本方案概述了先进的材料制备与 离体 大鼠心脏光学与电学双向生物接口方法，用于实现精准的心脏刺激、记录及梗死建模，支持生物电子学研究。
方法文章
健康与缺血状态下双向电学与光电接口 离体 大鼠心脏
* These authors contributed equally
本文内容
摘要
摘要
电生理学研究在探索材料与心脏生物界面相互作用方面具有关键作用。近年来的进展已引入多种新型导体和半导体材料，用于与心脏模型建立双向界面，可在实现低强度起搏的同时，进行高时空分辨率和高信噪比（SNR）的信号记录。 离体 啮齿类动物心脏模型为验证新材料和新设备的功能提供了一个有效平台，弥合了 体外 研究结果转化为具有转化意义的见解，同时最大限度地减少伦理和行政方面的顾虑。在本方案中，我们详细描述了分离和 离体 使用Langendorff装置对成年大鼠心脏进行灌注，结合高性能半导体与导体实现精确的双向刺激与记录，所用材料包括纳米多孔硅、纳米多孔碳及柔性网状微电极阵列。此外，我们建立了由缺血-再灌注（I/R）损伤诱导的心肌梗死模型，通过多通道记录与 mapping 以及梗死染色进行评估，从而支持与心脏疾病相关的研究及潜在治疗策略的探索。该方法为材料-生物界面研究及下一代心脏生物电子器件的开发提供了重要见解。
引言
心脏生物电子学领域正在快速发展，其推动力来自于开发能够实现与心脏进行精确高效双向通信的材料和设备的需求1,2,3,4。电生理学研究在这一进程中发挥着关键作用，通过调控与传感，提供材料如何与心脏生物界面相互作用的重要见解。体外模型（如培养的HL-1细胞系和啮齿类动物原代心肌细胞）为初步评估提供了可控的环境5,6,7,8，但其结构简单，往往难以复制活体心脏复杂的动态环境。这些模型缺乏心脏的三维结构——这对协调的电传导和机械力生成至关重要，也无法模拟节律性的收缩-舒张循环以及对氧气和营养物质输送至关重要的灌注动力学9。相反，体内模型虽能提供最具生理相关性的信息，却伴随着重大的伦理、行政和技术挑战，包括需要大量培训、复杂的手术设备以及遵守严格的监管框架10。
为了弥合这一差距， 离体 心脏模型，例如离体灌注成年大鼠心脏（Langendorff-perfused adult rat heart），为科学研究提供了极具吸引力的替代方案11,12. 这些模型结合了生理相关性与 体内 可控性和可及性的系统 体外 装置。通过将心脏分离并维持其功能状态，朗根多夫装置使研究人员能够在精确控制的条件下对心脏电生理学进行高保真度的研究。由于消除了神经输入和循环激素等全身性变量，实验结果的解读得以简化，同时保留了心脏生理学的关键特征。此外， 离体 模型可缓解诸多伦理问题并减轻资源负担，使其成为转化研究中多功能且实用的平台13.
除了具有转化潜力外，本方案还为材料性能评估设立了基准。通过引入具有代表性的材料策略，例如用于无线光刺激的光电平台以及用于有线刺激和记录的电子系统，该方案建立了一个可重复的比较研究框架。这种标准化不仅有助于推动技术创新，还能提高不同研究团队之间研究成果的可重复性和可靠性。过去，许多高性能的光电极和电极在生物电研究中展现出巨大前景，例如 PEDOT:PSS14、MXene15、氧化铱16、铂17、钼18、硅19,20,21、量子点22,23,24 和有机半导体25。本方案介绍了若干具有代表性和先进水平的材料，包括纳米多孔硅26、纳米多孔碳27 以及柔性的网状金多电极阵列（MEAs）28,29，并将其整合到方案中，以展示其在双向心脏接口中的应用能力。这些材料可实现低强度超阈值刺激、高时空分辨率记录以及高信噪比信号采集，凸显了其在推动心脏生物电子学发展方面的潜力。此外，通过引入由缺血/再灌注（I/R）损伤诱导的心肌梗死模型，为疾病相关研究和治疗探索提供了坚实的实验框架。
本工作介绍了用于无铅光刺激以及电刺激与传感的先进材料的制备与应用的详细方法 离体 大鼠心脏（图1A采用光刻图案化、反应离子刻蚀（RIE）以及缓冲氢氟酸（HF）释放工艺，从器件层厚度为5 µm的绝缘体上硅（SOI）晶圆制备纳米多孔硅膜，随后经染色腐蚀处理并转移至柔软的聚二甲基硅氧烷（PDMS）膜上26通过激光烧蚀含盐培养的纤维素基底，随后进行水相转移和热压层压，制备出用于电刺激和记录的纳米多孔碳材料，其电荷存储和注入能力优于传统的金电极。27此外，采用光刻、电子束金属化、刻蚀、封装和释放工艺，在聚酰亚胺涂层的硅晶圆上制备了柔性的微电极阵列，以实现空间分辨的心外膜记录与 mapping28,29.
除了制备之外，本方案还提供了成年大鼠心脏分离、灌注、监测以及与光学和电学设备连接的逐步操作流程。这些设备在离体心脏上进行了测试，展示了用于电生理评估的起搏与记录的代表性结果。本方案还介绍了一种通过缺血/再灌注（I/R）建立心肌梗死模型的方法，并通过生理记录、染色及形态学评估加以验证。该综合方法为心脏生物界面中材料与设备的评价建立了可重复的实验框架。 图1B- D 概述了材料制备的工艺流程 在此离体心脏模型中进行评估。 图2A- C 以图片形式展示了所制备器件的预期结果。
方案
所有动物实验程序均经芝加哥大学机构动物护理和使用委员会批准（方案编号 72378）。
1. 纳米多孔硅膜的制备（图1B，图2A，图3）
- 使用 AutoCAD 软件设计光刻掩模图案（图3）。确保器件尺寸与生物靶标的长度尺度相匹配。对于大鼠心脏，使用 2 - 10 mm 的器件尺寸。在设计中添加直径为 20 - 100 µm 的小孔阵列，以促进在缓冲氢氟酸中释放硅器件层。制作三个直径为 200 - 1000 µm 的大孔，形成手性字母 L，以帮助识别薄膜的正确面。
- 在超声波浴中分别用丙酮和异丙醇（IPA）清洗 SOI 晶圆各 3 分钟。在热板上于 200 °C 进行 20 分钟的脱水烘烤。
- 以 3000 rpm 的转速旋涂厚型正性光刻胶 AZ40XT-11D 45 秒，并在 115 °C 下烘烤 3 分钟。注意不要在晶圆上倒入过多光刻胶。旋涂后，使用丙酮棉签清洁晶圆背面的残留物。
注：AZ40XT-11D 是一种黏度很高的正性光刻胶。 - 使用 Heidelberg MLA150 直写系统在 375 nm 波长、剂量为 800 mJ/cm2 的条件下曝光光刻胶图案。曝光后在 110 °C 下烘烤 2 分钟。
- 在 AZ 300MIF 显影液中显影图案 2 分钟。用去离子水（DI 水）冲洗晶圆 60 秒，然后用 N2 气体吹干。
- 在电感耦合等离子体氟化物刻蚀机中，采用 SF6/CHF3（20 sccm:50 sccm）的反应离子刻蚀（RIE）工艺，在 600 W 的射频功率和 60 W 的射频频率下，腔室压力为 10 mT，刻蚀 12 分钟，刻蚀速率约为 660 nm/min，以刻蚀未被保护的 SOI 层。
