应用狄克森上下法结合精细运动分类估算大鼠七氟烷最低肺泡浓度

摘要

本方案旨在通过Dixon上下法设计，评估接受标准化疼痛刺激的镇静大鼠的麻醉深度。此外，本文还对观察到的各种运动模式进行了分类。

摘要

使用挥发性麻醉剂时，其效力的标准衡量指标是最小肺泡浓度（MAC），定义为在给予疼痛刺激时，50%的受试对象不出现运动反应的肺泡药物浓度。在临床和实验研究中，目前的共识认为，只有"明显的有目的性运动"才被视为阳性运动反应，因此可提示镇静深度不足。然而，在人类和动物中，合适的麻醉深度因个体而异，受多种影响因素（如同时使用的其他药物）调节。本研究在大鼠中开展了两项动物实验，旨在考察四氢大麻酚和乙醇对最常用的挥发性麻醉剂之一——七氟烷作用的影响。为估算MAC值，采用了Dixon上下法设计。对第一只动物选择一个预设剂量的七氟烷，在15分钟的平衡期后，使用外科钳夹对大鼠尾巴远端三分之一处施加标准化的疼痛刺激，并记录动物对该刺激的反应（阳性或阴性）。若出现阳性运动反应，则下一只动物的给药剂量增加；反之，若大鼠未出现运动反应，则下一只动物的剂量减少。采用等渗回归分析和自助法（bootstrap method）估算MAC值及其95%置信区间。本文详细阐述了利用上下法设计评估大鼠麻醉深度的实验方案，并首次对施加标准化疼痛刺激时镇静大鼠的运动模式进行了系统性的描述与分类，以提高未来研究的可重复性。

引言

七氟烷是最常用的挥发性吸入麻醉药之一¹其效力通过最低肺泡有效浓度（MAC）进行评估，MAC定义为在50%的患者中不产生对疼痛刺激运动反应的肺泡浓度^2,3,4. 由于大鼠相较于人类具有更高的同质性，可作为动物模型用于确定最小肺泡浓度（MAC）。通常使用外科钳夹在大鼠尾部远端三分之一处施加疼痛刺激². 采用其他疼痛检测方法无法保证与先前研究的可比性，因此可能导致结果出现差异。由于对刺激产生的运动反应模式存在高度多样性，目前的共识认为，仅 "粗大自主运动" 被视为阳性运动反应³然而，该定义在哪些具体类别可被视为符合条件方面缺乏进一步的细化 "粗大目的性" 以及动作在何种程度上应符合此标准。这一点至关重要，因为在临床环境中，对刺激产生运动反应可能表明镇静深度不足。

多种因素会影响麻醉状态，包括年龄⁵、合并症⁶、肝功能受损⁷或低体温⁸。此外，与麻醉药同时给予的药物会显著影响麻醉深度。例如，诱导阶段常用的芬太尼和丙泊酚可减少所需七氟烷的剂量^9,10。另外，已有研究表明利多卡因或普瑞巴林可降低七氟烷的最低肺泡浓度（MAC）^11,12。 Furthermore，近期摄入酒精或四氢大麻酚（THC）等物质也可降低MAC，从而增强麻醉深度^13,14。相反，有研究提示拟交感神经药物可能通过刺激中枢神经系统而减轻镇静程度¹⁵。

为了提高未来研究的可重复性，本文提供了采用Dixon上下法设计¹⁶评估大鼠最小肺泡浓度（MAC）的详细实验方案及视频说明。与以往MAC研究相比，本方案明确了支持跨实验室可重复性的具体操作步骤。此外，本研究对两项既往已发表研究的视频资料进行了重新分析，并根据运动反应的范围和模式对反应类型进行了分类（协调性运动——翻滚、伸展、跳跃式运动，以及非协调性运动——蜷缩）。因此，本研究还创新性地对接受镇静的大鼠在标准化疼痛刺激下的运动模式进行了系统描述与分类，旨在提升未来研究的可重复性。

