本方案基于每日尿量及血清肾功能检测值，对移植物功能充分性作出客观定义，以可重复且客观的方式判断移植后7天内移植物是否能够独立维持机体稳态，无需依赖透析治疗。
本文内容
摘要
摘要
延迟移植物功能（DGF）通常定义为肾移植术后7天内需要透析；然而，目前的定义往往依赖于主观的临床判断，缺乏准确描述移植物功能充分性的标准化标准。这种不一致性阻碍了诊断和研究结果的比较。本方案通过可量化的尿量和血清肾功能数值设定DGF的客观阈值，以客观描述移植物功能的充分性及其维持内环境稳态的独立能力。在猪模型中开展研究具有挑战性，原因在于缺乏DGF的共识性诊断终点，且难以长时间实施透析。为解决这一问题，我们提出了一项明确定义的方案，用于在30分钟孤立性肾热缺血后、模拟心脏死亡后供体（DCD样）获取的猪肾自体移植模型中定义并诱导DGF。我们介绍了在雌性猪只中实施的无创Foley导尿管置入、中心静脉通路建立以及动脉导管监测方法，以实现准确的尿量测量、每日实验室检测和术中监测。这些技术细节的描述旨在确保研究的透明性和可重复性，从而在猪模型中建立一个可标准化的DGF研究终点，以重现临床表型。
引言
美国肾移植等待名单上的患者已超过9万名。由于供体器官短缺，每年完成的肾移植手术不足3万例，而每年新增等待移植的患者数量与此相近1。为应对日益严重的器官短缺问题，越来越多原本被认为次优的缺血损伤性DCD供肾被选用。事实上，自2023年起，美国移植的肾脏中已有50%来自DCD供者。DCD供肾与较高的移植肾功能延迟恢复（DGF）发生率相关。大多数研究将DGF定义为肾移植术后7天内需要透析治疗。尽管DGF是一种暂时性的移植肾功能不全，但它与早期和晚期移植肾排斥反应发生率升高相关，且移植肾的中位存活时间缩短至8–12年2。由于缺乏客观、标准化的定义，以及在猪模型中长期透析存在技术困难，DGF在猪模型中难以研究，且其定义主要依赖主观临床判断。在本研究中，我们建立了一种客观、标准化的方案，用于定义移植肾功能充分性，并在猪肾自体移植模型中诱导DGF。由于异种移植研究已证实猪肾与人肾在功能上具有相似性，该方案可转化为应用于人类肾移植研究。本模型选择猪肾自体移植，主要目的是将缺血-再灌注损伤作为导致早期移植肾功能不全的唯一变量，从而排除同种异体免疫反应或免疫抑制药物毒性等混杂因素的影响。
延迟移植物功能的定义：为了克服以下两个主要挑战：1）客观定义移植物功能是否充分；2）在无需透析支持的情况下，明确该表型的暂时性特征，并将其作为过渡至移植物功能恢复的桥梁，我们采用客观的尿量和肾功能检测指标来界定该疾病。通过标准化液体复苏量、自体移植标准以及排除吻合口功能障碍（动脉、静脉或输尿管），可排除导致移植物功能不全的永久性解剖学原因。我们将猪自体移植中的延迟移植物功能定义为：由于长时间无尿（<100 mL/天）超过3天所引起的早期暂时性移植物功能不全，导致血尿素氮（BUN）、肌酐和钾不同程度蓄积，直至达到人道终点（血钾 ≥ 8 mEq/L，提示高危心脏心律失常，需紧急或急诊透析）；且此状态并非由吻合口功能障碍所致。 根据此定义，功能正常的移植物能够产生足够的尿量以维持电解质平衡，并使BUN和肌酐水平呈下降趋势；相反，功能不全的移植物无法产生足够尿量以排出BUN和肌酐，从而引发危及生命的高度血钾症，需依赖透析（若无法透析则需实施人道安乐死），其原因为可逆性的实质缺血-再灌注损伤，而非不可逆的吻合口功能障碍或排斥反应。
方案
本研究已获得杜克大学机构动物护理和使用委员会（IACUC）的批准。本模型使用仅限雌性（便于无创性 Foley 导尿管插入）的约克夏猪，体重为 40-50 kg（便于肾血管和输尿管口直径适合插管操作）。该方案可由四人团队实施：一名外科医生、一名助手、一名器官灌注师和一名研究管理者（负责样本、耗材和数据）。
