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方法文章

高通量兼容的三维组织模型用于电穿孔阈值的定量分析

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DOI：

10.3791/68494

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2025年8月19日

 ,  ,  , 
1North Carolina State University

本文内容

摘要

本方案利用计算建模，通过三维组织模拟物内转染细胞的空间分布，定量可逆与不可逆电穿孔的阈值，以实现对电穿孔方案的高通量分析。

摘要

电穿孔是一种利用电脉冲递送大分子并实现软组织消融的有前景技术，其应用包括新一代预防性治疗以及癌症等遗传性疾病的治疗。本研究展示了一种具备高通量能力的三维组织培养模型，可用于量化特定电穿孔方案下的可逆与不可逆电穿孔阈值。通过使用非均匀电场并分析转染细胞的空间分布，可在单个样本内同时确定可逆和不可逆阈值，从而提高电穿孔方案的表征效率，尤其有利于向体内应用转化。为验证该能力，采用环形与针状电极对包含HEK293细胞的三维组织模拟物进行转染，递送编码绿色荧光蛋白（GFP）的质粒。随后基于转染样本的荧光显微镜图像确定电穿孔阈值。该模型有望作为高通量评估电穿孔方案的有效手段，相较于当前评估此类阈值的方法具有显著优势——现有方法通常耗时较长，且对体内条件的代表性较差。

引言

可逆电穿孔（RE）是一种成熟的方法，用于将多种通常无法透过细胞膜的化合物和分子导入细胞1,2,3。该方法利用脉冲电场（PEFs）达到临界电场强度，从而在细胞膜的某些区域诱导产生瞬时、局部的纳米孔。RE 已被用于递送多种分子和化合物，范围涵盖染料、核酸到化疗药物及其他药物4,5,6,7,8,9,10。然而，若电场强度增加至足够高的水平，则会达到更高的临界阈值，导致细胞活力迅速下降1,2,11,12。这一过程被称为不可逆电穿孔（IRE），已被研究用于软组织消融，包括作为无法手术切除的肿瘤和心脏心律失常的治疗方法11,12,13,14,15,16。为了理解治疗效果并指导未来的治疗方案，量化 RE 和 IRE 的阈值在电穿孔研究中已成为常规做法12,17,18,19,20。然而，RE 和 IRE 的阈值会因多种因素而异，包括细胞类型、施加电压、脉冲持续时间、脉冲数量以及脉冲递送频率1,17,18,21,22。

电穿孔方案包含多个参数，这些参数导致可逆电穿孔（RE）和不可逆电穿孔（IRE）的阈值各不相同1,17,18,21,22最佳治疗电压和波形已得到长期研究。目前大多数商用的电穿孔技术采用的方案均为单极性脉冲电场，脉冲时长在100 µs至10 ms量级23尽管这些方案能够达到具有临床意义的效果，但会引发强烈的肌肉收缩 体内24,25,26因此，能够减轻这种刺激的较短双极微秒脉冲，已成为近期研究关注的热点1,11,24然而，这些脉冲引入了影响RE和IRE阈值的新因素，包括脉冲对称性、脉冲串持续时间以及温度依赖性。1,17,22,27此外，细胞类型和组织特性也被证明会显著影响RE和IRE的效果。19,28,29随着该领域的不断发展，有必要进一步表征这些因素以及它们彼此之间和其他可能环境因素之间的相互作用如何影响RE和IRE的阈值，这使得提高实验效率以实现高通量实验变得愈发必要。

典型的 体外 电穿孔实验通过在含有平行导电板的比色皿中处理细胞，使处理过程中比色皿内形成均匀的电场分布19,30,31,32,33,34如前所述，必须确定某一方案的可逆电穿孔（RE）和/或不可逆电穿孔（IRE）阈值，以识别特定治疗所适用的最佳施加电压。在比色皿实验中实现这一目标时，需对多个比色皿进行处理，每个比色皿施加不同的电压。这要求准备、处理和单独分析大量样本，从而限制了实验通量。为改进该过程，可采用二维（2D）35,36 和 3D13,20,27,37,38,39 已开发出培养模型，可通过使用产生非均匀电场分布的电极，在单个样品中评估一系列场强的变化。13,20,27,37,38,39然后根据电场分布的计算模型推导出RE和IRE的阈值13,20,27,37,38这极大地减少了所需样本的数量，从而实现更高通量的阈值定量分析。

本文旨在展示在三维条件下对RE和IRE场进行定量分析的这一方法 体外 模型以展示其作为在多种环境下（例如，细胞类型、处理参数、递送分子）高效评估电穿孔方案的潜力。