- 在 80 °C 的超声波浴中使用 AZ NMP 去除光刻胶 10 分钟，随后在超声波浴中用丙酮清洗 3 分钟，再用 IPA 清洗 3 分钟，并用压缩氮气吹干。
- 将样品浸入室温的缓冲氢氟酸中，以去除埋入的氧化层。器件在 4 - 8 小时内释放。可略微提高溶液温度（40 °C）以促进释放。
- 使用 1 cm × 1 cm 的滤纸小心地将释放的薄膜依次转移至两个独立的去离子水浴中，以去除任何残留的氢氟酸。
注：实验可在此处暂停。将薄膜浸泡在异丙醇（IPA）溶液中，于 4 °C 下保存。 - 使用滤纸将薄膜转移至盛有去离子水（DI 水）的培养皿中。由于疏水性和表面张力，薄膜将漂浮在水面上。
注：由于马兰戈尼效应30，硅薄膜从异丙醇转移到水中时可能发生剧烈移动。 - 在另一个培养皿中，配制染色刻蚀液，其中浓氢氟酸与浓硝酸的体积比为 100:1（例如 10 mL HF 和 0.1 mL HNO3）。刻蚀前充分混合。
- 使用滤纸将薄膜转移至染色刻蚀液中，刻蚀 30 秒。通过观察三个大孔形成的字母 L 的方向，注意硅薄膜的朝向。硅薄膜应漂浮在刻蚀液表面，仅有一侧被刻蚀。
- 使用滤纸将薄膜转移至两个独立的去离子水培养皿中，以洗去残留的氢氟酸。
注：实验可在此处暂停。将薄膜转移至异丙醇中，于 4 °C 下保存。 - 制备薄层 PDMS 作为支撑基底。将组分 A（基础聚合物）与组分 B（固化剂）按 10:1 的质量比混合，并抽真空脱气 30 分钟。
- 在载玻片上以 2,000 rpm 的转速旋涂 PMMA（495 A6）牺牲层 45 秒，在 180 °C 下烘烤 60 秒。
- 在涂有 PMMA 的载玻片上以 4,500 rpm 的转速旋涂 PDMS 45 秒，获得 10 - 20 µm 的厚度。在 80 °C 的烘箱或热板上固化 2 小时。
注：为减轻机械损伤，使用 PDMS 作为柔性基底以承载纳米多孔硅薄膜，避免使用镊子直接操作可能造成的损伤。 - 将染色刻蚀后的硅薄膜从异丙醇中转移至 PDMS 基底上。用洁净的纸巾去除多余的异丙醇，待异丙醇蒸发后，硅薄膜将牢固附着于 PDMS 上。注意通过三个大孔形成的字母 L 的方向识别硅薄膜的朝向。刻蚀后的多孔硅面应朝外，未刻蚀的硅面应与 PDMS 接触。
- 使用剃刀沿包含硅薄膜的区域进行环形切割。保留足够的空间，注意不要损坏硅薄膜。
- 将器件浸泡在丙酮中，直至硅/PDMS 结构释放。避免浸泡时间过长，以防 PDMS 膨胀。用去离子水冲洗并用 N2 吹干。在 400 W 条件下进行 10 分钟的 O2 等离子体处理。
2. 柔性微电极阵列的制备（图 1C、图 2B、图 4）
- 在 AutoCAD 中设计柔性 MEA 的结构（图 4）。我们介绍了两种不同的设计，具有相同的电极投影面积但不同的基底结构（图 2B，图 4）。
- 将硅片基底在超声波浴中分别用丙酮和异丙醇（IPA）各清洗 3 分钟。
注意：本方案无需额外的表面处理以增强聚酰亚胺（PI）与硅片之间的粘附性来促进器件释放。如有需要，可使用氧气等离子体处理以增强粘附性。 - 在硅片上倒入 4 mL 聚（均苯四甲酸二酐-共-4,4′-二氨基二苯醚）的 PI 前驱体溶液。以 1,500 rpm 旋涂 45 秒。使用 NMP 或丙酮去除硅片背面的前驱体。
- 在 110 °C 预烘 3 分钟，然后在 180 °C 烘烤 3 分钟。将涂有 PI 的硅片放入电阻炉中，采用程序升温模式进行固化。从室温开始，以 4 °C/min 的升温速率升至 250 °C，保温 30 分钟；再以 2.5 °C/min 的速率升温至 350 °C，保持 60 分钟，然后缓慢冷却至室温。最终获得厚度约为 5 µm 的 PI 薄膜。
- 在涂有 PI 的硅片上旋涂 AZ nlof 2020 光刻胶，转速为 2,000 rpm，持续 45 秒。在 110 °C 下烘烤 2 分钟。使用 Heidelberg MLA150 直写系统在 375 nm 波长、剂量为 200 mJ/cm2 的条件下曝光光刻胶图形。
- 曝光后在 110 °C 下烘烤 2 分钟。在 AZ 300MIF 显影液中显影 1 分钟。用去离子水冲洗硅片 60 秒，然后用 N2 气体吹干。
- 使用电子束蒸发沉积 10 nm 钛和 200 nm 金。在 80 °C 的 AZ NMP 溶液中浸泡 3 小时以剥离光刻胶，随后将硅片在丙酮中超声清洗 3 分钟，再在 IPA 中清洗 3 分钟，并用压缩氮气吹干。
- 旋涂厚型正性光刻胶 AZ40XT-11D，转速为 3,000 rpm，持续 45 秒。用丙酮清除硅片背面的光刻胶。在 115 °C 下烘烤 3 分钟。
- 使用 Heidelberg MLA150 直写系统在 375 nm 波长、剂量为 800 mJ/cm2 的条件下曝光光刻胶图形。曝光后在 110 °C 下烘烤 2 分钟。
- 在 AZ 300MIF 显影液中显影 3 分钟。用去离子水冲洗 60 秒，然后用 N2 气体吹干。
- 使用电感耦合等离子体氟化物刻蚀机，在室压 10 mT、射频功率 60 W、等离子体功率 600 W 的条件下，采用 SF6/CHF3（20 sccm:50 sccm）的反应离子刻蚀（RIE）工艺，对未被保护的 PI 进行刻蚀，持续 20 分钟。
- 在 80 °C 的 AZ NMP 溶液中浸泡 10 分钟以剥离光刻胶，随后在丙酮中轻度超声清洗 3 分钟，再在 IPA 中清洗 3 分钟，并用压缩氮气吹干。
注意：使用低功率超声以避免器件脱落。若发现 PI 出现剥离迹象，应避免超声处理。 - 将硅片放入六甲基二硅氮烷（HMDS）烘箱中进行 HMDS 处理。旋涂 SU-8 2002 光刻胶，转速为 2,000 rpm，持续 45 秒。所得 SU-8 膜厚约为 2.5 µm。
- 在 95 °C 下烘烤 20 分钟。使用 Heidelberg MLA150 直写系统在 375 nm 波长、剂量为 950 mJ/cm2 的条件下曝光光刻胶图形。
- 在 95 °C 下烘烤 12 分钟。
- 在 SU-8 显影液中显影 1 分钟。用 IPA 和去离子水冲洗，并用 N2 气体吹干。若在 IPA 冲洗过程中硅片表面出现白色斑点，应将硅片浸泡在 SU-8 显影液中直至白色斑点消失。
- 在 160 °C 下进行过夜硬烘。对于急性实验可采用较短的烘烤时间（约 30 分钟）。烘烤温度不得低于 150 °C 或高于 200 °C。最后将柔性 PI 支撑的柔性 MEA 从基底上剥离下来。
3. 纳米多孔碳的制备（图1D，图2C，图5）
