约为45度的位置。
  5. 将红外灯放置在三脚架上，以照亮实验箱体，便于实验操作及后续评分。
  6. 将动物单独放入隔离室中，以进行机械刺激评估。
  7. 在开始测试前，让受试对象在隔离室中适应15分钟。
  8. 使用不同刺激进行机械敏感性的躯体感觉测试图4).
    1. 使用配备Photron FastCAM Analysis软件的笔记本电脑，以每秒2000帧的速度记录每次刺激（按下相应按钮开始录制）时的分离室情况。
    2. 使用棉签在记录过程中轻轻接触大鼠后爪的棉签尖端，记录完成后即停止。
    3. 使用化妆刷从后向前擦拭后足，并在完成后停止。
    4. 使用针头对大鼠后爪进行低压力和高压力针刺。对于低压力针刺，轻轻将针头接触后爪，接触后立即撤回，同时进行记录，完成后停止操作。
    5. 对于高压针刺，将针头迅速刺入后肢足垫，接触后立即记录并撤出，操作完成后停止。
    6. 将动物放回其饲养笼中。
    7. 对每只待测动物重复上述步骤。
  9. 手动评估记录的伤害性行为 通过 使用 FastCAM 软件处理视频的高速摄像技术15，如所示 图 5A，B.
    1. 测量刺激足爪后从网格地板到其最高点的足爪高度（单位：cm）。在软件中执行此操作时，导航至 尺寸 > 测量 并选择 两点.
      1. 播放视频，观察整个足部运动过程，以确定足部在初始上抬运动中达到最高点的时刻。选择足部一个清晰可辨的区域（例如足底表面的中心、脚趾与足部的交界处、足跟等），并将其设为初始点。
      2. 将视频倒回至刺激前该区域的位置，并在 y 轴上对应位置标记第二个点。确保测量线保持与 y 轴平行，不得倾斜。高度值将显示在屏幕左上角15。
    2. 通过计算从初始抬起到最高点的距离（单位：厘米）除以这两个时间点之间的时间（单位：秒），确定足部运动速度。该测量可在软件中通过选择“Dimensions”（尺寸）功能完成。 > 测量与选择两点
    3. 播放视频以观察整个足部运动过程，识别足部开始首次向上运动的帧。通过在此运动过程中选择两个不同帧中的点，并计算两点间距离除以帧数或起止帧之间经过的时间，来测量足部运动速度。15.
    4. 评估视频中动物的眼眶收紧、甩爪、护爪和跳跃行为。例如，若动物在刺激过程中表现出上述任一行为，则其伤害性防御行为评分为1。
      注意：在施加刺激期间，当眼睛从完全睁开变为部分或完全闭合时，记为眼眶收缩；当观察到前爪出现高频抽动时，记为甩爪；当施加刺激期间有三个或更多只爪子脱离金属丝网格地板时，记为跳跃。
    5. 使用刺激的基线数据，按照先前所述方法为该动物群生成分布和误差估计15简而言之，在治疗前基线期，记录每只实验动物对静态触碰、动态触碰、轻度针刺和重度针刺刺激反应的视频，以捕捉其可能的行为特征全貌。
      1. 计算每种行为特征（速度、高度、疼痛评分）在所有刺激条件（静态触碰、棉签触碰、轻度针刺、重度针刺 ）下各组的平均值和标准差。
    6. 使用第 4.9.4 步生成的变量以及先前所述的方法，从每个视频中观察到的原始数据生成 z 分数16.
    7. 使用统计分析软件，通过主成分分析将所有z分数合并为一个一维特征值17这使得三维数据集中的转换后z分数能够被合并计算为一个单一的加权总值16.
    8. 绘制由PCA生成的疼痛评分，以涵盖这些多维度行为，区分与有害刺激和无害刺激相关的行为（图5C使用统计分析软件。
      注意：视频辅助的机械性测试在冯·弗雷测试的基础上增加了维度，可用于描述和区分化疗诱导的周围神经病变（CIPN）中的抗异常性疼痛与镇痛作用。视频评分也可由未参与感觉测试的实验人员独立完成，这一方法既能有效减少实验者偏倚，又能提升所获取信息的深度。需注意的是，该方法依赖于专用的硬件、软件及统计技术，应作为对前文所述更易实施方法的补充。此外，由于摄像设备生成的文件体积较大，数据采集过程耗时较长，文件存储空间可能成为限制因素。这些因素应在实验设计初期予以充分考虑。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