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方案

本研究中使用的试剂和设备列于材料表中。

1. 细胞准备

  1. 在生物安全柜中，将 HEK293 细胞系以 1 × 105 个细胞/mL 的密度接种，每瓶组织培养 T75 培养瓶加入 10 mL Eagle's 最低必需培养基，培养基中添加 10% (v/v) 胎牛血清和 1% 青霉素-链霉素。
  2. 将 HEK293 细胞置于 37 °C、含 5% CO2 的湿润化培养箱中培养。
  3. 接种后第 2 天进行实验，收获细胞：移除培养基，并加入 4 mL 0.25% 胰蛋白酶-EDTA 溶液处理细胞。
  4. 将细胞与胰蛋白酶在 37 °C、含 5% CO2 的湿润化培养箱中孵育 3–5 分钟，或直至细胞从培养表面脱落。
  5. 加入 4 mL 培养基以终止胰蛋白酶的酶活性。
  6. 在 180 × g 条件下离心 5 分钟收集细胞，弃上清，然后重悬于培养基中，调整细胞浓度至 8 × 106 个细胞/mL。

2. 三维组织模型的构建

注意：进行这些步骤时使用反向移液法，以防止将气泡引入混合物中。

  1. 在生物安全柜中，将制备好的细胞悬液（8 × 106 个细胞/mL）与I型牛胶原蛋白溶液（3 mg/mL）按1:1比例充分混合。操作过程中将混合物置于冰上或冷珠浴中，以防止过早聚合。
  2. 用移液器吸取500 µL混合溶液，加入12孔板的每个孔中，以覆盖孔底。为确保凝胶均匀覆盖孔底，应从孔的中心开始加样，然后轻轻向外螺旋式移动移液器。
  3. 轻轻晃动培养板，使凝胶边缘与孔壁充分接触。
  4. 将凝胶置于37 °C、含5% CO2的湿润培养箱中孵育6小时，或直至凝胶完全凝固，在倾斜培养板时不再移动。
  5. 倾斜培养板，使培养基沿孔壁缓慢滑下，每孔轻轻加入500 µL培养基，处理前至少预培养1小时。凝胶应在制备后48小时内进行处理。

3. 电极制备

  1. 取下两根直径为1.64 mm的304不锈钢钝头注射器针头上的塑料鲁尔接头。将其中一根针头留出，作为针电极。对于另一根针头，将其一端最后5 mm压平。
  2. 通过截取一段外径为19 mm的316不锈钢管，制备环形电极，其长度应足以紧贴在孔板底部。
  3. 使用CAD软件设计电极支架，如图1所示。确保支架中央设有针电极孔，外周设有一凹槽用于固定环形电极，并设有一个与凹槽相交的孔，以便插入压平端的针头，形成过盈配合，从而将环形电极固定在位。
    1. 此外，应确保支架设计有凸缘，可紧密嵌入12孔板中，并使环形电极与针电极在孔内居中，从而使电极与孔保持同轴38。
  4. 采用成熟的激光切割技术40，使用丙烯酸材料加工电极支架。
  5. 将环形电极和针电极安装至电极支架中，完成电极组件的组装。
  6. 通过将带有压平端的针头压入支架，实现对环形电极的固定。

4. 采用电穿孔技术处理三维组织模型

  1. 在生物安全柜中，倾斜培养板，从每个孔中吸出 400 µL 培养基，注意不要接触凝胶。每个吸液后的孔中应保留 100 µL 培养基，以维持凝胶的水合状态。如果待吸出的液体少于 400 µL（移液器未吸到液体或吸入空气），则需添加 100 µL 培养基。
  2. 将 20 µL 浓度为 5 µg/µL 的 GFP 质粒溶液加入上述已吸液的孔中（使每孔总体积为 120 µL），操作时倾斜培养板，将试剂加至沿孔壁积聚的液体中。轻轻摇晃，确保其均匀分布在凝胶表面。
  3. 将凝胶置于 37 °C、5% CO2 的湿化培养箱中孵育 10 分钟。
  4. 将光纤温度探针插入针状电极中，并开始读取温度。
  5. 将电穿孔仪的正极导线连接至针状电极，负极导线连接至固定环形电极的针头。
  6. 打开加热板，加热凝胶，使其保持在 37 °C。
  7. 将带有光纤温度探针（插入针状电极中）的环-针电极插入孔内。确保针状电极垂直于培养板，且两个电极均与凝胶完全接触。
  8. 确认凝胶温度达到 37 °C。
  9. 进行电穿孔处理。
  10. 向任何看起来干燥的凝胶中添加 100 µL 培养基。
  11. 重复步骤 4.7–4.10。
  12. 所有处理完成后，将凝胶置于 37 °C、5% CO2 的湿化培养箱中孵育 10 分钟。
  13. 倾斜培养板，沿板壁缓慢加入 500 µL 培养基至每个孔中，使其沿孔壁滑下。
  14. 将凝胶置于 37 °C、5% CO2 的湿化培养箱中孵育 24 小时。