- 在设计软件中设计碳膜图案（图5）。
注意：本方法包含两种电极的制备方案：基于纳米多孔碳的刺激电极和传感电极。 - 将滤纸浸入0.15 M、pH 9.4的硼酸钠水溶液中1小时，随后在60 °C下干燥过夜（图1D）。
注意：本实验主要采用Whatman 1号滤纸作为典型的纤维基多孔基底。浸渍并干燥后，硼酸钠被整合进纤维素纤维中。该盐类在激光合成过程中作为催化剂，促进光化学碳化反应27。 - 使用CO2激光器对预先设计的图案进行激光合成（图5A）。以光栅模式进行图案化，优化参数如下：功率 = 1.8 W；速度 = 1.6 cm/s；每英寸点数 = 1000。
- 准备厚度为50 µm的聚对苯二甲酸乙二醇酯（PET）薄膜，并在超声波清洗仪中分别用丙酮和异丙醇（IPA）各清洗3分钟。
- 使用电子束蒸发仪沉积5 nm钛和100 nm金。采用水相转移法将微电极阵列（MEA）转移至PET薄膜（12.5 µm）上。
注意：水相转移通过两个连续步骤完成：水相分离和毛细管转移。 - 将纸基底缓慢浸入去离子水中，以实现水相分离过程中的剥离。
注意：纤维素溶胀引起的应变能在不到一秒内促使碳膜从支撑基底上分离，并漂浮于水面上。 - 在毛细管转移过程中，使用支撑基底（如PET薄膜）在水介质中转移图案。将基底浸入水中，并使其一端与目标碳膜接触，形成接触线（转移前沿）。然后用手持住基底，以低速倾斜或垂直移动。
注意：对于疏水性支撑基底，可施加外力或进行O2等离子体处理，以辅助形成接触线。 - 转移完成后，在碳图案上滴加约20 µL全氟磺酸（PFSA）聚合物溶液（浓度约为5%，溶剂为低级脂肪醇与水的混合物），并在室温（23 °C）和常压（1 atm）条件下干燥，以实现固定。
- 使用导电银胶将基于纳米多孔碳的刺激电极与铜导线连接固定。用硅胶粘合剂封装铜导线与电极之间的暴露连接处，以确保绝缘性和稳定性。在室温下固化3小时后，刺激电极即可使用。实验可在此处暂停。
- 在AutoCAD中设计碳膜和MEA图案（图5B）。按照步骤2所述的标准光刻工艺，在25 µm厚的PI薄膜上制备4 × 4微电极阵列。
注意：PI薄膜可通过PI前驱体溶液成膜，或使用AZ2020光刻胶将商用PI薄膜贴合在硅片上制得。光刻与金属沉积的流程与步骤2相同。 - 在滤纸基底上，经盐类浸渍和激光刻写后制备单片碳膜（2 cm × 2 cm），如步骤3.1–3.3所述。采用标准水相转移方法，将碳图案转移至预设计的PET支撑膜上，如步骤3.6–3.9所述。
- 在碳图案上涂覆10 wt%的乙烯-醋酸乙烯共聚物（EVA）己烷溶液，并在室温（23 °C）和常压（1 atm）条件下静置干燥。设计并激光切割一层厚度为10 µm的PET模板（底面涂有EVA涂层），模板上设有16个与MEA图案对齐的孔，作为封装层。
- 将MEA、PET封装层和碳膜在PET支撑膜上对齐。使用商用热压 laminator 在120 °C的加工温度下压合，实现转移与封装。
- 将具备纳米多孔碳结构的传感电极冷却至室温，去除残留物，并用乙醇和水各清洗3次后即可使用。
4. 大鼠心脏的分离、灌注与监测（图6）
- 在心脏提取前准备大鼠（图6A）。本方案使用来自Charles River的3至4月龄雄性CD/SD大鼠。
- 通过按照表1中的成分溶解化学品来配制N-2-羟乙基哌嗪-N'-2-乙磺酸（HEPES）台氏液。用2M NaOH将pH值调节至7.2–7.4。通过通入氧气气体0.5–1小时进行预氧合，并在实验结束前持续供氧。
- 将三管不含钙、不含镁的汉克斯平衡盐溶液（HBSS）置于冰上。准备好洁净的手术器械（锋利剪刀、弯头剪刀、两个止血钳、尖头镊子、两对小型镊子）。
注意：该手术不以动物存活为目的，因此无需无菌操作。 - 从动物房选取体重在400至500 g之间的成年雄性CD/SD大鼠。在下腹部腹腔注射0.5 mL肝素（1000 IU/kg）。佩戴厚手套以保护操作者并固定大鼠。
- 抓握大鼠背部皮肤使其腹部暴露。牢固但不过度用力地握住大鼠，避免伤害动物。快速而准确地注射肝素溶液。等待20–30分钟，在此期间准备朗根多夫（Langendorff）装置。
注意：可预先麻醉动物，以确保手术准备步骤顺利进行。 - 在重新填充HEPES台氏液之前，用水清洗静脉输液袋并彻底干燥，以确保最终溶液成分准确。将预氧合的HEPES台氏液注入输液袋中。
- 开启朗根多夫装置的恒温器和水循环系统，设定温度为37 °C（图6A）。准备插管、缝合线，并将培养皿放置于冷敷包上用于组织切片。在切片前用冰冻HBSS预冲插管。
- 准备进行大鼠开胸术（图6B）。使用异氟烷在钟形罩装置中麻醉动物。将8至10 mL异氟烷加入装有纱布垫的50 mL试管中。将开放的试管（含异氟烷）与动物一同封闭于容器内。
- 通过测试脚趾夹捏反射观察麻醉进程。动物通常在2–3分钟内进入麻醉状态并失去意识。一旦失去意识，立即转移至手术板上。
- 将动物转移至手术板，仰卧位放置，并在大鼠口部上方放置一个装有5 mL异氟烷和纱布垫的50 mL试管。通过夹捏一只脚掌确认全身麻醉状态。仅当无反应时方可继续操作。
- 将四肢固定于手术板上。在胸部下方做一切口（约5 cm）打开大鼠胸腔。小心切开膈肌以暴露心脏和肺脏。
- 从两侧切断肋骨，完全打开胸腔以获得充分操作空间。用止血钳固定胸骨处的肋骨。用止血钳夹住心脏下方的下腔静脉。使用弯头钝头剪刀尽可能靠近胸腔底部，在止血钳下方剪断组织以取出心脏。
- 将心脏迅速转移至冰冻HBSS中。尽量缩短此步骤时间，以防止跳动心脏长时间缺氧。
- 准备进行朗根多夫灌流及监测。用冰冻HBSS完全填充插管和培养皿。确保系统内无气泡存在。
- 将心脏转移至预先装有HBSS的培养皿中进行切片。使用镊子和剪刀去除肺脏及其他结缔组织（图6C）。
注意：建议在切片过程中采用钝性分离法，以防对心脏造成潜在损伤。在切除邻近组织时，可使用两把剪刀并小心撕开组织。 - 通过按压心脏并追踪血液流出路径来定位主动脉。在第一支升支动脉下方剪开，并在提取过程中若主动脉弓得以保留，则将主动脉插管（图6D）。用双结固定主动脉与插管。
注意：避免将插管插入过深，以确保瓣膜保持关闭状态。缝合线位置不宜过低，以免阻塞冠状动脉。 - 用预氧合的工作液预冲朗根多夫装置。打开缓冲液流路，将插管连接至装置（图6E）。确保不引入空气气泡。此时心脏开始收缩。
注意：初始阶段可能有少量缓冲液从心室溅出，但不应出现大量泄漏。根据需要调整缝合线以防止缓冲液泄漏。若手术和准备工作正确执行，此阶段不应出现心律颤动。 - 剪除心房。在将球囊插入左心室之前先将其放气，然后通过连接的注射器注入水以充盈球囊。
