需要JoVE订阅才能观看此内容。 请登录或开始免费试用

方法文章

交叉互换的频率与分布 秀丽隐杆线虫 利用实时PCR进行SNP分型的减数分裂分析

1.2K 次观看

⸱

DOI：

10.3791/68183

⸱

2025年7月11日

 ,  ,  , 
1Graduate School of Biology-Oriented Science and Technology, Kindai University, 2Department of Genetic Engineering, Faculty of Biology-Oriented Science and Technology, Kindai University, 3Graduate School of Frontier Biosciences, Osaka University

本文内容

摘要

本方案提供了一种用于测量秀丽隐杆线虫（Caenorhabditis elegans）减数分裂过程中交叉互换频率和分布的方法。通过实时PCR进行单核苷酸多态性基因分型，以确定染色体的来源。利用四点定位法，可确定每条染色体左臂、中心区域和右臂的交叉互换分布情况。

摘要

Caenorhabditis elegans 是研究减数分裂的优良模式生物。除了具有繁殖周期短、子代数量多、通体透明便于成像等普遍优势外，其还具有六对同源的全着丝粒染色体。该生物中存在强烈的交叉互换干扰以及对交叉互换分布的调控机制。为测量交叉互换频率，已发展出可见标记作图、snip-SNP作图以及对交叉互换形成前体的细胞学标记进行定量等方法。本文介绍一种改良的SNP基因分型方法，用于测定 C. elegans 卵子发生过程中的交叉互换频率与分布。该方法可省去繁琐的限制性酶切和凝胶电泳步骤，并避免对未切割DNA条带的模糊判读。单核苷酸多态性（SNP）基因分型利用布里斯托尔/夏威夷杂交品系进行。通过将雌雄同体与表达 myo-3p::GFP 的雄虫杂交，可特异性聚焦于卵子发生过程。单条线虫裂解液即可提供足以覆盖全部六条染色体的DNA模板。基于5'外切酶的TaqMan化学反应结合SNP特异性的minor groove binder（MGB）探针，可实现对SNP位点的精确检测，基因分型准确率约为97.7%。我们利用SNP的精确检测来测定 C. elegans 中的交叉互换频率。该方法还可应用于雄性个体或交叉互换缺陷型突变体中交叉互换频率的测定，以及更特定染色体区间的分析。

引言

同源染色体之间的交叉形成对于染色体的正确分离以及遗传多样性的产生至关重要1。交叉形成过程中的错误会导致非整倍体，进而引发不孕、流产和出生缺陷2。交叉频率因染色体区域、突变类型、年龄和性别而异，因此需要在各种条件下准确测量交叉频率3,4,5。本方法的总体目标是准确测定每条染色体区域的交叉频率，从而精确确定C. elegans染色体全长上交叉事件的分布情况。

传统上，利用形态学标记进行两点测交被用于测量交换频率6,7,8,9,10。在 C. elegans 中，常使用体形短胖（Dpy）和运动不协调（Unc）等表型来构建染色体图谱6。该方法的优点是成本低，并能分析大量子代。其缺点包括目标位点选择受限，以及无法使用致死性子代，因为它们的表型不可见。为了克服位点选择不便的问题，Tc1转座子已被用作多态性序列标签位点（STS）的标记11,12。Tc1可通过PCR和电泳进行检测。标准的Bristol N2品系含有30个Tc1转座子拷贝，而来自法国Bergerac的 C. elegans 分离株（RW7000和DP13）则含有500个Tc1拷贝。因此，不同分离株间Tc1转座子的数量和分布存在差异，可通过PCR分析不同分离株杂交后产生的子代染色体。随后，单核苷酸多态性（SNP）也被用于测量交换频率和分布13,14。Bristol N2与夏威夷CB4856品系之间的SNP每1,000 bp出现一次15,16。SNP通过PCR、限制性酶切和电泳，以限制性片段长度多态性（RFLP）的形式进行检测。最近，Bristol N2与夏威夷CB4856之间的短插入/缺失（InDel）位点以及SNP被提出作为更高效的标记17。然而，使用Tc1、RFLP和InDel测量交换频率需要进行PCR、限制性内切酶处理和电泳等耗时费力的步骤。如果在大规模分析中每一步骤未得到优化，结果可能因PCR准确性、所用限制性内切酶类型、DNA切割效率以及电泳过程中条带的清晰度和分离效果等因素而被误判。相比之下，本研究所提出的方法利用实时PCR进行SNP基因分型，从而实现准确且精确的定量分析。