1. 术后第-1天（POD-1）（肾脏获取）
- 麻醉
- 通过肌内注射（IM）给予动物氯胺酮（22 mg/kg）和咪达唑仑（0.5 mg/kg）进行术前给药。
注意：起始使用相对较高剂量的氯胺酮有助于安全减少术中对异氟烷的需求。 - 最初通过鼻罩以1-1.5%（最高不超过2.5%）浓度输送异氟烷，直至下颌和上呼吸道松弛，以便进行气管插管。将潮气量设定为7-7.5 mL/kg，通气频率设定为18-20次/分钟，以维持生理水平的血氧饱和度和PCO2。轻柔涂抹眼膏和/或用胶带闭合眼睑，以防止角膜刮伤或干燥。
- 通过肌内注射（IM）给予动物氯胺酮（22 mg/kg）和咪达唑仑（0.5 mg/kg）进行术前给药。
- 隧道式中心静脉导管置入
- 将一根9.6 Fr单腔Hickman隧道式中心静脉导管从猪背部肩胛骨之间穿出皮肤，以便无痛地按需采血，同时允许动物侧卧而不引起明显不适，并降低中心静脉导管移位或损伤的风险（图1）。
- 皮肤消毒后，使用11号刀片在肩胛骨之间、颈背部以及右侧颈部前侧分别做三个浅表皮肤穿刺切口，穿透真皮至皮下脂肪层。
- 使用组织隧道器创建连接这三个切口的皮下隧道。在俯卧位下，将导管从肩胛骨之间穿至右侧颈部前方。
- 为将中心静脉导管置入右侧颈外静脉（EJ），将猪转为仰卧头低脚高位，使用18 G穿刺针结合Flourney和Mani解剖三角定位技术3抽吸确认颈外静脉。采用Seldinger技术4将导丝插入血管腔内，使用可剥离导入器扩张通道，将Hickman导管沿导丝送入颈外静脉腔内，并将中心静脉导管固定于背部。确认回血后，用肝素封管，每次使用后均需重复此操作5。若右侧颈外静脉穿刺困难，可使用组织隧道器将皮下隧道延伸至气管前方，并将导管引至左侧颈部，用于左侧颈外静脉置管。
- 将一根9.6 Fr单腔Hickman隧道式中心静脉导管从猪背部肩胛骨之间穿出皮肤，以便无痛地按需采血，同时允许动物侧卧而不引起明显不适，并降低中心静脉导管移位或损伤的风险（图1）。
- 导尿管置入（三种侵入性递增的方法，用于插入失败时）
- 手动法
- 将动物仰卧位置于手术台上。用聚维酮碘消毒阴道穹窿周围皮肤，并向阴道穹窿内注入10 mL聚维酮碘（以减少微生物负荷和尿路感染风险）。
注意：即使完全充气，5 mL气囊也容易滑脱。 - 手动插入一根12-14 Fr润滑过的Foley导管，导管内可加置导丝以增加硬度，通过触诊在阴道口前壁（腹侧）约4-5 cm深处寻找尿道开口并插入。
- 将动物仰卧位置于手术台上。用聚维酮碘消毒阴道穹窿周围皮肤，并向阴道穹窿内注入10 mL聚维酮碘（以减少微生物负荷和尿路感染风险）。
- 窥器法：若手动法失败，使用润滑的窥器暴露阴道内的尿道开口。用长型DeBakey钳夹持无菌纱布轻轻吸干聚维酮碘，在直视下插入12-14 Fr、10 mL气囊的Foley导管（可加或不加硬质导丝）。仅在确认有尿液流出后方可充胀气囊。
- 手术法：若窥器法（步骤1.3.2）亦失败，则通过导丝行手术置入Foley导管。开腹后，将18 G针插入膀胱，经膀胱向尿道内送入一根长约1 m的0.035"导丝，再将Foley导管沿导丝送入膀胱并充胀气囊。将导丝经阴道引出（避免腹腔污染），并用单层6-0 Prolene缝线行“8”字缝合关闭膀胱上的小穿刺孔。将Foley导管主体及1 L尿液收集袋缝合固定于猪的皮肤上（图1）。
- 手动法
- 切口前用药
- 在颊 pouch 内口服给予每日抗血小板剂量的阿司匹林81 mg作为首次给药，随后肌内注射头孢噻呋长效制剂，经中心静脉导管静脉注射1 g头孢唑林以预防手术部位感染，肌内注射布托啡诺（0.005-0.01 mg/kg）用于镇痛，并开始以250 mL/h的恒定速率输注总共1 L的平衡电解质溶液。
2. 猪的维持生命性DCD肾脏自体移植
