本方案提供了在大鼠中建立新生儿臂丛神经损伤的逐步操作说明，可用于臂丛神经产伤研究的动物模型。
需要JoVE订阅才能观看此内容。 请登录或开始免费试用
本文内容
摘要
摘要
由于臂丛出生损伤（BPBI）具有临床表现异质性强以及可靠的动物模型有限等特点，相关研究一直面临挑战。为此，我们开发了一种手术方案，可在5日龄Sprague-Dawley大鼠幼崽中可重复地诱导全臂丛性新生儿臂丛损伤。本文提供了在大鼠幼崽中暴露臂丛的分步操作说明。该技术已在15只Sprague Dawley大鼠幼崽中实施。通过手术显微镜下后侧入路，在颅底起始向C7-T1椎体交界水平做一条5 mm的背部切口。钝性分离至斜方肌，随后继续分离其下方的菱形肌和肩胛提肌。在识别脊柱和肩胛骨等解剖标志后，轻柔牵开肩胛骨上角以暴露臂丛。定位臂丛后予以电灼，以上肢出现明显抽动为标志。为防止神经再生，在损伤神经的近端与远端之间置入一小块可吸收明胶海绵。该手术在全部15只大鼠幼崽中均成功实施，术后存活率为87%。所有存活大鼠在术后及处死时均表现出完全性全臂丛损伤，证实该模型在臂丛出生损伤研究中具有有效性与可重复性。
引言
臂丛出生损伤（BPBI）是一种在分娩过程中发生的创伤性神经损伤。分娩困难时的牵拉力，通常是由于肩难产、产程延长或胎儿巨大症，导致患侧上肢出现无力或瘫痪1。其发生率约为每1,000例活产中1-2例2,3,4。尽管大多数婴儿能够完全恢复功能，但有30%的患儿在成长至成年时仍存在残留症状，例如功能受限、肢体长度不等、畸形以及关节挛缩5,6,7,8。
臂丛神经损伤（BPBI）模型表现出不同的损伤模式，对治疗和预后具有重要意义。上干损伤（C5-C6，Erb麻痹）最为常见，主要表现为神经断裂而非神经根撕脱9。相比之下，全臂丛损伤（C5-T1）常表现为颅侧神经根断裂与尾侧神经根撕脱的混合模式10。神经根撕脱属于节前损伤，会破坏背根神经节，无法实现自发性恢复11。
目前临床管理策略根据损伤的严重程度，从保守的物理治疗到早期显微外科神经重建不等12,13。患者常需接受二次手术，包括软组织松解、肌腱转位和截骨术，以进一步改善运动功能、生活质量以及继发的肌肉骨骼后遗症。然而，这些早期和晚期干预措施的效果存在差异14,15,16。此外，肌肉骨骼系统的异常发育导致功能受限、肢体长度不等及其他畸形，目前尚无有效治疗方法，凸显了进一步研究的必要性17,18。因此，仍迫切需要建立一种可靠、可行且可重复的动物模型，以深入研究此类损伤。
啮齿类动物模型常用于臂丛神经损伤研究，其中小鼠因成本低且易于操作而成为最常用的选择。然而，由于新生动物体型微小，建立可重复的新生儿臂丛神经损伤模型在解剖操作上具有挑战性。大型动物模型（如兔、猪和灵长类动物）在建模方面具有多种优势，但成本显著更高19。相比之下，大鼠体型较大，且基因上比小鼠更接近人类，同时又比大型动物模型显著更经济、更易获得。因此，仍需建立一种可行且可重复的动物模型用于臂丛神经产伤（BPBI）研究。本研究描述了一种在新生大鼠中建立全臂丛神经损伤的逐步操作模型，可用于研究损伤机制、治疗干预措施以及短期和长期的后遗症。
访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。
方案
所有动物实验均经机构动物护理和使用委员会（IACUC A0007335）批准。该技术在15只Sprague-Dawley幼鼠中实施，以评估其可行性和长期功能结果。
1. 动物饲养
- 将一只经产的怀孕斯普拉格-道利大鼠（妊娠期：14天）饲养于繁殖笼（1354 cm2）内含纤维素纸基垫料，并添加筑巢材料和笼内丰富化设施；室温维持在 21 °C，相对湿度为 28%，光照周期为 12 小时光照/12 小时黑暗。提供大鼠饲料和水 随意摄取.