交换事件在染色体上的分布并非随机。C. elegans 中的单次交换倾向于更频繁地发生在染色体臂区，而在中心区域则受到抑制3,5。基于形态学的两点作图法无法确定交换事件在标记基因之外的具体位置。相反，SNP作图可增加标记密度，并已被证明有助于确定交换在整个染色体上的精确区域5,14,18。在本研究中，我们采用了Rockman和Kruyglyak提出的染色体结构域边界5，并选取了四个SNP位点进行分析：分别位于染色体的两端，以及中心区与臂区边界的两端。

通过利用已有方法，我们提出了一种基于TaqMan 5'核酸酶实时PCR技术的准确且快速的SNP检测方法19，用于检测每条染色体左臂、中心区域和右臂之间的交换事件。与先前研究中报道的其他技术相比20,21,22，本方法的优势在于其准确性和操作简便性。该方法是一种应用于线虫C. elegans的qPCR交换分析技术，广泛适用于从事减数分裂研究的科研人员。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

方案

1. 首次遗传杂交

  1. 准备交配平板，即在35 mm培养皿中加入普通线虫生长培养基（NGM）平板，并接种少量OP50菌液（直径约5 mm）。
  2. 在交配平板上放置三只Bristol N2品系（或具有Bristol遗传背景的突变体）的L4期雌雄同体线虫和九只夏威夷CB4856品系的年轻成年雄虫（图1A）。
    注意：若需分析具有高胚胎致死率的突变体，在此杂交实验中必须使用带有Bristol和夏威夷双重遗传背景的平衡突变体。为获得具有夏威夷遗传背景的突变体，需将Bristol背景的突变体与夏威夷品系进行至少六次回交，直至所有目标SNP位点均转变为夏威夷背景。最终获得的夏威夷背景突变体仅在突变区域和平衡染色体上保留Bristol遗传背景。
  3. 将平板置于20 °C培养箱中孵育1.5天，以完成两个品系的交配。随后将每只雌雄同体线虫转移至新的、含有OP50的独立NGM平板上。
  4. 将平板置于20 °C培养箱中继续培养1天，使其产下受精卵。之后将每只雌雄同体线虫再次转移至新的、含有OP50的独立NGM平板上。
  5. 将平板继续在20 °C培养箱中培养1天，使其再次产卵。随后移除所有雌雄同体线虫。将平板保留在20 °C培养箱中继续培养0.5至1天，使后代发育至L4期。

2. 第二次杂交

  1. 选取六只杂交L4期雌雄同体（Bristol/Hawaiian杂交种）和12-15只ccIs4251[(pSAK2) myo-3p::GFP::LacZ::NLS + (pSAK4) myo-3p::mitochondrial GFP + dpy-20(+)] I（TTS24）Bristol雄虫，转移到新的交配平板上（图1B）。
    注意：ccIs4251插入株系来自秀丽隐杆线虫遗传中心（Caenorhabditis Genetics Center），必须与野生型N2株系回交六次以上。
  2. 将平板置于20 °C培养箱中培养1.5天以完成交配。随后将每只雌雄同体转移到含有OP50的新NGM平板上。
  3. 将平板置于20 °C培养箱中培养1天，使其产下受精卵。再将每只雌雄同体转移至新的单独NGM平板（含OP50）上。
  4. 继续在20 °C培养箱中培养1天，使其再次产下受精卵。随后将每只亲代雌雄同体转移至含3 µL裂解缓冲液的PCR管中，用于检测第一次杂交是否成功。
  5. 通过PCR检测亲本在V号染色体某一区域的基因型，确认其为Bristol/Hawaiian杂交个体，并使用2.5%琼脂糖凝胶电泳分离PCR产物。
    1. 在SNP位点WBVar01973670处，Bristol基因组的PCR扩增片段长度为220 bp，Hawaiian基因组的为196 bp。若PCR结果显示亲本为Bristol纯合子，则表明第一次杂交发生了自体受精。此类线虫的子代不得用于后续分析。