- 肾脏获取
- 准备并铺巾腹部皮肤。从剑突至耻骨行正中剖腹切口。
注意：在耻骨附近皮下中线处有1-2条较大的静脉横行穿过，若被切断会大量出血，但易于用电灼止血。 - 使用Bookwalter拉钩（或两个呈90°放置的Balfour拉钩），配备四个体壁叶片，将腹壁两侧向上牵开，以防止小肠溢出腹腔，避免继发的静脉和淋巴受压以及肠管肿胀。
- 使用两块温热的生理盐水浸湿的手术巾将肠管牵拉至腹腔左侧，并在手术巾上方放置拉钩，以轻柔暴露包含右肾的右侧腹膜后间隙。
注意：采用一定程度的特伦德伦堡（头低脚高）体位可能有助于肠管的牵拉。 - 在肾脏外侧切开后腹膜（以避免在显露之前损伤右侧输尿管）。从后腹膜及右侧肾动脉上分离右侧输尿管，并于右肾下极处用两根2-0丝线结扎后切断。在残余输尿管上保留较长的缝线尾端，以便于移植时（24小时后）识别。将余下的输尿管保留在其腹膜覆盖下，以减少瘢痕形成，并降低第二次移植手术时广泛解剖的需要。
注意：务必小心，避免损伤从主动脉发出右肾动脉下方立即汇入下腔静脉（IVC）的两条腰静脉（此为猪特有解剖结构，不同于人类腹膜后解剖）。结扎并切断这些腰静脉也是一种安全的选择。 - 将肾动脉从肾静脉分离，并沿其在下腔静脉下方的走行解剖至腹主动脉起始处，以获得尽可能长的动脉长度。短暂压迫下腔静脉，并将其向左侧腹膜后方向翻转，以显露右肾动脉起始于腹主动脉后、走行于下腔静脉下方的起始部位。
注意：在猪体内，通常有1-2个与肾动脉相关的淋巴结会遮挡该动脉；然而，在将这些淋巴结解剖并移除后，肾动脉即可得到充分的游离。 - 将右肾静脉从右侧肾上腺上方仔细分离。为获得右肾静脉与肾上腺之间数毫米的间隙，需小心地将后腹膜从右肾静脉表面剥离，直至观察到汇入下腔静脉的较大肾上腺引流静脉。
- 为模拟DCD获取过程，经中心静脉导管给予500 U/kg肝素，循环5分钟后，使用2-0丝线或更粗线材（3-0丝线对此类顺应性组织而言过细且易碎，常发生滑脱），在肾动脉和肾静脉起始处双重结扎（以获得最大长度），随后启动秒表，计时30分钟的缺血时间。 原位 孤立肾热缺血时间。在热缺血期间，使用肌腱剪或电灼器调至切割模式，游离肾动脉与肾静脉并使其相互分离，以便后续移植操作。
注意：血管去骨化处理 原位 在热缺血时间内，通过血管控制可在发生血管损伤时防止失血，同时使充血的血管暴露出任何微小的血管渗漏，这些渗漏可通过已结扎隔离的肾脏循环模拟缺血损伤后出现的出血进行修复。 - 在热缺血时间结束时，离断血管和输尿管，使用3 mm直型套管针插管肾动脉，并经肾动脉灌注250 mL冰冻的Belzer University of Wisconsin溶液。
注意：5 mm 的直型套管过大，可能导致内膜损伤和瓣膜形成。 - 通过低温无氧机械灌注保存移植物24小时。用1升平衡电解质溶液冲洗腹腔，并使用连续的1-0 Prolene缝线缝合筋膜。冲洗伤口后，用钉皮钉闭合皮肤。
- 将猪拔管后送回圈舍，使其从麻醉中恢复24小时。为控制疼痛，于伤口边缘皮下注射布比卡因（按体重给药），并肌内注射缓释丁丙诺啡（按体重给药）。
注意：对乙酰氨基酚也可使用，且对肾小球滤过率（GFR）无影响（与非甾体抗炎药不同）。
- 准备并铺巾腹部皮肤。从剑突至耻骨行正中剖腹切口。
- 肾脏移植
注意：肾脏移植采用改良的Starzl法，将肾脏直接植入腹主动脉和下腔静脉，并行输尿管-输尿管吻合，手术位于腹腔内进行6右肾被摘除后，根据Simforoosh技术将其倒置并重新移植于右侧腹膜后间隙的较低位置。7植入手术时间介于3至5小时之间，缝合植入物的时间为20至40分钟，具体时长取决于操作者的训练水平或专业经验以及解剖结构的复杂程度。- 术后24小时恢复后，在手术室再次对猪进行麻醉前给药、插管、术前准备及腹部消毒铺巾图2).