- 每周清洁笼具一次；幼崽出生后48小时内不要打扰母鼠。为促进适应并减少应激，可通过轻柔操作和言语交流提供听觉安抚。在妊娠晚期，通过每日轻柔抓握及将含有乙醇和聚维酮碘气味的棉球放入母鼠笼中进行嗅觉适应，使母鼠习惯研究人员的存在。
- 幼崽出生后，48小时内不要打扰母鼠或打开笼子，仅将食物放入笼中。
2. 材料准备
- 手术前确保准备好所有必需的外科器械（参见材料表）。使用蒸汽高压灭菌器在 121 °C 下对所有外科用品灭菌 1 h。
- 用发泡聚苯乙烯制作一个手术台。（图 1）
3. 手术准备
- 在出生后5天龄（范围为3至9天）的大鼠幼鼠上进行手术。
- 将大鼠置于诱导室中，使用2%异氟烷（溶于2 L/min氧气）诱导麻醉，直至达到中至深度麻醉状态。用镊子轻轻夹捏足趾以确认麻醉效果充分。将幼鼠置于预热的加热垫上。以1.5–2%异氟烷持续维持麻醉，并持续监测呼吸频率。
- 根据幼鼠体重确定适当的镇痛剂量。皮下注射缓释布托啡诺（1 mg/kg）以控制疼痛。
- 使用聚维酮碘和乙醇交替擦拭三次，制备无菌手术区域。
- 将麻醉后的幼鼠俯卧位固定于预制的手术床上，鼻部和口部稳妥地置于异氟烷挥发器鼻罩内（图1B）。
- 为减少手术过程中的移动，用胶带将幼鼠头部固定在异氟烷挥发器上，并用铝箔覆盖其身体下部，位置位于上肢稍下方。
4. 臂丛神经的手术入路
- 使用11号刀片在颅底处做一5 mm的皮肤切口，向尾侧延伸至C7-T1椎体交界处（图1C）。
- 仔细烧灼浅表动脉，避免损伤皮肤边缘。
- 进行钝性分离，直至暴露斜方肌。
- 使用电凝分离斜方肌及其下方的菱形肌和肩胛提肌。将电凝钳垂直于组织放置，以避免对皮肤边缘造成热损伤。
- 轻柔牵拉肩胛骨上角，以暴露臂丛神经。通过钝性分离识别并游离臂丛神经（图1D 和 图2A）。
- 使用设定为15的双极电凝对已识别的臂丛神经进行电凝，并通过观察上肢肌肉抽动确认损伤成功。
- 在臂丛神经近端与远端断端之间放置一小块可吸收明胶海绵（约2 mm × 2 mm），以防止神经再生（图2B）。
- 使用7-0可吸收缝线行连续缝合关闭皮肤，并涂抹兽用组织粘合剂以防止伤口裂开（图3）。
5. 术后管理
- 将新生大鼠置于带有母鼠笼内筑巢材料的加热垫上（图4）。监测新生大鼠的呼吸频率和活动，直至其恢复正常的呼吸模式。
- 为防止母鼠排斥，将新生大鼠放回母鼠身边前，应先用其原笼内的筑巢材料轻轻擦拭。
- 术后前48小时内，每日检查新生大鼠3次 。若观察到疼痛迹象或无乳斑出现，应给予辅助镇痛处理（皮下注射布托啡诺 0.05 mg/kg）。
- 密切监测术后并发症，包括伤口裂开、伤口感染、肢体感觉减退伴潜在自残行为，以及母鼠食仔现象。
- 每日称量新生大鼠体重。若新生大鼠连续两天出现体重下降或无体重增长，视为生长不良，应通过腹腔注射戊巴比妥（390 mg/mL）实施安乐死。
- 术后1天评估运动功能，并在之后每周使用肢体运动评分量表进行随访：0 = 无功能，1 = 部分功能，2 = 正常对称功能。
访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。
结果
可通过患肢无活动、是否存在挛缩、活动范围减小，以及在处死动物后观察患肢与健侧肢体相比的肌肉萎缩程度、肢体短缩情况和骨骼与肌肉的形态学差异，来评估手术技术的有效性。本研究共纳入15只新生大鼠。在术后存活期间，有2只大鼠因体重增长不良而未能正常生长发育。在存活的13只大鼠中，有2只出现了自残行为。未出现其他术后并发症，如感染、血肿或母鼠食仔现象。
术后前2周每天评估运动功能，之后每周评估一次，采用先前描述的评分系统20。简言之，肢体无运动记为0分，部分运动记为1分，正常对称运动记为2分。所有纳入的幼鼠均表现为全丛性损伤，在运动评分中得分为0分(表1)。在16周实验终点处死时，所有幼鼠去神经支配肢体均出现肌肉萎缩（图5）。
访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。
讨论
本方案详细介绍了在新生大鼠中建立臂丛神经损伤模型的方法，以开展关于产伤性臂丛神经损伤（BPBI）短期和长期预后的研究，探索治疗方案，并理解其继发性病变。
既往已有研究描述了使用非侵入性啮齿类动物模型来研究臂丛神经损伤的方法；然而，这些模型尚未被专门改进以复制特定类型的神经损伤21,22。通过聚焦于出生后第5天的大鼠幼崽，该模型能够高度模拟臂丛神经损伤发生时的生理阶段，为研究新生儿期神经损伤对肌肉骨骼发育的长期影响提供了独特的机会。