3. 取样

  1. 配制线虫裂解缓冲液：50 mM KCl，10 mM Tris（pH 8.2），2.5 mM MgCl2，0.45% IGEPAL CA-630（NP-40），0.45% Tween 20，以及 0.01% 明胶。通过过滤除菌后室温保存。使用前立即向 1 mL 裂解缓冲液中加入 3 µL 的 20 mg/mL 蛋白酶 K（溶于 H2O），分装后于 -20 °C 保存。
  2. 在将线虫加入各个 PCR 管之前，使用荧光体视显微镜检查第二次杂交后代体壁肌肉中 GFP 的表达情况。放大倍数为 6.1–55 倍，激发波长为 440–460 nm。
  3. 挑选单个 GFP 阳性线虫，加入含有 3 µL 线虫裂解缓冲液的 PCR 管中（图 1C）。在 360 个 PCR 管中，每管收集一个成年雄性杂交后代，共收集 360 个（90 个 × 4 个生物学重复）。
    注意：为避免挑取自体受精的后代，应选择 GFP 阳性的个体进行取样。未交配的雌雄同体若处于 L4 期之前也可用于常染色体分析，但由于其 X 染色体数目与雄性不同，在分析 X 染色体时，必须待其发育至 L4 期后鉴定性别并进行取样。
  4. 将样品置于 -80 °C 冰箱中冷冻 5 分钟。样品可在 -80 °C 条件下保存，直至开始裂解步骤。
  5. 在分析具有高胚胎致死率的突变体时，应收集死亡胚胎而非活体幼虫，以获得无偏倚的结果。收集胚胎时，使用移液器尖端吸取 0.5 µL 的几丁质酶溶液（20 mg/mL 几丁质酶，50 mM NaCl，70 mM KCl，2.5 mM MgCl2，2.5 mM CaCl2），并在产卵后 4 小时内完成胚胎收集。
    注意：产卵超过 4 小时的死亡胚胎不适合用于 PCR 分析，可能由于基因组 DNA 已发生降解。

4. 样品裂解

  1. 将PCR管置于PCR仪中，60 °C 反应1小时，随后95 °C 反应15分钟。向每管中加入100 µL无核酸酶水，充分混匀。
  2. 将样品储存在-20 °C，直至开始进行实时PCR的SNP基因分型。

5. SNP 分型

  1. 按如下方法配制混合液（图2）。在1.5 mL离心管中加入125 µL主混合液（Master Mix）、6 µL SNP基因分型探针（40x）、280 µL去离子水（DW）、正向引物（450 nM）、反向引物（450 nM）、探针1（100 nM）和探针2（100 nM）。
    注意：探针和引物序列见表1。
  2. 通过反复吹打混匀，确保浓度均匀。使用12通道移液器将4 µL混合液加入置于支撑底座上的96孔PCR板的每个孔中。
  3. 向每个孔中加入1 µL含有基因组DNA的裂解液，并通过反复吹打混匀。
  4. 设置阳性对照，即Bristol纯合子、Hawaiian纯合子和Bristol/Hawaiian杂合子，同时设置三个无模板对照作为阴性对照（图3A）。
  5. 使用光学粘性封膜密封PCR板。使用压膜器从每孔边缘开始按压，确保封膜贴合紧密。
  6. 短暂离心PCR板，使液体沉至孔底并去除液体中的气泡。
  7. 将PCR板放入实时荧光定量PCR仪中。在软件中点击创建新实验 按钮。
  8. 在“属性设置”中，将仪器类型设为QuantStudio 1 System，模块类型设为96孔0.2 mL模块，实验类型设为基因分型，化学类型设为TaqMan试剂，运行模式设为快速模式。
  9. 在“方法设置”中，将反应体积设为5 µL（确保与实际反应体系一致），循环数设为40个循环（默认值）。温度和时间设置如下：预读阶段为25 °C持续30 s，孵育阶段（酶活化，热启动）为95 °C持续20 s，PCR扩增阶段为95 °C持续1 s、60 °C持续20 s，后读阶段为25 °C持续30 s。
  10. 在“板设置”中，将样品和对照的位置与软件界面上的各孔位置一一对应。
  11. 将实验文件保存至U盘，导入实时荧光定量PCR仪，然后点击运行 按钮。