- 将BP-100探头连接至灌流管路，将注水球囊连接至左心室压力（LVP）监测通道（图6F）。
注意：BP-100探头在使用前需校准。球囊内的气泡必须排出，以确保压力检测精确。 - 监测HEPES台氏液灌流压力及左心室压（LVP）基线。确保灌流压力维持在80–100 mmHg的最佳范围内。通过调节注入球囊的水量，将LVP基线调整至约20 mmHg（图6F）。
- 连接心电图（ECG）电极。将插管接地，并根据需要将电极置于侧面、顶部或心尖部位（图6F）。
- 使用IA-400D放大器放大所有信号（灌流压、左心室压和心电图），并通过数据采集器与Clampex软件连接至计算机（图6F）。
5. 利用IR过程建立心肌梗死模型（图6G，图7）
- 将预热至37 °C的HEPES Tyrode's缓冲液注入加热腔室中。将心脏浸入加热腔室内的缓冲液，并调节旋塞以停止缓冲液流动，从而诱导全心缺血。根据实验的具体目标调整缺血持续时间。
- 缺血30分钟后，旋转旋塞以恢复缓冲液流入心脏，启动再灌注。再灌注持续45分钟，随后终止实验并进行染色以评估梗死面积（图6G）。
注意：缺血或再灌注时间应根据实验目的确定。 - 通过观察心率下降及不规则心电图模式来确认缺血诱导成功（图7A）。此时可观察到心律失常或心室颤动。
- 经旋塞侧管缓慢注入10 mL、4 °C的HBSS溶液以停搏心脏。将心脏从灌流柱上取下，剪除残留的心房组织，然后将心脏置于组织切片模具中。
- 用透明薄膜覆盖模具，将心脏在-80 °C下冷冻约8分钟，直至其达到类似棉花糖的质地。从冷冻箱中取出组织切片模具，插入剃刀刀片，将心脏切成2 mm厚的切片。
- 逐片取出切片，并在-80 °C下保存，直至进行生化实验时使用。
- 进行梗死染色（图7B）。将心脏切片置于10 mL、1% w/v的氯化三苯基四氮唑（TTC）溶液中，在37 °C下孵育30分钟。
- 将组织切片转移至10%缓冲福尔马林溶液中，在室温下固定过夜。为获得最佳效果，应在24小时内将心脏从福尔马林中取出并成像。此步骤中应尽量减少光照，以防染色降解。
- 拍摄染色后的切片图像，并使用ImageJ等软件估算梗死面积。
6. 建立器件与心肌组织之间的双向光电接口（图8，图9）
- 将硅基光电膜放置于所需刺激位置。硅膜可通过毛细作用力自发附着于心外膜（图8A）。若附着困难，可使用湿组织粘合剂辅助固定。
注：降低灌注速率可减少心脏表面的液体量，有助于膜的附着。一旦硅膜附着于心脏表面，通常可在操作过程中稳定保持在预定位置。 - 将电极连接至RHD系统或其他电生理平台以进行数据记录。多电极阵列（MEA）在一端具有16通道的输入/输出焊盘，焊盘间距为0.5 mm，通过零插入力（ZIF）连接器连接至适配板，适配板再通过Omnetics连接器与前置放大器连接。
- 将柔性多电极阵列（MEA）放置于离体大鼠心脏的心室表面（图8A）。若使用窗口型硅膜，则将MEA置于窗口区域内（图8B）。
- 使用晶体管-晶体管逻辑（TTL）信号对635 nm激光源进行编程，设定所需的频率（例如4 Hz）和占空比（例如0.4%，脉冲持续时间为1 ms）。将激光光斑聚焦于硅膜上，光斑大小约为1 mm。操作时需佩戴激光防护眼镜。聚焦时应从低强度开始。
- 启动记录与刺激程序。逐步增加激光强度，直至观察到持续的起搏夺获（图8C）。
注：在本实验方案的标准中，阈值强度定义为激光能够实现连续10秒起搏夺获的最低强度。 - 通过设置不同脉冲持续时间的激光参数，获取强度-持续时间关系曲线，以评估器件性能（图8D）。该系统支持多通道同步记录心电图（ECG）、TTL信号和左心室压力（LVP）（图8E）。
- 改变硅膜或光斑的位置，重复步骤6.3–6.6，以研究不同起搏位置对起搏波形及心脏传导的影响（图9A）。
- 从各记录位点识别起搏诱发的QRS波峰值，构建等时线图或激活延迟图。确定最早出现的QRS波峰值，并将该位置设为零延迟，用于绘制激活延迟图（图9B-C）。
注：尽管窦性心律（无起搏）下的激活延迟图可作为参考，但其模式可能因心脏状态和MEA放置位置的不同而显著变化18,30。当存在明确的刺激源（如外部起搏）时，结果更具意义。
7. 建立器件与心肌组织之间的双向电接口（图10）
- 采用双电极构型连接刺激电极（0.5 cm × 0.5 cm），将工作电极置于左心室壁，对电极置于右心室壁。
- 通过恒电位仪施加方波电流信号（例如，1 mA，1 ms 脉冲持续时间），直至实现有效起搏（图10A-B）。进行测试以获得刺激电流与脉冲持续时间、刺激电压与脉冲持续时间的关系曲线，用于评估材料的刺激效能（图10C-D）。
- 使用 4 × 4 微电极阵列（电极间距为 2 mm）进行电生理记录，信号通过 RHD USB 接口板和 RHD 16 通道输入记录前置放大器采集，在 0.1–100 Hz 带宽下以 10 kS/s 的采样率记录信号。
- 测量每个记录电极的噪声水平（图10E）。使用以下公式计算信噪比（SNR）（图10F）：
或 
其中 Signal 为信号幅值，stdnoise 为噪声水平的标准差。记录过程中关闭 60 Hz 陷波滤波器，以反映原始结果。 - 使用 Python 进行进一步分析，并绘制电传导的等时图。
- 确定每次收缩对应的动作电位峰值偏转的时间戳（起搏 QRS 波群），并对多个信号取平均值。采用高斯插值进行图谱渲染，以提高可读性。
结果
使用电生理刺激可高效验证多种光电和电子材料的性能 离体 心脏系统，提供了一种方便且可控的装置（图1A高电荷注入材料（如多孔硅和多孔碳）能够在低光强和低电压刺激下实现生物电调控，确保安全性和电荷平衡的电容性操作。
多孔纳米硅在光电流生成方面显著高于传统的硅结构，例如 p-n 或 p-i-n 结构图11A），因其多孔性所实现的异质结20，增强的电荷存储容量、降低的阻抗以及改善的光吸收性能。这些主要表现为电容性的光电流能够实现生物安全且电荷平衡的刺激31 (图12A- B），实现光学起搏 离体 240 次/分钟起搏大鼠心脏，光照强度为 0.51 mW/mm2 脉冲持续时间为1 ms（图8C），或低至 0.167 mW/mm2 脉冲持续时间为10 ms（图11B）——数值与光遗传学方法相当或更低，且远低于激光安全阈值31,32在这些强度以下，可能会出现光脉冲的部分或无法捕获现象。相比之下，其他材料（如p-i-n硅膜或金修饰的p-i-n硅膜）需要显著更高的光强才能引发起搏图11B）。使用纳米多孔硅进行持续起搏可增强机械收缩，表现为左心室压（LVP）升高（图8E此外，该器件在整体结构下，能够在局部光脉冲照射下实现高空间分辨率的光电流注入，从而支持多点以及潜在的随机访问刺激研究。26.