方案

所有实验动物研究均经维也纳医科大学动物实验机构委员会及主管监管机构（奥地利妇女、科学与研究部）批准。实验在持续维持麻醉状态下进行。即使动物出现运动，也不会有意识地感知疼痛¹⁷。实验使用81至95日龄的成年Wistar大鼠。

1. 实验动物与饲养

1. 根据动物的体重和性别进行分组饲养。将雄性和雌性分开，并在实验开始前至少饲养14天以适应环境。每笼最多放置3只体重超过400 g的大鼠或4只体重低于400 g的大鼠。
2. 维持环境条件为12小时光照/12小时黑暗循环，环境温度为22 °C，相对湿度保持在45%至65%之间。
3. 定期称量每只动物的体重，并在每次操作前记录其体质量。
4. 将动物从饲养区单独运送至实验场所。运输时用布覆盖笼具以减少视觉应激，并将未参与实验的动物安置于独立房间，避免其接触实验操作过程。

2. 仪器设备设置

1. 实验开始前，确认所有必需的设备均处于正常工作状态且可正常使用。根据机构指南或标准操作程序进行设备检查，包括适用的泄漏测试、校准和电源功能测试。
2. 使用一个密闭透明的舱室（15 cm × 20 cm × 9 cm）放置大鼠。确保舱室配备一个15 mm的开口，以便从外部固定尾巴，同时尽量减少气体泄漏。
3. 将进气管路连接至七氟烷挥发罐和氧气源。
4. 在舱室的另一侧连接出气管路，同时接入废气抽取系统和麻醉监测仪，以记录七氟烷浓度。
5. 确认直肠温度计、加热垫和红外加热灯处于正常工作状态。使用参考设备校验温度计，检查加热垫是否能达到目标温度范围，并验证红外灯能够开启且保持稳定的输出功率。根据当地安全规程，将红外灯置于测试舱室正上方的安全距离处。
6. 准备一把25 cm的动脉夹，用于施加标准化的疼痛刺激。

3. 药物制备

1. THC 制备（可选）
   1. 使用浓度为 25 mg/mL 的 THC 制剂。通过将每只动物的体重（以千克计）乘以 (10 mg/kg / 25 mg/mL)，计算出每只动物所需的体积，结果为每千克体重 0.4 mL。
   2. 使用正排量移液器准确吸取每只动物所需的计算体积。此阶段不要进行给药。准备好移液器并将其放置一旁，待后续在药物给药步骤中使用（见步骤 4.6）。
   3. 使用适合灌胃的移液器吸头，例如能够安全容纳最多 0.3 mL 液体的吸头。直接使用已装液的移液器进行口服灌胃。每次使用后丢弃吸头，以防止交叉污染。
2. 乙醇制备（可选）：
   1. 配制所需剂量浓度的乙醇，分别为 1 g/kg 或 2 g/kg。使用高浓度乙醇制剂（例如 96–100%）作为基础，用 0.9% 生理盐水溶解，使每只动物的总体积达到 10 mL/kg 体重。对照组使用等体积的生理盐水作为安慰剂。遵循所有机构安全指南，特别是有关易燃物质操作和储存的规定。
   2. 使用合适规格的注射器（5 mL 或 10 mL，根据动物体重选择），准确吸取每只动物所需的计算体积。此阶段不要进行给药。准备好注射器并将其放置一旁，待腹腔注射时在药物给药步骤中使用（见步骤 4.6）。安装 23 G 针头用于注射，并用相应的针帽覆盖，以防在使用前造成伤害。