在不造成过度创伤的情况下精确暴露臂丛神经，对于最大限度地减少实验个体间的差异至关重要。采用电灼法建立新生动物臂丛神经损伤模型，可确保产生一致的全臂丛性损伤，显著降低动物之间的变异性。相比之下，牵拉或撕脱模型依赖机械力诱导损伤，往往导致损伤模式不一致。这种变异性源于施加力量的大小或方向存在差异。本研究采用的电灼方法有助于在动物间进行可靠的比较，并相较于基于撕脱或牵拉的动物模型，显著提高...
访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。
披露
作者声明无利益冲突。
致谢
我们衷心感谢兽医学博士 Felicia Boynton 博士和兽医学博士 Chris Gow 博士在大鼠幼崽及大鼠母体操作、大鼠幼崽围手术期和术后护理方面提供的专业指导，这些指导对本实验方案的优化起到了重要作用。
访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。
材料
| 姓名 | 公司 | 目录编号 | 评论 |
|---|---|---|---|
| 1 mL 注射器鲁尔锁头 | BD | 309628 | |
| 7-0 涂层薇乔线（聚乳酸-羟基乙酸共聚物 910） | Ethicon | J576G | |
| 70% 异丙醇 | Vet-One | 13985-598-01 | |
| 可吸收明胶海绵 | Surgifoam | ETH1972 | |
| 5% 聚维酮碘消毒杀菌液（贝塔碘溶液） | PBS Animal Health | 11205 | |
| 筑巢材料 | Bed 'r Nest | BRN8SR | |
| 双极电凝导线 | ASSI | ASSI.ATK26426 | |
| 缓释布托啡诺（碱基 0.5 mg/mL） | Wedgewood connect | 49426-0517-1 | |
| 笼内丰容物品 | Twist 'n Rich | 10003949 | |
| 纤维素基垫料 | Alpha Dri | NC2193839 | |
| 发泡聚苯乙烯（泡沫塑料） | Fisher | 22-130-407 | |
| FREER 皮肤拉钩 | Freer | MI2152 | |
| 吉列斯半锐性皮肤拉钩 | DTR | GHB2001 | |
| 异氟烷自动气流麻醉机 | E-Z Systems | EZ-190F | |
| 异氟烷，符合美国药典标准 | Patterson Veterinary | 1403-704-06 | |
| 珠宝匠用双极镊，不粘型，11 cm，直尖头，0.25 mm 尖端直径 | ASSI | ASSI.BPNS11223 | |
| 弯柄式显微剪刀 | ASSI | ASSI.SNS21 | |
| 手术显微镜 | Leica | M525 F40 | |
| 显微外科杜蒙特 #4 镊子，瑞士制造杜蒙特 1708-4TM-PO | Ambler Surgical | 31-906 | |
| 显微外科持针器 | ASSI | B-14-8 | |
| 鼻罩，9 mm，小鼠用，长度 2 cm | VetEquip | 921609 | |
| 戊巴比妥安乐死药瓶（390 mg/mL）250 mL | Fatal plus | 9373 | |
| 塑料保鲜膜铝箔 | Press 'n Seal | Press'n-70-1-no3 | |
| 一次性针头，30 G | BD | 14-821-13A | |
| 小型动物加热手术台（可调节） | Peco Services Ltd | 69023 | |
| 不锈钢11号刀片 | Bard Parker | 371211 | |
| 无菌毛巾单 | Dynarex Corporation | 4410 | |
| 组织粘合剂 | Vetbond 3M | NC9259532 | |
| 木柄棉签及涂药棒 | Fisher | 22-363-157 |
参考文献
- Johnson, G. J., Denning, S., Clark, S. L., Davidson, C. Pathophysiologic origins of brachial plexus injury. Obstet Gynecol. 136 (4), 725-730 (2020).