在双向窗口状硅膜研究中（图3D、图8B），多点刺激会产生不同的多电极记录特征和心脏传导模式，从而验证每个刺激点引发的波传播起源的独立性（图9）。该特性突显了该系统以高精度分析复杂心脏传导通路的能力，以及诊断心肌梗死等异常心脏状况的能力。
所制备的微电极阵列（MEA）厚度约为10 µm，包含大孔结构或蛇形互连结构，以最小化弯曲刚度并增强柔韧性或可拉伸性（图4）33,34。该阵列由16个独立的记录位点组成，呈4 × 4排列，覆盖面积为6 mm × 6 mm。这些阵列可在心脏表面多个位点直接进行心外膜信号记录。一个典型的16通道记录结果如图13所示。根据记录数据构建的等时相图可可视化展示心脏表面的电传导情况，无论是否施加局部刺激。局部刺激常引起传导延迟，从而覆盖离体（ex vivo）心脏固有的窦性节律和传导通路（图9B）。
纳米结构碳材料因其高电荷存储容量和低阻抗，为提升生物电子器件性能提供了有效解决方案（图14）。我们的盐辅助激光转移方法可实现纳米多孔碳器件在柔性基底或传统金电极上的简便图案化和即时转移，从而增强生物电子器件性能。阻抗表征进一步证实，碳涂层在与心电图信号相关的100 Hz频率下，使金电极的阻抗显著降低了约两个数量级，从7244.4 Ω降至63.1 Ω（图14A-B）。金电极的亥姆霍兹电容在碳涂层后显著增加，从0.025 mF/cm2 提高至1.98 mF/cm2（图14C）。采用这种微电容器涂层策略可有效降低极化电压，相较于传统金电极具有明显优势（图14D）。
本方案建立了一种基于纳米多孔碳的平台，用于实现对心脏系统进行电调控或传感的有效生物界面（图10）。为评估纳米多孔碳电子器件在心脏刺激中的性能，将Au或Au-C电极置于左心室（LV）壁上，以双相方波电流波形进行电荷注入35（图10A）。在4 Hz（1 mA）刺激下，Au和Au-C电极均实现了有效的超速起搏（图10B）。然而，Au-C组显示出明显更高的心电图（ECG）振幅，提示其具有更强的收缩力。两种电极均表现出刺激阈值电流随脉冲持续时间呈指数下降的趋势。此外，在不同脉宽条件下测量了刺激阈值，即实现有效频率调制所需的最低电压（图10C-D）。强度-持续时间曲线采用以下方程进行建模：
其中，I(t) 表示脉冲持续时间（t）下的刺激电流，Irheobase 表示无限长脉冲持续时间下的阈值电流（即基强度），τ 为膜时间常数36。该计算利用在时值（chronaxie）下实现有效刺激所需的最小电荷量，即 
，记为 Qmin。Au 和 Au-C 电极的该值分别确定为 0.79 和 0.71 µC（图 10C）。在 4 mA/cm2 的刺激电流下，Au 和 Au-C 电极实现有效刺激的阈值电压分别为 1.32 V 和 0.90 V（图 10D）。阈值电压降低 30.3% 表明在长期刺激过程中可能减少氧化应激31，从而有助于实现更安全的生物电子应用，并将组织损伤降至最低。此外，开发了一种碳接枝的 16 通道 Au 电极，用于增强心外膜心电图（ECG）信号检测（图 10E-F）。与传统 Au 电极相比，纳米结构碳的转移使信噪比显著提高了 8.0 倍，证明了纳米多孔碳基涂层在高保真生物电子器件中的有效性。
I/R 梗死模型的成功建立，可通过实验过程中或实验后的生理信号监测或 TTC 染色进行现场验证。切片染色后，梗死心脏将显示出白色区域，代表心肌损伤，并对应于梗死面积（图 7B）。相比之下，健康心脏在染色后不会出现白色区域。在实时监测过程中，成功的缺血模型会表现出明显降低的心率，这在左心室压力（LVP）和心电图（ECG）读数中可见。此外，缺血心脏的多电极阵列（MEA）图谱将显示心外膜电传导速度减慢，导致延迟时间增加37（图 7A）。
图1方案与制备流程的示意图。 (A) 实验示意图 离体 大鼠心脏装置设置与设备连接。B多孔硅膜的制备过程（步骤1）。多孔硅膜的制备始于SOI晶圆，通过光刻技术在光刻胶层上定义出六边形结构。反应离子刻蚀（RIE）选择性去除暴露的硅，随后在缓冲氢氟酸（HF）中进行剥离处理，释放出硅膜。硅膜在含HF的溶液中进行染色腐蚀，形成纳米多孔硅结构。所得的多孔硅膜被小心剥离并转移至PDMS基底上以提供机械支撑。最后，通过等离子体处理调节表面性质，以增强光电流。C柔性大孔多电极阵列的制备流程（步骤2）。柔性MEA的制备始于在硅晶圆上涂覆聚酰亚胺（PI），作为柔性基底层。使用AZ 2020光刻胶进行光刻图形化，以定义电极区域。通过电子束蒸发沉积金属（Au/Ti）形成导电通路，随后使用AZ 40XT-11D进行第二次光刻图形化，保护特定区域免受反应离子刻蚀（RIE），从而形成大孔结构基底。接着进行SU-8光刻图形化及高温坚膜处理以实现封装，最终通过剥离工艺将柔性MEA从硅晶圆上释放。D碳膜图案化与转移的工作流程（步骤3），包括通过盐浸渍进行纤维处理、利用激光合成进行微加工，以及通过水辅助将图案从纸基底转移至其他支撑材料。 图1D 已从……修改而来27. 请点击此处以查看此图的放大版本。
图 2：所制备器件的光学图像与扫描电镜图像。（A）纳米多孔硅的横截面扫描电镜图像（上）和光学显微镜图像（下）。（B）具有空心（上）和蛇形（下）设计的大孔多电极阵列的光学图像。（C）碳化基底的横截面光学显微镜图像（上）和照片（下）。图 2A 经修改自26。图 2C 经修改自27。 请点击此处查看该图的放大版本。
图3：硅膜器件的计算机辅助设计（CAD）图。 本图展示了（A）小型、（B）中型、（C）大型以及（D）开口窗形硅膜器件的设计参数。单位：mm。该图改编自26。请点击此处查看此图的放大版本。
图4：大孔径微电极阵列（MEA）的计算机辅助设计（CAD）。 (A) 空心结构MEA的设计图样及标注。( B) 蛇形结构MEA的设计图样及标注。单位：mm。图4A改编自26。图4B改编自28。 请点击此处查看此图的放大版本。
图5：用于心脏接口的碳基电极阵列的示意图与设计。（A）刺激电极接口的设计（步骤3）。在典型刺激过程中，刺激电极采用双电极构型连接。工作电极（蛇形纳米多孔碳图案）置于左心室壁，而对电极置于右心室壁并连接至接地端。通过恒电位仪施加方波电流信号。（B）用于碳电极掩模与转移的16通道MEA（步骤3）。第1层表示位于PI基底上的16通道MEA的Au图案。第2层表示PET封装膜。本图经27修改。 请点击此处查看此图的放大版本。