- 动脉置管（插入失败时的三种方法）
- 耳动脉置管：为监测术中血流动力学并指导液体和升压药复苏，特别是在再灌注后帮助动物度过再灌注综合征，避免继发低灌注性急性肾损伤（AKI），可通过触诊猪耳背面任一侧耳动脉搏动，于耳动脉内置入22 G套管针建立动脉通路。
- 颈动脉置管：若耳部插管失败，可另选在颈部做正中切口，切开至气管水平。分离气管旁结缔组织，并使用Weitlaner或Gelpi自持牵开器牵开。暴露后，用2-0丝线环绕颈动脉作为结扎线。采用Seldinger技术经皮置入4 Fr Cordis颈动脉导管，无需动脉扩张。结扎颈动脉远端，并保留一根2-0丝线用于在操作结束后拔除动脉导管时结扎近端，随后以皮肤缝合钉关闭切口。
- 股动脉导管。也可通过经皮穿刺或切开术插入股动脉导管。
注意：在植入过程中夹闭主动脉以进行动脉吻合时，股动脉导管将暂时失去功能。
- 动脉置管（插入失败时的三种方法）
- 切口前用药
- 给予每日第二次抗血小板剂量，81 mg 阿司匹林经颊 pouch 口服，随后通过中心静脉导管静脉注射 1 g 头孢唑林以预防手术部位感染，肌肉注射布托啡诺（0.005–0.01 mg/kg）用于镇痛，并以 250 mL/h 的恒定速率开始输注总量为 4 L 的平衡电解质溶液。
- 通过中心静脉导管以 2 µg∙kg⁻¹∙min⁻¹ 的速率开始持续输注多巴胺-1·分钟-1 和可滴定至最大0.4 µg∙kg的去甲肾上腺素输注-1∙分钟-1 目标平均动脉压为80-100 mmHg。
注意：如果再灌注综合征期间低血压情况尤为严重，可在再灌注前立即通过加压袋将液体输注速率暂时提高至1 L/h或更高，以提供更好的血流动力学支持。
- 通过移除皮肤钉合钉并剪开筋膜缝线重新打开腹腔，并重新置入Bookwalter拉钩。
- 从左侧肾血管至肠系膜下动脉，将降结肠的腹膜覆盖层从中线处游离，暴露其下方的腹主动脉和下腔静脉（在猪体内，降结肠通过较短的腹膜覆盖层从中线腹主动脉和下腔静脉表面附着，游离该腹膜层可显露腹膜后间隙的腹主动脉和下腔静脉，即肾移植植入部位）8.
注意：应仔细分离位于大血管正上方的结肠腹膜附着处，避免损伤靠近结肠壁走行的弓状结肠系膜上动脉和结肠系膜下动脉，以防造成降结肠缺血。
通过尸检发现，术后第7天该间隙已自发瘢痕化并闭合，因此该操作未观察到内疝形成。 - 从双侧腰大肌处分离腹主动脉和下腔静脉与侧腹膜的附着。随后将腹主动脉与下腔静脉彼此分离，直至显露腰动脉和腰静脉。可选步骤：在缝合、分离、结扎并切断位于腹主动脉腰段（从左肾血管至肠系膜下动脉区域）2-0丝线结扎线之间的1-2支椎动脉和椎静脉时，使用Satinsky钳夹以便最大限度地抬高腹主动脉并暴露其管腔。剥离腹主动脉腰段致密的外膜组织，使其骨骼化，为后续植入做准备。
注意：此操作未观察到脊柱相关并发症。 - 通过中心静脉导管系统给予 100 U/kg 肝素，循环 5 分钟。同时，要求麻醉团队将平衡电解质溶液的输注速率暂时从 250 mL/h 提高至 1 L/h，并根据需要滴定去甲肾上腺素，最大剂量至 0.4 µg∙kg⁻¹∙min⁻¹-1·分钟-1 为预防再灌注综合征，将平均动脉压（MAP）维持在80-100 mmHg。
- 用侧咬式Satinsky钳夹闭下腔静脉，钳子朝向尾侧倾斜（以避免干扰位于猪左侧的缝合手术者的手部操作），切开静脉并吸净或冲洗下腔静脉内部。
- 将肾脏从冰中或机器灌注装置中取出，用250 mL冰冻的平衡电解质溶液冲洗，并移至手术区域，由此标记第二次温缺血（缝合）时间的开始。
- 将右侧肾脏自体移植肾翻转倒置（Simforoosh技术），使输尿管朝上，动脉位于内侧，静脉位于外侧，并将其置于腹腔右侧，面向肾下腹主动脉7,9.