结果

该CIPN模型在大鼠中引发的行为学结果具有高度可重复性和一致性。图3A展示了对照组和CBD处理组动物在基线期及紫杉醇给药后的机械敏感性变化。在基线期，Sprague-Dawley大鼠通常在von Frey纤维丝施加26–60 g力时开始出现抬足反应。在实验第0天，两个处理组均表现出这一特征。紫杉醇给药后，溶剂对照组动物对最低克数的纤维丝（例如4–6 g）即产生敏感反应。本研究观察到相同现象，此前已有报道11。本研究证明，若CBD与紫杉醇联合给药，可显著减轻此类敏感化反应。CBD处理组动物的反应维持在基线水平，第7天与第0天之间无统计学显著差异。此外，该效应具有持久性。图3C显示，在未进行额外干预的情况下，该效应可持续至实验第49天。化疗处理诱导的表型在数周内保持稳定且一致，本研究及先前关于大麻素类化合物的研究均已证实11。在此期间必须维持紫杉醇+溶剂对照组，以确保任何异常性疼痛的调节作用均归因于治疗干预，并确认对照组动物未出...

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

讨论

化疗诱导的周围神经病变大鼠模型可重现接受某些类型化疗的患者中最常报告的两种影响生活质量的问题，即机械和热敏感性异常。利用该模型，可通过相对经济且高效的方法对这些敏感性进行定量评估 通过 通过干冰暴露进行冯·弗雷细丝测试和热敏感性检测。该方法还提供了一种额外的、更为特化的检测手段 通过 高速摄像技术，可用于比上述更易采用的方法更为详细且无偏倚的分析。该模型是研究CIPN实验治疗的重要工具，而CIPN是一种亟需新治疗方案的综合征。

本文所述工作聚焦于非精神活性的大麻素CBD。本方法介绍了如何有效处理和储存CBD——大麻素是高度非极性的分子，在实验准备过程中需要特别注意。为了使CBD（及其他大麻素）充分溶解而不发生沉淀，必须严格按照本文所述步骤逐步操作。应先将粉末储备液直接溶于乙醇中，再用蓖麻油稀释，最后用生理盐水定容，每一步之间均需充分涡旋混匀。若尝试将粉末直接溶于完整的给药载体中，会导致CBD从溶液中析出。此外，储存时应使用玻璃小瓶而非塑料管，以避免溶液中的成分发生吸附或活性损失。CBD具有光敏性，因此建议使用棕色避光瓶。该溶液还可能受到氧化和温度...

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

披露

作者无任何利益冲突需要披露。

致谢

作者感谢 Ward 实验室和 Wimmer 实验室在本项目中提供的支持。本工作由美国国立卫生研究院神经疾病与卒中研究所资助 [项目编号 R42 NS120548-02]。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
大麻二酚Caymen Chemical90080密歇根州安娜堡
克列莫佛Millipore-Sigma238470密苏里州圣路易斯
乙醇Millipore-SigmaE7023密苏里州圣路易斯
FastCAM 分析软件 Photonhttps://photron.com, 开源
高速相机Photron AX 50 
红外光源 CMVision IP65 
生理盐水Millipore-SigmaS0817密苏里州圣路易斯
紫杉醇天普大学医院药房N/A宾夕法尼亚州费城
斯普拉格-道利大鼠（250–300 g） Taconic Laboratories, 新泽西州克兰伯里