图6：ex vivo 实验装置与实验流程的示意图与实景图。(A) 用于构建ex vivo 装置的仪器与工具，包括锥形瓶容器、手术器械、灌注系统和温度控制系统（步骤4）。(B) 大鼠心脏摘取过程：使用异氟烷麻醉动物；固定大鼠四肢；打开胸腔；取出大鼠心脏。(C) 去除离体心脏周围的脂肪组织，以准备后续实验装置。(D) 将离体心脏连接至ex vivo 灌注系统。(E) 灌注装置示意图，显示心脏已连接至系统以模拟生理条件。(F) 心脏心电图（ECG）记录装置。(G) 通过该装置展示缺血-再灌注（I/R）过程（步骤5）。请点击此处查看该图的放大版本。
图7：健康离体心脏与缺血/再灌注（I/R）心脏的比较。（A）记录假手术健康心脏和缺血/再灌注（I/R）心脏的左心室压（LVP）、心电图（ECG）及ECG传导延迟。（B）三苯基四氮唑氯化物（TTC）染色的健康心脏与I/R心脏切片的代表性照片。白色区域表示梗死区域的大小。请点击此处查看该图的放大版本。
图8使用多孔硅膜和柔性多电极阵列对离体大鼠心脏进行双向光电起搏与电记录 (A) 照片显示硅胶膜的固定情况，以及蛇形微电极阵列（MEAs）在心脏上紧邻硅胶膜的放置位置。B) 照片显示了安装在硅窗内的开口窗形硅膜和中空形微电极阵列（MEAs）的连接情况。C光学起搏在 离体 大鼠心脏在240次/分钟频率、1毫秒脉冲持续时间下，于三种不同刺激强度下分别呈现无捕获、部分捕获和完全捕获现象。D) 强度与持续时间关系图，用于评估设备的起搏阈值。E0.24 mW/mm² 下的光学起搏曲线2 强度和10 ms脉冲持续时间。 图8B-D 已从……进行了修改26. 请点击此处查看此图的放大版本。
图9：双向界面中的多点起搏与标测。（A）起搏与记录位点的位置。（B）等时图显示在开放式窗口结构的单晶硅器件上八个不同位置进行光刺激后，电信号激活的延迟情况。（C）在不同起搏位点处记录的典型对照和起搏状态下16通道ECG轨迹。通过刺激不同位置，可在不同记录位点检测到QRS波演变的空间激活引起的时间延迟。这些延迟可绘制成激活延迟图，从而实现对心脏表面传导路径的观察。本图经修改自26。请点击此处查看此图的放大版本。
图10．基于纳米多孔碳的生物电子器件用于心脏刺激与记录。（A）用于心脏刺激的多孔碳膜接枝金（Au-C）电极的光学图像。插图显示了金电极上蛇形结构微电容器的放大视图。（B）离体大鼠心脏对双相、方波电流波形在4 Hz频率下刺激的心电图（ECG）响应。在相同的4.0 mA/cm2电流密度下，使用金电极或Au-C电极刺激时，心脏表现出不同的心电图响应。（C）金和Au-C刺激电极在4 Hz刺激频率下的强度-持续时间曲线及其拟合曲线。（D）Au和Au-C电极在不同刺激持续时间下实现有效刺激所需的阈值电压。（E）使用金电极和Au-C电极装置记录的心电图信号基线曲线。（F）根据记录的心电图曲线计算的信噪比（S/N）。插图显示了用于心电图记录的金和Au-C电极阵列的光学图像（电极尺寸：1 mm；步长7.5）。该图已改编自27。请点击此处查看此图的放大版本。
图11不同硅器件的光电流比较及起搏阈值评估 (A四种硅基器件光电流强度的比较。蓝色迹线代表来自 N = 8 个独立器件的平均光电流，叠加的灰色迹线表示各个器件的测量结果。 accompanying 柱状图显示了峰值光电流（蓝色）和积分电荷注入量（橙色）。柱状图数据以均值 ± 标准差表示。比例尺：10 ms。B) 离体 使用三种不同的设备进行心脏起搏。起搏参数设置为频率 240 次/分钟，脉冲宽度 10 ms。该图已修改自26. 请点击此处以查看此图的放大版本。
图12：通过积分注入电荷和返回电荷来表征电荷平衡。（A）特征光电流轨迹中充电和放电过程的示意图。（B）电荷注入和电荷返回过程中总电荷的计算。结果显示，在不同刺激持续时间下，整体电荷平衡良好。本图经修改自26。请点击此处查看该图的放大版本。
图13：16通道MEA中各电极采集的代表性电信号。16个通道（Ch）中的电信号显示了离体跳动心脏的心电图（ECG）信息。该图已根据文献28进行修改。请点击此处查看此图的放大版本。
图14．基于纳米多孔碳的生物电子器件的电化学特性。（A）可兴奋组织与图案化碳界面之间的电化学界面。（B）金（Au）和金-碳（Au-C）电极的阻抗和相位谱，拟合曲线依据A图所示电路模型。（C）相同几何尺寸的金和碳图案的循环伏安（CV）测量结果，电压范围为相对于标准Ag/AgCl电极的-0.2至0.4 V。（D）双相恒流刺激周期中Au和Au-C电极的电压变化。该图改编自27。请点击此处查看此图的放大版本。
| 化合物 | 推荐品牌及货号 | 浓度 [mM] | 分子量 | 每 1 L | 每 2 L |
| NaCl | Sigma (S9625) | 126 | 58.4 | 7.36 | 14.7 |
| KCl | Sigma (P4504) | 5.4 | 74.6 | 0.4 | 0.8 |
| 葡萄糖 | Sigma (G7021) | 10 | 180 | 1.8 | 3.6 |
| HEPES | Sigma (H4034) | 10 | 238 | 2.383 | 4.766 |
| MgCl2.7H2O | Sigma (M9272) | 1 | 203 | 1 mL | 2 mL |
| 储存液 1 M | 储存液 1 M | ||||
| CaCl2.2H2O | Sigma (C3881) | 2 | 147 | 1 mL | 2 mL |
| 储存液 2 M | 储存液 2 M | ||||
| NaH2PO4 | Sigma (S0751) | 0.39 | 120 | 1 mL | 2 mL |
| 储存液 0.39 M | 储存液 0.39 M |
表1：HEPES Tyrode 溶液成分。
讨论
本方案介绍了 离体 大鼠心脏平台（图1A以及I/R模型，为生物电子学领域日益增长的研究需求提供快速便捷的器官水平电生理研究手段38详细描述了三种装置系统的制备与验证，即纳米多孔硅、柔性多电极阵列和纳米多孔碳图1B- D）， 作为双向电生理探测的基准。多孔纳米硅可实现低强度、电容性及高时空分辨率的起搏，柔性多电极阵列可实现心外膜电活动的多通道记录与映射，而多孔纳米碳与多电极阵列结合时，可实现低电压刺激和高信噪比记录。27.