6. 数据分析

  1. 将结果保存至U盘，并转移至计算机进行数据分析。
  2. 使用以下公式分析实时ΔRn（dRn）数据，其中Rn（归一化报告荧光信号）为报告染料VIC和FAM的荧光信号，通过除以被动参比染料ROX的荧光信号进行归一化处理。
    dRn = Rn - 基线
  3. 查看等位基因 discrimination 图谱。
  4. 确认聚类分离情况（图3B）。在等位基因 discrimination 图中，Bristol纯合子位于右下角，Bristol/Hawaiian杂合子位于右上角，Hawaiian纯合子位于左上角，阴性对照位于左下角。使用以下颜色编码：
    红色：Bristol等位基因
    蓝色：Hawaiian等位基因
    绿色：杂合子
    黑色：阴性对照
  5. 将结果导出为电子表格文件，并整合全部四个SNP位点的基因分型数据。若连续四个位点均未能确定基因型，则在计算N值时排除该样本数据。每块板使用90个样本进行分析。
    1. 按如下方式识别交换事件：若第#1位点为Bristol/Hawaiian杂合子，而第#2–#4位点均为Bristol纯合子 [B/H]-[B/B]-[B/B]-[B/B]，或第#1位点为Bristol纯合子而第#2–#4位点均为Bristol/Hawaiian杂合子 [B/B]-[B/H]-[B/H]-[B/H]，则表明在第#1与#2位点之间发生了一次单交换（位于染色体左臂某处）。类似地，[B/H]-[B/H]-[B/B]-[B/B] 或 [B/B]-[B/B]-[B/H]-[B/H] 表示在#2与#3位点之间发生单交换（位于染色体中部区域），而 [B/H]-[B/H]-[B/H]-[B/B] 或 [B/B]-[B/B]-[B/B]-[B/H] 表示在#3与#4位点之间发生单交换（位于染色体右臂某处）。
      注：双交换共有六种模式。左侧与右侧：[B/B]-[B/H]-[B/H]-[B/B] 和 [B/H]-[B/B]-[B/B]-[B/H]；左侧与中部：[B/B]-[B/H]-[B/B]-[B/B] 和 [B/H]-[B/B]-[B/H]-[B/H]；中部与右侧：[B/B]-[B/B]-[B/H]-[B/B] 和 [B/H]-[B/H]-[B/B]-[B/H]。

7. 统计分析

  1. 将数值输入 SPSS Statistics 软件（IBM）。为比较染色体左臂、中心区域和右臂的交叉分布，输入在左臂有交叉的 82 条染色体、在中心区域有交叉的 20 条染色体，以及在右臂有交叉的 68 条染色体。
  2. 进行方差分析（ANOVA）和邦弗罗尼校正，并使用双尾 p 值确定统计学显著性。根据需要进行尽可能多的比较，例如左臂与中心区域，或野生型与突变型之间的比较。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

结果

我们通过SNP基因分型检测方法，检测了C. elegans染色体II上的四个SNP位点，以量化整条染色体全长、左臂、中央区域以及右臂的交叉重组事件形成情况。SNP检测操作按照制造商提供的说明书进行。反应主混合液包含Taq DNA聚合酶、热不稳定的尿嘧啶-N-糖基化酶（UNG）、含dUTP的dNTP以及被动参比ROX染料。Taq DNA聚合酶在95 °C时被激活，可在低温下抑制非特异性扩增。UNG与dUTP可降解先前扩增的PCR产物，防止残留污染及潜在的假阳性结果23。

基于包含SNP位点的1 kb基因组DNA序列，由赛默飞世尔科技公司（Thermo Fisher Scientific）设计生成了特异于SNP的探针和PCR引物组（表1）。Bristol探针的5'端标记有VIC荧光染料，3'端连接非荧光淬灭剂（NFQ）和小沟结合物（MGB）。MGB可使基因组与探针在较高熔解温度下发生退火，缩短荧光报告基团与NFQ之间的距离，从而提高FRET淬灭效率24...

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

讨论

本文介绍了一种基于布里斯托尔/夏威夷杂交品系后代的 SNP 分型来测定 C. elegans 减数分裂中交叉频率和分布的方法。传统的 snip-SNP 方法（RFLP）在 PCR 扩增后需要进行凝胶电泳，且 DNA 条带的检测依赖凝胶成像系统14,18，而利用实时 PCR 进行 5' 核酸酶检测的 SNP 分型则无需繁琐的电泳步骤。

方法中的关键步骤
本方案包含多个关键步骤。如果待分析的突变体是在Bristol品系中构建的，则应将其单核苷酸多态性（SNPs）替换为夏威夷品系背景。通常，将Bristol突变体与夏威夷野生型进行六次以上的回交，有助于完全替换遗传背景。精确的遗传杂交对于检测交换事件至关重要。通过PCR确认Bristol/夏威夷杂交个体的基因型。我们利用V号染色体上的一个小型缺失进行鉴定。在第二次杂交后，根据子代体壁肌中GFP的表达情况判断杂交结果。为进行双重验证，挑选雄性子代可确保精子来源于...