- 静脉吻合：使用两根双头6-0 Prolene缝线连续缝合完成静脉吻合。在肾静脉上放置血管夹，移除Satinsky钳。无论静脉缝合的具体时机如何，均需将Satinsky钳保留在下腔静脉（IVC）上满25分钟，以确保移植物的缝合缺血损伤具有标准化程度。
- 动脉吻合：下腔静脉阻断25分钟后，在血管间保持5分钟，再次使用Satinsky钳完全阻断主动脉。作一纵行切口，并用4.0 mm圆形打孔器扩大切口，以获得整齐的开口。使用双头6-0 Prolene缝线行降落伞法或足跟对足尖法动脉吻合。同样，无论动脉吻合完成速度如何，均需在主动脉上保留Satinsky钳25分钟，以标准化总缝合时间为55分钟。
注意：总热缺血时间（30 分钟模拟捐献过程，55 分钟模拟移植操作）导致了 DGF 的发生。 - 移植物再灌注：在完成总计标准化的55分钟缝合期（即热缺血时间）后，先移除肾静脉上的无损伤血管夹，随后移除主动脉上的Satinsky夹，观察移植物是否实现再灌注并检查止血情况。再灌注后约1小时内，积极进行液体复苏和去甲肾上腺素支持，维持平均动脉压（MAP）在80–100 mmHg，以帮助动物度过再灌注综合征。
注意：若进行18 G针芯活检，务必对活检部位施加压力，并使用高凝固表面电灼止血。 - 输尿管吻合：剥离剩余输尿管和移植输尿管周围约1 cm的脂肪组织，进行游离。将移植输尿管和残余右侧输尿管断端各剪开约1 cm，形成铲状。使用两根双针6-0 Prolene缝线（若计划较长期存活，可改用PDS缝线以降低结石形成风险）对合两断端。经新吻合口置入一根7F×24 cm双J输尿管支架管，随后用连续缝合完成吻合。
- 对侧肾切除术
- 为使移植肾成为维持生命的肾脏，切除对侧（左侧）肾脏。
- 腹部关闭
- 止血并计数后，用1 L平衡电解质溶液冲洗腹腔，随后使用1-0圈状Prolene线缝合筋膜，再进行皮肤冲洗，并用吻合器关闭皮肤切口。在缝合线处注入0.25%布比卡因以提供局部麻醉，并皮下注射缓释型sufficie用于镇痛。拔除气管插管后，将猪通过玻璃或塑料隔板送回各自的隔离饲养箱，以防止其相互咬伤中心静脉导管和弗利导尿管。
- 术后24小时恢复后，在手术室再次对猪进行麻醉前给药、插管、术前准备及腹部消毒铺巾图2).