5. 洗涤与成像

  1. 倾斜培养板，从每个孔中吸出培养基。注意不要接触凝胶。
  2. 倾斜培养板，沿孔壁缓慢加入500 µL磷酸盐缓冲液（PBS），使其沿孔壁滑入孔底。
  3. 将凝胶置于37 °C、含5% CO2的湿化培养箱中孵育5分钟。
  4. 倾斜培养板，吸出每个孔中的PBS。注意不要接触凝胶。
  5. 倾斜培养板，沿孔壁缓慢加入500 µL磷酸盐缓冲液（PBS），使其沿孔壁滑入孔底。
  6. 轻轻晃动培养板，倾斜后吸出每个孔中的PBS。注意不要接触凝胶。
  7. 向每个孔中加入100 µL新鲜PBS，以保持凝胶湿润，便于成像。
  8. 使用标准荧光显微镜技术对培养板进行成像。应获得凝胶图像，其中可见明显的绿色环状区域，该区域的外缘和内缘分别由可逆与不可逆电场阈值界定。
  9. 倾斜培养板，沿孔壁缓慢加入500 µL培养基，使其沿孔壁滑入孔底。
  10. 将凝胶置于37 °C、含5% CO2的湿化培养箱中孵育24小时。
  11. 对每个时间点重复步骤5.1–5.10。

6. 计算模型的构建

  1. 打开物理仿真软件，创建一个新的二维轴对称模型，该模型需包含电流、固体中的热传递以及电磁加热物理场。
  2. 为实验装置中的电压、环境温度、加热板温度、温度设定点、脉冲递送速率、累积电剂量以及环形和针形电极、凝胶和孔板的尺寸创建参数。
  3. 创建代表实验装置中环形电极和针状电极的径向截面、凝胶以及培养板孔的几何域 图2A.
  4. 在凝胶高度的中点处，将探针点放置于中心电极内部，以代表体外实验中使用的光纤温度探针。
  5. 创建一个以温度为输入参数的分段函数。
  6. 定义该函数，当温度低于第6.2步中设定的温度设定参数时，其值为1，否则为0。
  7. 将电压边界条件施加于代表针电极的域几何体最上表面，并将电压值设置为第6.2步中定义的电压参数乘以第6.6步中的分段函数在第6.4步创建的探针点温度处的取值。
  8. 将接地边界条件应用于表示环的域几何体的最上表面 电极
  9. 对所有剩余的域边界应用电绝缘边界条件。
  10. 创建一个使用温度的连续函数。
  11. 使用已建立的模型定义函数27 胶原凝胶的温度依赖性电导率为 0.8277 + 0.0323*T。
  12. 定义一种自定义材料，并将电导率设置为步骤6.11中定义的连续函数。将该材料应用于凝胶区域。
  13. 指定材料，或在可用时使用软件默认设置，将304和316不锈钢材料分别分配给针状电极和环形电极区域，将聚苯乙烯分配给孔板区域。
  14. 在模型底部施加温度边界条件，并将温度值设为 37 °C。
  15. 对所有不与其他区域相接的区域边界施加表面环境辐射边界条件，并根据区域分别属于板、凝胶或电极，将发射率设置为 0.97、0.9 和 0.07527.
  16. 向模型中添加一个自由三角形网格，将单元尺寸设置为更细。
  17. 若需评估多个参数水平，应创建一个参数扫描，列出待评估参数的所有取值。
  18. 单击以运行模拟 计算 按钮
  19. 完成后，在“结果”部分创建电场的二维截线图。
  20. 定义一条从针状电极经凝胶区域中心到环形电极的切线。该切线应呈现出从针状电极边缘到环形电极边缘的指数衰减。
  21. 将绘图数据导出为 .csv 或 .xlsx 文件，以创建查找表。

7. 阈值推导

  1. 使用显微镜的软件，沿垂直和水平轴测量环形区域外边缘和内边缘的直径。如果软件不具备此功能，请使用 ImageJ 进行测量。
  2. 分别对外径和内径取平均值，再除以二，计算出环形区域的外半径和内半径。外半径界定可逆电穿孔（RE）阈值，内半径界定不可逆电穿孔（IRE）阈值。
  3. 利用步骤 6.21 中创建的查找表，推导在测得半径处的电场强度。