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

披露

作者声明无利益冲突。

致谢

菌株由美国国立卫生研究院研究基础设施项目（P40 OD010440）资助的Caenorhabditis遗传中心（CGC）惠赠。我们感谢斋藤实验室成员对本研究工作的有益讨论。本研究工作得到了日本促进科学基金（JSPS）KAKENHI基金项目JP23K05868（资助对象：TTS）的支持。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
101-1000μl 移液器吸头QSP111-N-Q
0.5 mol/L EDTA 溶液（pH 8.0）Nacalai tesque14347-21
10 mol/L 氢氧化钠溶液Nacalai tesque94611-45
10X DreamTaq Green BufferThermo Fisher Scientific EP0713
10μL，长吸头，带刻度FUKAEKASEI, WATSON110-207C
200μL，标准吸头，带刻度FUKAEKASEI, WATSON110-705C
琼脂粉Nacalai tesque01028-14
琼脂糖PH JapanPH108
高压蒸汽灭菌器 TOMY 型号 ES-215TOMY SEIKOES-215
蛋白酶消化胰蛋白胨（Bacto Peptone）Thermo Fisher Scientific 211677
硼酸Nacalai tesque05215-05
秀丽隐杆线虫布里斯托野生型 秀丽隐杆线虫遗传中心N2
秀丽隐杆线虫夏威夷野生型秀丽隐杆线虫遗传中心CB4856
氯化钙Nacalai tesque06729-55
ccIs4251 [(pSAK2) myo-3p::GFP::LacZ::NLS + (pSAK4) myo-3p::线粒体GFP + dpy-20(+)] ISaito 实验室TTS24源自 PD4251
胆固醇Nacalai tesque08721-62
定制 TaqMan SNP 基因分型检测Thermo Fisher Scientific 4332077
脱氧核苷酸（dNTP）溶液混合物New England BiolabsN04470
DigPrint Doc 平板 DP-T130zBio ToolsDP-T130z
磷酸氢二钾Nacalai tesque28726-05
解剖显微镜NikonSMZ-745 C-DS
Dream Taq DNA 聚合酶Thermo Fisher Scientific EP0713
溴化乙锭溶液Nacalai tesque14631-94
WBVar01973670 正向引物IDT103988736atgtctcacccaaggttgaa
明胶Nacalai tesque166-31
Gilson PIPETMAN Classic 移液器Thermo Fisher Scientific 
IGEPAL CA-630Sigma-Aldrich18896
七水合硫酸镁Nacalai tesque21003-75
MicroAmp 光学 96 孔反应板Thermo Fisher Scientific N8010560
MicroAmp 光学粘性封膜Thermo Fisher Scientific 4311971
MiniAmp  梯度 PCR 仪Thermo Fisher Scientific MiniAmp
Mini-Sub Cell GT 水平电泳系统，7 × 10 cm 胶盘Bio-Rad Laboratories1704466
Nichipet EXIINichiryo00-NPX2-2
Nichipet EXII 多通道Nichiryo00-NPM-12VP
Pippete Mate NEONichiryo00-PMNEO
氯化钾Nacalai tesque285-38
磷酸二氢钾Nacalai tesque28720-65
蛋白酶 KThermo Fisher Scientific EO0491
QuantStudio 1 实时荧光定量 PCR 系统，96 孔，0.2 mLThermo Fisher Scientific A40426
Quick-Load Purple 1kb Plus DNA MarkerNew England BiolabsN0550S
WBVar01973670 反向引物IDT103988737tggctactcctagtcactga
氯化钠Nacalai tesque31319-45
TaqPath ProAmp Master MixThermo Fisher Scientific A30866
TC 培养皿 35 mm，标准型SARSTEDT83.3900
三羟甲基氨基甲烷（Tris）Nacalai tesque35406-75
Trizma baseSigma-Aldrich T1503-1KG
Tween 20Yoneyama Reagent03706
WormStuff 线虫挑取针Genesee Scientific59-AWP
WormStuff 线虫挑取针头（90/10% 铂/铱，30 号）Genesee Scientific59-30PI36