4. 药物应用

1. 将大鼠放入麻醉诱导室，以3 L/min的流速通入含3.5 vol%七氟烷的100%氧气，诱导麻醉以进行药物给药。
2. 等待约3–5分钟，直至动物在视觉上呈现无意识状态。
3. 通过轻轻倾斜诱导室使动物翻转至仰卧位，进行翻正反射测试。若动物在10秒内未尝试恢复体位，则认为麻醉深度足够。
4. 暂时将七氟烷浓度降至0，用100%氧气冲洗诱导室15秒，以减少实验人员接触麻醉气体。
5. 将动物从诱导室中取出，并置于气体输送管前方，继续输送相同浓度的七氟烷以维持麻醉状态，直至完成给药。若待测物质给药过程足够短暂，不足以导致动物从麻醉中苏醒，则可跳过此步骤。
6. 根据实验设计给予相应物质：通过胃灌胃给予10 mg/kg的THC，或腹腔注射给予1 g/kg或2 g/kg的乙醇。具体配制方法参见第3节，并遵循机构指南进行灌胃和腹腔注射操作。
7. 将动物放回笼中恢复。
8. 给予乙醇后等待1小时，给予THC后等待2小时，再继续后续操作。

5. MAC 检测的麻醉诱导

1. 等待期结束后，将大鼠重新放入密闭的测试舱内，并通入确定比例的七氟烷与氧气混合气体。确保氧气流量恒定为 3 L/min。根据每只动物的具体情况确定其个体化的七氟烷浓度（步骤 9.1），每组第一只动物可从 2.6 vol%（或根据统计学设计设定的其他起始浓度）开始。下文将详细描述上下法设计的具体操作。
2. 打开红外加热灯。
3. 等待约 3–5 分钟，直至动物在视觉上呈现无意识状态。
4. 通过轻轻倾斜测试舱使动物翻转至仰卧位，进行翻正反射测试。若其在 10 秒内未尝试恢复体位，则判断麻醉深度已足够。
5. 暂时将七氟烷浓度降至 0，并以 100% 氧气冲洗舱内 15 秒，以减少实验人员对麻醉气体的暴露。
6. 迅速打开测试舱并插入直肠温度计。在整个操作过程中持续监测核心体温，并相应调节红外加热灯和加热垫的强度。
7. 通过测试舱上的小开口将尾巴引出舱外。
8. 迅速关闭测试舱。
9. 在继续下一步操作前，立即恢复至目标七氟烷浓度。

6. 平衡时间

1. 给予15分钟的平衡期。
2. 持续监测动物的核心体温（37.2 °C ± 0.3 °C），并相应调节加热装置以维持正常体温。

7. 疼痛刺激

1. 确定尾部远端三分之一的位置。
2. 通过将钳子锁定在其第三档位置（施加约 50 N 的力）施加疼痛刺激。
3. 保持钳子在第三档位置，直至大鼠出现阳性运动反应，但最长不超过 1 分钟。
4. 在实验记录中注明是否存在运动反应，并简要描述所观察到的运动模式及其范围。运动模式的分类参见第 11 条。

8. 恢复

1. 关闭蒸发器和加热灯，将大鼠放回笼中。

9. 上升-下降设计

1. 使用Dixon上下法设计确定下一个实验的七氟烷浓度。如果前一只动物对刺激出现运动反应，则将下一只动物的浓度增加0.2%pt；反之，如果前一只动物未出现任何运动反应，则将浓度降低0.2%pt。

10. 安乐死（如适用）

注意：安乐死并非实验本身固有的必要步骤，必须咨询相关的动物实验机构委员会。在所引用的两项研究中，决定进行心脏穿刺采血，并在之后对动物实施安乐死。动物未按照步骤8.1所述返回笼中，而是直接继续进行步骤9.1的操作。