- 每日术后护理
- 每日巡视四次，主要检查猪的尿液收集袋是否过度充盈，以防医源性后肾梗阻以及膀胱或输尿管破裂。
- 早晨给予口服抗血小板药物阿司匹林81 mg，经中心静脉导管抽取血样并用肝素封管，测量尿袋中的尿量并留取尿样。
注意：通常情况下，猪在术后第1天（POD1）即可恢复食欲和肠功能，因此无需进一步静脉输液或药物治疗。
- 处死
- 在术后第7天（POD7）研究结束时，或在达到人道终点时更早进行，将猪再次置于全身经气管麻醉下，使用超声检查移植物吻合口的完整性，随后按照前述方法重新打开腹腔。
- 检查移植物是否有灌注迹象，并检查三个吻合口是否通畅。完整切除带有三个吻合口的移植物，并沿其长度方向切开，以确认其内部完整性和通畅性。
- 使用18 G活检枪对肾脏实质进行活检。
结果
即刻移植功能与延迟移植功能 我们进行了 n = 5 例猪30分钟热缺血后供肾的自体移植实验，供肾在低温无氧机械灌注（MAP = 40 mmHg）下保存24小时，随后监测移植后第一周内移植物的恢复表型与功能，通过每日采集血液样本及记录总尿量进行评估。我们观察到两种移植后恢复表型。第一种为即时/早期移植物功能恢复/充分型。五头猪中有三头（60%）在植入模拟DCD供肾后恢复尿液生成（每日尿量 > 100 mL），血清肌酐在术后第4天降至峰值以下，且无需透析支持。第二种表型为移植物功能延迟恢复/不足型。两头猪（40%）未恢复尿量（每日尿量 < 100 mL），血清肌酐持续升高，需要透析支持以维持生命。 > 术后第2-3天每日500 mL，可在无需干预（透析、钾离子螯合或胰岛素介导的细胞内转移）的情况下维持持续的电解质稳态 (图3)第二种表型为延迟移植物功能（DGF），其特征为术后第3天（POD 3）后持续无尿，伴随血清尿素氮（BUN）、肌酐水平升高以及低钠血症和高钾血症的发生，这些表现为透析的客观临床指征。当血钾升至≥8 mEq/L时，无尿和高钾血症进展可导致心电图改变（T波高尖），提示需紧急透析，因此被视为人道终点。一旦达到该终点，即在全身麻醉下实施安乐死，以排除因吻合口受损或其他手术并发症所致的移植物功能不全或衰竭。根据此DGF定义，经30分钟热缺血的猪DCD肾脏 原位 热缺血后，经过24小时低温无氧机械灌注保存以及55分钟缝合热缺血时间，5只猪中有2只发生延迟肾功能恢复（DGF），发生率为40%。该DGF发生率与临床报道的人类DCD肾移植中的DGF发生率相符。1.
图1：隧道式中心静脉导管和导尿管的放置。 请点击此处查看该图的放大版本。
图 2：猪的DCD供肾生命支持自体移植。 请点击此处查看此图的放大版本。
图 3：猪模型中的移植肾功能延迟。 即时功能移植组与功能延迟移植组之间的（A）尿量差异；（B）血钾水平差异；（C）每日血清肌酐水平差异。所有图表均以均值 ± 标准误（Mean + SEM）表示，数据采用末次观测值结转法（LOCF）报告，并通过混合模型分析进行统计。缩写：LOCF = 末次观测值结转。每组 N=5 头猪。请点击此处查看该图的放大版本。
讨论
移植肾功能延迟会对接肾移植后的临床病程产生负面影响。在移植早期，它与住院时间延长、侵入性操作发生率升高以及排斥反应风险增加相关。从长期来看，移植肾功能延迟也与移植物存活时间缩短有关。缺血-再灌注损伤（I/RI）严重时可表现为移植肾功能延迟，这一点在DCD移植中的发生率高于DBD或活体供肾移植，即是佐证。急性肾损伤（AKI）继发于I/RI所致的急性肾小管坏死，被认为是同种异体移植物未能立即发挥功能的最常见原因。临床上，移植肾功能延迟定义为移植后第一周内需要透析治疗。在大型动物模型中，由于缺乏对移植物功能充分性的标准化定义，且无法实施透析以明确该病症的暂时性（透析作为过渡至移植物功能恢复的桥梁），因此对移植肾功能延迟的界定和研究一直存在困难。
在本方案中，选择猪模型是因为其被广泛认为在肾脏生理学上与人类高度相似（最近成功的异种移植已证明这一点）10,11。选择自体移植是为了消除同种免疫反应、排斥反应，以及钙调磷酸酶抑制剂所带来的潜在毒副作用及其混杂影响。延迟移植物功能（DGF）的定义基于术后第3天（POD3）后持续无尿（<每日100 mL尿量），进而导致严重的高钾血症相关心电图改变。留置导尿管可实现精确的尿液收集，从而使延迟移植物功能与功能充足的定义建立在尿液质与量这一功能结局之上。每日采集血液样本可对传统肾功能检测指标进行日常监测，从而全面评估电解质稳态情况。