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结果

环形电极与针形电极成功将编码绿色荧光蛋白（GFP）的DNA质粒递送至嵌有HEK293细胞的三维胶原组织模拟物中。通过测量转染区域的外半径，并根据实验装置的计算模型推导出相应的电场强度，实现了可逆电穿孔（RE）阈值的成功量化，如图2所示。不可逆电穿孔（IRE）阈值则通过测量转染区域的内半径进行类似量化。图3A-C展示了使用双极微秒级脉冲电场（PEF）的三种实验方案所获得的RE和IRE阈值（分别以白色和红色轮廓标出）。各方案采用“P-N-D”命名法描述波形的正向脉冲时长（P）、负向脉冲时长（N）以及两个组分之间的延迟时间（D）。每个波形重复施加多次以形成一个脉冲串，总通电时间约为100 µs（例如，2-1-1波形单次通电时间为3 µs，因此重复34次形成总通电时间为102 µs的脉冲串）。在其中一种处理中，每个脉冲串进行到一半时将P和N值互换，从而产生整体电荷中性的“脉冲串平衡”处理。所有处...

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讨论

通过该方法，无需在离散电压下测试多个样品即可确定可逆电穿孔和不可逆电穿孔的阈值。利用非均匀电场可基于模型中转染细胞的空间分布进行量化分析。然而，这种非均匀分布也存在局限性。首要问题是，本文所述的RE和IRE阈值分别对应成功转染和细胞死亡的阈值，可能并非电穿孔程度的直接测量结果。例如，部分细胞可能发生电穿孔，但其孔隙不足以实现转染；或部分细胞可能因基因过表达等非电穿孔相关现象而死亡。尽管这并不会显著影响电穿孔方案的转化应用 体内 由于分子摄取程度和治疗导致的细胞死亡是关注的指标，基础研究可能需要更高的精确度，而通过该模型结合其他检测方法（如钙黄绿素和碘化丙啶）可实现这一目标。27,37此外，该模型仅能确定与特定方案相关的可逆电穿孔（RE）和不可逆电穿孔（IRE）阈值，而无法确定该方案的转染效率。然而，利用这些方法评估上述阈值范围，可确保在评估转染效率的实验中选择合适的电压参数，尤其 体内.

电极放置对于确保治疗的可重复性至关重要。如...

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致谢

本工作在北卡罗来纳州立大学完成，并由美国国立卫生研究院（R01CA272550）资助。

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材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
0.25% 胰蛋白酶-EDTAGibco25200056
1000 µL 移液器吸头Fisher Scientific13-811-164
15 mL 圆锥形离心管Fisher Scientific14-959-70C
200 µL 移液器吸头Fisher Scientific13-811-139
304 不锈钢钝头针头McMaster Carr75165A753
316 不锈钢管McMaster Carr89785K319
丙烯酸材料McMaster Carr8505K754
生物安全柜Fisher Scientific13-261-312
CAD 软件Dassault SystemsSolidWorks
离心机NuaireNU-C200R
电穿孔仪Hbio45-0662本研究中使用了自行构建的装置和 BTX ECM 830 系统
EMEM 培养基Fisher ScientificMT10009CV若使用 HEK293 以外的细胞系，此条件可能有所不同 
康宁 Falcon 12 孔透明平底组织培养处理多孔细胞培养板（带盖）Corning353043可使用任意 12 孔板，但在制造电极支架时需考虑孔的尺寸
胎牛血清（FBS）Fisher ScientificA5670701
光纤温度探针Micronor Inc.TS5-20MM-02
GFP 质粒AldeverongWiz-GFP
HEK293 细胞ATCCCRL-1573可使用其他细胞系，只需确保使用正确的培养基
加热板Thermoelectric Cooling America CorporationAHP-301CPV
冰浴或冷藏珠浴Fisher Scientific10-876-001
图像分析软件LeicaLAS X
培养箱Fisher Scientific15-015-2633
倒置荧光显微镜LeicaDMi8
激光切割机McMaster Carr7344N11
青霉素-链霉素Fisher Scientific15140122
移液器套装Fisher Scientific14-388-100
仿真软件COMSOLCOMSOL Multiphysics 6.2
T75 培养瓶Fisher Scientific156499
I 型牛胶原蛋白溶液Advanced Biomatrix50053 mg/mL

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