1. 通过将 300 mg 戊巴比妥溶解于 1 mL 生理盐水中来配制安乐死溶液。将溶液吸入注射器中，并在采血后立即准备好使用。
2. 将大鼠从箱中取出，置于呼吸管前方，吸入含 3.5 vol% 七氟烷的 100% 氧气以维持持续麻醉。将动物仰卧位放置，以便无障碍接触胸腔区域。
3. 使用 23 G 针头和 5 mL 注射器进行心脏穿刺采血。用手指轻柔触诊心跳以定位心脏。将针头插入剑突稍尾侧、中线略偏左侧，并以浅角度进针。
4. 边缓慢抽吸边调整针头位置，直至观察到血液流动。采集所需体积的血液。
5. 完成采血后，小心将注射器从针头上取下，换上预先装有戊巴比妥溶液的注射器。将全部 1 mL 溶液经心内注射给予，以确保按照机构伦理指南实施安乐死。

11. 继续实验

1. 对每只实验动物分别从第3步开始重复实验。

12. 运动模式分类（可选）

1. 将行为反应分为以下类别：
   1. 滚动：当行为反应涉及身体沿纵轴的轴向旋转时，归类为滚动。
   2. 伸展：当行为反应表现为四肢和身体双侧对称性向外伸展时，归类为伸展。
   3. 跳跃式运动：当行为反应表现为以后肢为主的突然踢动或抽动，类似整个身体短暂的跳跃样爆发运动时，归类为跳跃式运动。
   4. 蜷曲：当行为反应涉及强度不一的不协调性向内运动，导致身体向中心弯曲时，归类为蜷曲。

结果

在THC研究中，对照组MAC的自举估计值为2.8 vol%（95%置信区间：2.7–2.9 vol%），10 mg/kg THC组为2.1 vol%（95%置信区间：1.8–2.4 vol%）¹³。

在乙醇研究中，对照组的估计MAC为2.24 vol%（95% CI：1.97–2.94 vol%）。在1 g/kg乙醇组中，MAC为1.65 vol%（95% CI：1.40–1.98 vol%），而在2 g/kg乙醇组中，MAC为1.08 vol%（95% CI：0.73–1.42 vol%）¹⁴。小数位数的差异反映了两项研究原始报告惯例的不同。不同组别的MAC曲线见图1。

THC 研究共纳入 38 只动物，乙醇研究共纳入 48 只动物。通过对两项研究的视频资料进行分析，THC 研究中记录到 39.58% 的病例出现阳性运动反应，乙醇研究中为 47.36%。提供了阳性运动（<...

讨论

本研究通过详细阐述关键的方法学步骤并解决常见问题，优化了大鼠七氟烷MAC测定的实验方案，旨在为麻醉深度评估提供一种更标准化且可重复的方法。

准确测定最小肺泡浓度（MAC）对于实验性和临床麻醉实践均至关重要。本研究通过提供一种清晰且可重复的动物模型七氟烷效价评估方法，丰富了现有文献。该优化后的方案在药理学和神经科学研究中尤为有价值，因为在这些领域中，精确控制麻醉深度至关重要。标准化MAC测定方法有助于提高不同研究之间的可比性，并支持对麻醉效能进行更准确的评估。

为确保一致性和准确性而确定的关键步骤包括：（i）15分钟的平衡期，以确保麻醉剂分布均匀。（ii）使用手术钳在尾部远端三分之一处标准化施加疼痛刺激。（iii）明确区分并记录明显的有目的运动。（iv）根据"上下法设计"进行精确的剂量调整。

夹具压力的一致性、选择相同的尾部区域以及充分的观察者培训对于减少变异性至关重要。通过共识讨论来排查模糊的运动反应，有助于提高数据的一致性。

材料

本文使用的材料清单

姓名	公司	目录编号	评论
密闭透明腔室	N/A	N/A	Generic
动脉夹	KLS Martin	13-410-22-07	25 cm
Dräger Primus	Dräger Austria GmbH	Primus
Dräger Vapor 2000	Dräger Austria GmbH	Vapor 2000
恒温毯控制单元	Harvard Apparatus, Holliston, Massachusetts, USA	50-7137	230 V
手动移动式婴儿暖床	Fisher/Paykel, Auckland, New Zealand	IW9210/920