参考文献

  1. Jones, G., Kleckner, N., Zickler, D. Meiosis through three centuries. Chromosoma. 133 (2), 93-115 (2024).
  2. Hassold, T. J., Hunt, P. A. Missed connections: Recombination and human aneuploidy. Prenat Diagn. 41 (5), 584-590 (2021).
  3. Barnes, T. M., Kohara, Y., Coulson, A., Hekimi, S. Meiotic recombination, noncoding DNA and genomic organization in caenorhabditis elegans. Genetics. 141 (1), 159-179 (1995).
  4. Lim, J. G., Stine, R. R., Yanowitz, J. L. Domain-specific regulation of recombination in Caenorhabditis elegans in response to temperature, age, and sex. Genetics. 180 (2), 715-726 (2008).
  5. Rockman, M. V., Kruglyak, L. Recombinational landscape and population genomics of Caenorhabditis elegans. PLoS Genet. 5 (3), e1000419(2009).
  6. Brenner, S. The genetics of Caenorhabditis elegans. Genetics. 77 (1), 71-94 (1974).
  7. Li, W., Yanowitz, J. L. Atm and atr influence meiotic crossover formation through antagonistic and overlapping functions in Caenorhabditis elegans. Genetics. 212 (2), 431-443 (2019).
  8. Rose, A. M., Baillie, D. L. The effect of temperature and parental age on recombination and nondisjunction in Caenorhabditis elegans. Genetics. 92 (2), 409-418 (1979).
  9. Villeneuve, A. M. A cis-acting locus that promotes crossing over between X chromosomes in Caenorhabditis elegans. Genetics. 136 (3), 887-902 (1994).
  10. Youds, J. L., et al. Rtel-1 enforces meiotic crossover interference and homeostasis. Science. 327 (5970), 1254-1258 (2010).
  11. Emmons, S. W., Yesner, L., Ruan, K. S., Katzenberg, D. Evidence for a transposon in Caenorhabditis elegans. Cell. 32 (1), 55-65 (1983).
  12. Williams, B. D., Schrank, B., Huynh, C., Shownkeen, R., Waterston, R. H. A genetic mapping system in Caenorhabditis elegans based on polymorphic sequence-tagged sites. Genetics. 131 (3), 609-624 (1992).
  13. Hillers, K. J., Villeneuve, A. M. Chromosome-wide control of meiotic crossing over in C. elegans. Curr Biol. 13 (18), 1641-1647 (2003).
  14. Wicks, S. R., Yeh, R. T., Gish, W. R., Waterston, R. H., Plasterk, R. H. Rapid gene mapping in Caenorhabditis elegans using a high-density polymorphism map. Nat Genet. 28 (2), 160-164 (2001).
  15. Campos, T. L., Korhonen, P. K., Sternberg, P. W., Gasser, R. B., Young, N. D. Predicting gene essentiality in Caenorhabditis elegans by feature engineering and machine-learning. Comput Struct Biotechnol J. 18, 1093-1102 (2020).
  16. Fay, D., Bender, A. Snps: Introduction and two-point mapping. WormBook. , (2008).
  17. Hwang, H. Y., Wang, J. Fast genetic mapping using insertion-deletion polymorphisms in Caenorhabditis elegans. Sci Rep. 11 (1), 11017(2021).
  18. Davis, M. W., et al. Rapid single nucleotide polymorphism mapping in C. elegans. BMC Genomics. 6, 118(2005).
  19. Livak, K. J. Allelic discrimination using fluorogenic probes and the 5' nuclease assay. Genet Anal. 14 (5-6), 143-149 (1999).
  20. Li, Q., et al. The tumor suppressor BRCA1-BARD1 complex localizes to the synaptonemal complex and regulates recombination under meiotic dysfunction in Caenorhabditis elegans. PLoS Genet. 14 (11), e1007701(2018).
  21. Saito, T. T., Lui, D. Y., Kim, H. M., Meyer, K., Colaiacovo, M. P. Interplay between structure-specific endonucleases for crossover control during Caenorhabditis elegans meiosis. PLoS Genet. 9 (7), e1003586(2013).
  22. Saito, T. T., Youds, J. L., Boulton, S. J., Colaiacovo, M. P. Caenorhabditis elegans him-18/slx-4 interacts with slx-1 and xpf-1 and maintains genomic integrity in the germline by processing recombination intermediates. PLoS Genet. 5 (11), e1000735(2009).