参考文献

  1. Zhang, X., Chen, W. W., Huang, W. J. Chemotherapy-induced peripheral neuropathy. Biomed Rep. 6 (3), 267-271 (2017).
  2. Sałat, K. Chemotherapy-induced peripheral neuropathy: part 1-current state of knowledge and perspectives for pharmacotherapy. Pharmacol Rep. 72 (3), 486-507 (2020).
  3. Velasco, R., Bruna, J. Chemotherapy-induced peripheral neuropathy: An unresolved issue. Neurología (English Edition). 25 (2), 116-131 (2010).
  4. Zajaczkowską, R., et al. Mechanisms of chemotherapy-induced peripheral neuropathy. Int J Mol Sci. 20 (6), 1451(2019).
  5. Cavaletti, G., et al. Cannabinoids: An effective treatment for chemotherapy-induced peripheral neurotoxicity. Neurother. 18 (4), 2324(2021).
  6. Lowe, H., Toyang, N., Steele, B., Bryant, J., Ngwa, W. The endocannabinoid system: A potential target for the treatment of various diseases. Int J Mol Sci. 22 (17), 9472(2021).
  7. Ward, S. J., Ramirez, M. D., Neelakantan, H., Walker, E. A. Cannabidiol prevents the development of cold and mechanical allodynia in paclitaxel-treated female C57Bl6 mice. Anesth Analg. 113 (4), 947-950 (2011).
  8. Ward, S. J., et al. Cannabidiol inhibits paclitaxel-induced neuropathic pain through 5-HT(1A) receptors without diminishing nervous system function or chemotherapy efficacy. Br J Pharmacol. 171 (3), 636-645 (2014).
  9. Iffland, K., Grotenhermen, F. An update on safety and side effects of cannabidiol: A review of clinical data and relevant animal studies. Cannabis Cannabinoid Res. 2 (1), 139(2017).
  10. Bacalhau, C., Costa-Pereira, J. T., Tavares, I. Preclinical research in paclitaxel-induced neuropathic pain: A systematic review. Front Vet Sci. 10, 1-17 (2023).
  11. Ippolito, M. J., Hayduk, S. A., Kinney, W., Brenneman, D. E., Ward, S. J. KLS-13019, a novel structural analogue of cannabidiol (CBD) and GPR55 receptor antagonist, prevents and reverses chemotherapy-induced peripheral neuropathy (CIPN) in rats. J Pharmacol Exp Ther. 391 (2), 231-240 (2024).
  12. Brenner, D. S., Golden, J. P., Gereau, R. W. IV A novel behavioral assay for measuring cold sensation in mice. PLoS ONE. 7 (6), 1-08 (2012).
  13. Zeid, D., et al. Paternal morphine exposure in rats reduces social play in adolescent male progeny without affecting drug-taking behavior in juvenile males or female offspring. Mol Cell Neurosci. 126, 103877(2023).
  14. Deuis, J. R., Dvorakova, L. S., Vetter, I. Methods used to evaluate pain behaviors in rodents. Front Mol Neurosci. 10 (284), 1-17 (2017).
  15. Burdge, J., Fried, N. T., Abdus-Saboor, I. Using high-speed videography for objective and reproducible pain measurement on a mouse pain scale. STAR Protoc. 2 (1), 1-16 (2021).
  16. Toussaint, A. B., et al. Chronic paternal morphine exposure increases sensitivity to morphine-derived pain relief in male progeny. Sci Adv. 8 (7), 1-17 (2022).
  17. Abdus-Saboor, I., et al. Development of a mouse pain scale using sub-second behavioral mapping and statistical modeling. Cell Rep. 28 (6), 1-33 (2019).
  18. Faraji, J., et al. Sex-specific stress and biobehavioral responses to human experimenters in rats. Front Neurosci. 16, 1-14 (2022).
  19. Bigelow, L. J., Pope, E. K., MacDonald, D. S., Rock, J. E., Bernard, P. B. Getting a handle on rat familiarization: The impact of handling protocols on classic tests of stress in Rattus norvegicus. Lab Anim. 57 (3), 259-269 (2023).
  20. Bryda, E. C. The mighty mouse: The impact of rodents on advances in biomedical research. Missouri Med. 110 (3), 207-211 (2013).
  21. Gadgil, S., et al. A systematic summary and comparison of animal models for chemotherapy induced (peripheral) neuropathy (CIPN). PLoS One. 14 (8), 1-17 (2019).

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

重印与许可

探索更多文章

化疗诱导的神经病变大麻二酚治疗大鼠神经病变模型紫杉醇给药机械敏感性冷敏感性高速视频记录伤害性行为神经病理性疼痛痛觉过敏预防

本文已发表

视频即将推出

联系我们
向图书馆推荐

隐私政策

使用条款

政策

版权所有 © 2026 MyJoVE Corporation。保留所有权利。