我们相信，建立一种可靠且可重复的延迟性移植物功能不全动物模型，将加速针对延迟性移植物功能不全的有效疗法的研究，并最终改善肾移植的临床结果。总之，本方案建立了一种可重复的猪自体肾移植模型，能够在可控的热缺血损伤后，利用可量化的尿量及血清生化指标，对延迟性移植物功能不全进行客观表征。通过采用标准化的手术条件、无创尿液采集以及连续的实验室监测，该方法为在无需透析的情况下研究DGF提供了切实可行的框架，并有助于与临床相关的移植后移植物功能障碍表型进行比较12,13,14,15。
披露
作者声明无任何利益冲突。
致谢
我们感谢多伦多器官灌注实验室（Top实验室）在猪肾移植培训期间分享他们的专业知识。我们还感谢Michelle Mendiola Pla在猪的无创Foley导管插入技术方面提供的专业指导。
材料
| 姓名 | 公司 | 目录编号 | 评论 |
|---|---|---|---|
| <强>仰卧位导尿管置入 | |||
| 12 Fr 富利（Foley） | 尿液采集 | ||
| 外科润滑剂 | 导尿管插入 | ||
| 1 L 尿袋 | 尿液采集 | ||
| 2-0 尼龙缝合线 | 导尿管与中心静脉导管固定 | ||
| 窥器 &安培；朗·德贝基 &和光 | 导尿管插入 | ||
| 尿液采样管（50 ml 锥形） | 尿液采样 | ||
| CG8 + Chem 8 + Piccolo 芯片 | 每日实验 | ||
| <强>俯卧位至仰卧位中心静脉导管置入 | |||
| 9.6 Fr 单腔 Hickman 导管托盘 | 每日实验 | ||
| 10号刀片 | 中心静脉导管置入的穿刺切口 | ||
| 中心静脉导管无针鲁尔锁闭帽 | |||
| 肝素生理盐水袋（1升生理盐水 + 10瓶肝素） | 肝素锁CVC | ||
| <强>外植体 | |||
| 剖腹手术包 | |||
| Bovie | |||
| 无菌光源手柄 | |||
| 海绵填塞包 | |||
| 手术巾 - 白色 17×23 英寸（每包 4 条） | |||
| 2-0 丝线结 | 血管控制 | ||
| 1 L Plasmalyte | 平衡电解质溶液 | ||
| 无菌普通剖腹手术器械盘 | |||
| 用于湿润肠垫的温生理盐水 | 肠道操作 | ||
| 针具管理盒 | |||
| 博克沃尔特拉钩 | |||
| <强>后台表 | |||
| 无菌器官袋 - 每个肾脏2个 | |||
| 1 L 晶体液袋用于制备冰屑 | |||
| UW 溶液 - 每个肾脏 250 ml | |||
| 冲洗管路 | |||
| 14 号导管针 | |||
| <强>机器罩单 | |||
| 器官重量（天平 + 培养皿 + 无菌器官袋） | |||
| 机械灌注 | |||
| 灌注机 | Lifeport 肾脏转运器 | ||
| 一次性器官腔室 | Lifeport 肾脏转运器 | ||
| 灌注液 | KPS-1 溶液 | ||
| <强>植入 | |||
| 吸液管 | |||
| Yankauer 吸引头 | |||
| 吸液瓶 | |||
| 橡胶鞋底 | |||
| 4 mm 主动脉打孔器 | 动脉吻合 | ||
| 显微外科器械 + 夹子 | |||
| 输尿管导丝 | |||
| 输尿管支架 - 4.8 fr × 12 mm | 输尿管吻合术 | ||
| <强>腹部关闭 | |||
| 1个带环的聚丙烯缝线 | |||
| 布比卡因 | |||
| 皮肤缝合器 | |||
| <强>样本 | |||
| 样品盘 | |||
| 14 G 活检枪 | |||
| NBF 活检标本瓶 | |||
| Eppendorf管 | |||
| 绿色抗凝管 | |||
| 15 mL 离心管 | |||
| <强>药物 | |||
| 去甲肾上腺素小瓶 | |||
| 多巴胺小瓶 | |||
| 1 L Plasmalyte | 平衡电解质溶液 | ||
| 阿司匹林 81 mg 口服 每日1次 片剂 | |||
| 头孢唑啉小瓶 | |||
| 超出 | |||
| 肝素 10K 单位 |
参考文献
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