  23. Longo, M. C., Berninger, M. S., Hartley, J. L. Use of uracil DNA glycosylase to control carry-over contamination in polymerase chain reactions. Gene. 93 (1), 125-128 (1990).
  24. Kutyavin, I. V., et al. 3'-minor groove binder-DNA probes increase sequence specificity at pcr extension temperatures. Nucleic Acids Res. 28 (2), 655-661 (2000).
  25. Hammarlund, M., Davis, M. W., Nguyen, H., Dayton, D., Jorgensen, E. M. Heterozygous insertions alter crossover distribution but allow crossover interference in Caenorhabditis elegans. Genetics. 171 (3), 1047-1056 (2005).
  26. Hodgkin, J., Horvitz, H. R., Brenner, S. Nondisjunction mutants of the nematode Caenorhabditis elegans. Genetics. 91 (1), 67-94 (1979).
  27. Meneely, P. M., Farago, A. F., Kauffman, T. M. Crossover distribution and high interference for both the X chromosome and an autosome during oogenesis and spermatogenesis in Caenorhabditis elegans. Genetics. 162 (3), 1169-1177 (2002).
  28. Nabeshima, K., Villeneuve, A. M., Hillers, K. J. Chromosome-wide regulation of meiotic crossover formation in Caenorhabditis elegans requires properly assembled chromosome axes. Genetics. 168 (3), 1275-1292 (2004).
  29. Phillips, C. M., Dernburg, A. F. A family of zinc-finger proteins is required for chromosome-specific pairing and synapsis during meiosis in C. elegans. Dev Cell. 11 (6), 817-829 (2006).
  30. Mancera, E., Bourgon, R., Brozzi, A., Huber, W., Steinmetz, L. M. High-resolution mapping of meiotic crossovers and non-crossovers in yeast. Nature. 454 (7203), 479-485 (2008).
  31. Qi, J., et al. Characterization of meiotic crossovers and gene conversion by whole-genome sequencing in Saccharomyces cerevisiae. BMC Genomics. 10, 475(2009).
  32. Miller, D. E., et al. A whole-chromosome analysis of meiotic recombination in Drosophila melanogaster. G3 (Bethesda). 2 (2), 249-260 (2012).
  33. Carlton, P. M., Farruggio, A. P., Dernburg, A. F. A link between meiotic prophase progression and crossover control. PLoS Genet. 2 (2), e12(2006).
  34. Tsai, C. J., et al. Meiotic crossover number and distribution are regulated by a dosage compensation protein that resembles a condensin subunit. Genes Dev. 22 (2), 194-211 (2008).
  35. Bhalla, N., Wynne, D. J., Jantsch, V., Dernburg, A. F. Zhp-3 acts at crossovers to couple meiotic recombination with synaptonemal complex disassembly and bivalent formation in C. elegans. PLoS Genet. 4 (10), e1000235(2008).
  36. Yokoo, R., et al. Cosa-1 reveals robust homeostasis and separable licensing and reinforcement steps governing meiotic crossovers. Cell. 149 (1), 75-87 (2012).
  37. Almanzar, D. E., et al. Meiotic DNA exchanges in C. elegans are promoted by proximity to the synaptonemal complex. Life Sci Alliance. 6 (4), e202301906(2023).
  38. De Los Santos, T., et al. The mus81/mms4 endonuclease acts independently of double-holliday junction resolution to promote a distinct subset of crossovers during meiosis in budding yeast. Genetics. 164 (1), 81-94 (2003).
  39. Saito, T. T., Colaiacovo, M. P. Regulation of crossover frequency and distribution during meiotic recombination. Cold Spring Harb Symp Quant Biol. 82, 223-234 (2017).
  40. Zalevsky, J., Macqueen, A. J., Duffy, J. B., Kemphues, K. J., Villeneuve, A. M. Crossing over during Caenorhabditis elegans meiosis requires a conserved mutS-based pathway that is partially dispensable in budding yeast. Genetics. 153 (3), 1271-1283 (1999).

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

重印与许可

标签

交叉频率减数分裂重组染色体作图TaqMan化学法卵子发生分析遗传突变体交叉分布
交叉互换的频率与分布 秀丽隐杆线虫 利用实时PCR进行SNP分型的减数分裂分析
联系我们
向图书馆推荐

隐私政策

使用条款

政策

版权所有 © 2026 MyJoVE Corporation。保留所有权利。