光学起搏此前已通过光遗传学技术得到验证，该方法需要通过基因改造在靶组织中表达光敏离子通道33。尽管该方法有效，但因其依赖病毒载体或转基因手段，带来了显著的技术复杂性，并引发安全性、伦理及监管方面的担忧，尤其在临床应用中更为突出。相比之下，基于半导体的非遗传性生物刺激提供了一种更简单且更具临床转化可行性的替代方案39,40,40,42。硅及其他有机半导体材料能够在不进行基因修饰的情况下实现对组织的直接光电调控，利用容性光电流实现生物安全且电荷平衡的刺激。该方法在起搏强度方面可达到与光遗传学相当甚至更优的性能，其工作强度远低于激光安全阈值，从而最大限度地减少组织损伤31,32（图8）。基于半导体的非遗传性生物刺激避免了基因改造相关的各种障碍，为该技术在临床环境以及组织工程和生物电子医学等广泛领域的应用铺平了道路。然而，器件需要经过精心设计以实现与组织的有效整合，其中需充分考虑生物相容性，以及刺激与记录功能界面的位置选择（图8A-B）。此外，材料存在于组织表面可能会影响实时成像的可能性，除非器件被设计为对特定成像剂的激发-发射波长窗口透明。
在半导体光刺激材料中，多孔纳米硅因其无需人工回路电极而脱颖而出，不同于此前报道的其他材料26。这一独特性质源于其可根据光斑尺寸和位置形成空间上分离的阴极和阳极区域。被光照的表面作为阴极注入位点，而周围的外围区域则实现阳极电流回路。该机制可在单一、无像素结构的膜上实现多点刺激，从而实现精确且局部化的刺激。值得注意的是，局部光刺激（而非全局照明）对于形成高效的双极刺激模式至关重要。此外，器件尺寸显著影响其性能；在相同刺激条件下，较大的器件可产生更高的电流，进一步提升其功能多样性。
即使在健康的生物模型中，光控 pacing 失败也可能由多种因素导致，主要与器件完整性和生物界面耦合有关。首先，在心脏刺激之前，必须进行充分的光电流表征。低于预期的光电流可能源于材料降解43、长期储存后氧化层钝化、染色蚀刻过程中过度蚀刻、操作或转移时器件破裂，或在界面连接时器件方向错误。为减轻机械损伤，本研究采用聚二甲基硅氧烷（PDMS）作为柔性基底来承载纳米多孔硅膜，从而避免使用镊子直接操作时可能造成的损伤。其次，建立与心外膜的无缝界面至关重要，该实验体系中心外膜处于生物流体灌注环境中。过厚的生物流体层可能阻碍有效贴附，进而影响 pacing 效果。为增强生物界面耦合，可使用生物粘合剂42,43 或缝合技术来稳定连接，确保刺激的可靠性。值得注意的是，本研究中使用的纳米多孔硅具有生物可降解性，适用于短期 pacing 应用，但在生理条件下 1–2 天内性能会逐渐下降。若需更长期的稳定性，应考虑表面钝化44 或采用更耐用的半导体材料。
在离体起搏过程中，较高频率（例如 4 Hz）下左心室压力（LVP）的逐渐升高（图 8E）可能源于心肌收缩力增强、钙离子蓄积以及Frank-Starling机制45。提高起搏频率可改善细胞内钙循环及心室充盈动力学，从而增加前负荷和收缩强度46。尽管这可能会增加心肌氧耗和心律失常风险，但通过充分预氧合、密切心电图监测以及控制起搏参数，这些影响可被有效减轻。在本研究实验中，未观察到显著的不良反应。
在多电极记录中，明确电极在心脏上的位置及其相对于起搏电极的相对位置，对于有意义的分析至关重要。必须消除电极之间的串扰，以确保能够捕获到清晰的波形和时间上可分辨的模式。柔性电极阵列通常能与心外膜形成良好的界面；然而，可通过使用离子导电性粘附涂层（如薄水凝胶层）28,43来进一步增强粘附性，从而提高稳定性和信号质量。
具有大比表面积的纳米结构石墨烯/碳材料可用于电荷存储和注入，通过降低电极-生理盐水界面的阻抗并提高电荷注入能力，从而提升生物电子器件的性能35。目前将石墨烯材料图案化至柔性电极（如金电极）上的方法包括电沉积、旋涂和丝网印刷47。然而，这些方法通常涉及复杂的制备工艺，图案化能力有限，且由于粘结剂的无效体积导致性能下降。研究人员采用了一种激光合成方法，在纤维素基底上生成纳米结构的碳图案，随后将其转移至其他柔性薄膜上，以构建可顺应的生物界面，为生物电子器件的制备提供了一种简便而高效的方法。将几何尺寸小至单细胞水平的图案化碳涂层（可增强局部电场）与具有高孔隙率的碳膜结构（可降低电极-组织界面电阻）相结合，未来有望协同实现高效的生物刺激与信号记录48。
尽管该模型是一种便捷的疾病模型，但离体朗根多夫（Langendorff ex vivo）缺血/再灌注（I/R）模型缺乏系统性相互作用，将心脏与神经激素和免疫反应隔离，并依赖于缓冲液的人工灌注，这可能改变氧输送和内皮功能等生理条件。其有限的存活性使研究仅局限于急性事件。然而，该模型提供了高度可控的环境，可精确调节参数且具有良好的可重复性。同时，它还能实现实时心脏功能测量，因而成为探索缺血性心脏病新型治疗策略的有力工具。例如，可设想采用电刺激治疗设备对心脏进行预处理，使其适应严重的活性氧（ROS）环境，或降低ROS水平以促进恢复。此类治疗的效果可通过心率模式、心电图（ECG）波形和传导速度等指标进行评估。此外，多点刺激平台可提供心肌梗死的空间信息，从而更详细地评估受累区域。该方法还可展示与梗死严重程度相关的刺激阈值改善情况，为治疗方案的评估与优化提供全面的框架。
尽管该方案强调了三种设备在双向应用中的使用 离体 心脏模型的应用远不止于心肌组织。这些装置可轻松改造，用于其他电兴奋性组织或器官，如神经组织、骨骼肌和胃肠道系统，在需要精确电调控的场景中展现出重要价值，因而在生物电子医学的研究与转化应用中具有广泛的适用性。
披露
P.L. 和 B.T. 就纳米多孔硅器件的制备与应用申请了一项专利。P.L.、C.Y. 和 B.T. 就纳米多孔碳器件的制备与应用申请了一项专利。P.L. 和 B.T. 就柔性微电子阵列的制备与应用申请了一项专利。
致谢
本研究由美国国立卫生研究院通过资助编号1R56EB034289-01和1R01EB036091-01，以及美国陆军研究办公室通过资助编号W911NF-24-1-0053提供资金支持。P. L. 感谢Grier生物物理科学创新奖提供的支持。
材料
| 姓名 | 公司 | 目录编号 | 评论 |
|---|---|---|---|
| 16通道前置放大器 | Intan Technologies | C3334 | |
| 2,3,5-三苯基氯化四氮唑 | Sigma Aldrich | T8877-5G | 三苯基氯化四氮唑 |
| 2-丙醇（IPA） | Fischer Scientific | A451-4 | |
| 635 nm 激光器，500 mW | Laserglow | NA | |
| 丙酮 | Fischer Scientific | A18-4 | |
| Angstrom Evovac 电子束蒸发仪 | Angstrom | NA | |
| AZ 300MIF 显影液 | Microchemicals | 18441123163 | 显影液 |
| AZ nlof 2020 | Microchemicals | 1A002020 | |
| AZ NMP | Microchemicals | NA | 光刻胶去除剂 |
| AZ40XT-11D | Microchemicals | 1000300 | 光刻胶 |
| 缓冲氢氟酸 | Thermo Scientific | AA44627K2 | |
| CaCl₂·2H₂O | Sigma Aldrich | (C3881) | |
| CO2 激光器 | Universal Laser Systems | VLS 4.60 | |
| 导电银漆 | PELCO | 16062 | 电极与连接铜线之间的导电粘合剂 |
| 0.1 mm 包覆铜线 | Amazon | https://www.amazon.com/Enameled-Temperature-Resistance-Transformers-Inductors/dp/ B09TNM51S5/ref=asc_df_B09 TNM51S5?mcid=155de761ea4 c389ea86d45ba61a83e8d&tag =hyprod-20&linkCode=df0&hvadid =693675076770&hvpos=&hvnetw =g&hvrand=664358781094905 4431&hvpone=&hvptwo=&hvqmt =&hvdev=c&hvdvcmdl=&hvlocint =&hvlocphy=9021716&hvtargid= pla-1878323158943&psc=1 | |
| Digidata 1550 数字转换器 | Molecular Devices | NA | |
| 葡萄糖 | Sigma Aldrich | G7021 | |
| 无钙、无镁、无酚红的HBSS | Thermo Scientific | 14175095 | |
| Heidelberg MLA150 直写系统 | Heidelberg | NA | |
| 肝素（1000 IU/kg） | Sagent Pharmaceuticals | 1009655 | |
| HEPES | Sigma Aldrich | (H4034) | |
| 己烷 | Sigma Aldrich | 52750-10ML | 溶剂 |
| HF | Fisher Scientific | A513-500 | 痕量金属级 |
| HMDS 蒸汽预处理烘箱 | Yield Engineering Systems | NA | |
| HNO₃ | Fisher Scientific | A509P500 | 痕量金属级 |
| 热压 laminator | Office Depot | L410-A | 多层封装 |
| Intan RHD 系统 | Intan Technologies | C3100 | |
| iWorx 心电图仪 | iWorx | IA-400D | |
| iWorx LVD 探头 | iWorx | BP-100 | |
| iWorx 前置放大器 | iWorx | C-ISO-256 | |
| KCl | Sigma Aldrich | (P4504) | |
| 乳胶气球（4号） | Radnoti | 170404 | |
| MgCl₂·7H₂O | Sigma Aldrich | (M9272) | |
| NaCl | Sigma Aldrich | (S9625) | |
| 含Nafion 117的溶液 | Sigma Aldrich | 31175-20-9 | 纳米多孔碳图案的固定试剂 |
| NaH₂PO₄ | Sigma Aldrich | (S0751) | |
| NaOH | Sigma Aldrich | 221465 | |
| PDMS | Fisher Scientific | NC9285739 | |
| Plasma-Therm 电感耦合等离子体氟化物刻蚀机 | Plasma-Therm | NA | |
| PMMA（495 A6） | Microchemicals | M130006 | |
| 聚（均苯四甲酸二酐-共-4,4'-二氨基二苯醚） | Sigma Aldrich | 575801 | 聚酰亚胺前驱体 |
| 聚（乙烯-共-醋酸乙烯酯） | Sigma Aldrich | 437247-250G | 渗透用聚合物 |
| 聚乙烯醇 | Sigma Aldrich | 341584-25G | |
| 聚对苯二甲酸乙二醇酯（PET） | Amazon | KS-6304-21-11 | D型透明PET片，厚度0.0005"，宽度27"，长度10英尺，1片 |
| 恒电位仪 | BioLogic | SP-200 | 电刺激 |
| 光刻胶烘箱 | Despatch | LCC1-15-5 | |
| 扫描电子显微镜 | Carl Zeiss | Merlin | 形貌表征仪器 |
| 硅晶圆 | NOVA Electronic Materials | HS39626 | |
| 硅酮粘合剂 | WPI | KWIK-SIL-S | 封装 |
| 硼酸钠 | Sigma Aldrich | SX0355 | |
| SOI晶圆 | Ultrasil | 3-10541 | 取向类型：P/B(100)，埋氧层厚度：7±1 μm，电阻率：<.005 Ω·cm，顶层硅厚度：300±10 μm，电阻率：1–30 Ω·cm，埋氧层：1 μm±5%，UD-13998/UH-13962 |
| SU-8 2002 | Microchemicals | SU-8 2000 系列 | |
| SU-8 显影液 | Microchemicals | SU-8 2000 系列 | |
| 湿组织粘合剂 | 3M | 1469SB | |
| Whatman 定性滤纸，1号 | Sigma Aldrich | WHA1001150 | 碳图案化的基底 |
参考文献
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- Choi, H., et al. Adhesive bioelectronics for sutureless epicardial interfacing. Nat Elect. 6 (10), 779-789 (2023).
- Choi, Y. S., et al. Fully implantable and bioresorbable cardiac pacemakers without leads or batteries. Nat Biotech. 39 (10), 1228-1238 (2021).
- Cingolani, E., Goldhaber, J. I., Marbán, E. Next-generation pacemakers: from small devices to biological pacemakers. Nat Rev Cardiol. 15 (3), 139-150 (2018).
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