- Abzug, J. M., Mehlman, C. T., Ying, J. Assessment of current epidemiology and risk factors surrounding brachial plexus birth palsy. J Hand Surg Am. 44 (6), e1-e515 (2019).
- Foad, S. L., Mehlman, C. T., Ying, J. The epidemiology of neonatal brachial plexus palsy in the United States. J Bone Joint Surg Am. 90 (6), 1258-1264 (2008).
- Walsh, J. M., et al. Neonatal brachial plexus injury: Comparison of incidence and antecedents between 2 decades. Am J Obstet Gynecol. 204 (4), e1-e324 (2011).
- Pondaag, W., Malessy, M. J., van Dijk, J. G., Thomeer, R. T. Natural history of obstetric brachial plexus palsy: A systematic review. Dev Med Child Neurol. 46 (2), 138-144 (2004).
- Foad, S. L., Mehlman, C. T., Foad, M. B., Lippert, W. C. Prognosis following neonatal brachial plexus palsy: An evidence-based review. J Child Orthop. 3 (6), 459-463 (2009).
- Hoeksma, A. F., ter Steeg, A. M., Nelissen, R. G., van Ouwerkerk, W. J., Lankhorst, G. J., de Jong, B. A. Neurological recovery in obstetric brachial plexus injuries: An historical cohort study. Dev Med Child Neurol. 46 (2), 76-83 (2004).
- Pondaag, W., Malessy, M. J. The evidence for nerve repair in obstetric brachial plexus palsy revisited. Biomed Res Int. 2014, 434619(2014).
- Executive SHORT ABSTRACT: Neonatal brachial plexus palsy. Report of the American College of Obstetricians and Gynecologists Task Force on Neonatal Brachial Plexus Palsy. Obstet Gynecol. 123 (4), 902-904 (2014).
- Zlotolow, D. A., Chen, C. J., Crowe, C. S., Park, E., Kozin, S. H. A novel intraoperative classification for brachial plexus birth injury based on operative findings in 162 patients. J Hand Surg Eur Vol. , (2025).
- Smith, B. W., Daunter, A. K., Yang, L. J., Wilson, T. J. An update on the management of neonatal brachial plexus palsy-Replacing old paradigms: A review. JAMA Pediatr. 172 (6), 585-591 (2018).
- Bauer, A. S., et al. Microsurgery for brachial plexus injury before versus after 6 months of age: Results of the multicenter treatment and outcomes of brachial plexus injury (TOBI) study. J Bone Joint Surg Am. 102 (3), 194-204 (2020).
- Muhlestein, W. E., et al. Impact of timing of primary nerve surgery on shoulder, forearm, and elbow recovery in neonatal brachial plexus palsy. Neurosurgery. , (2023).
- Hulleberg, G., Elvrum, A. K., Brandal, M., Vik, T. Outcome in adolescence of brachial plexus birth palsy: 69 individuals re-examined after 10-20 years. Acta Orthop. 85 (6), 633-640 (2014).
- Sarac, C., et al. What range of motion is achieved 5 years after external rotationplasty of the shoulder in infants with an obstetric brachial plexus injury. Clin Orthop Relat Res. 478 (1), 114-123 (2020).
- Adidharma, W., et al. Shoulder release and tendon transfer following neonatal brachial plexus palsy: Gains, losses, and midline function. Plast Reconstr Surg. 146 (2), 321-331 (2020).
- Ruoff, J. M., van der Sluijs, J. A., van Ouwerkerk, W. J., Jaspers, R. T. Musculoskeletal growth in the upper arm in infants after obstetric brachial plexus lesions and its relation with residual muscle function. Dev Med Child Neurol. 54 (11), 1050-1056 (2012).
- Gosk, J., Wnukiewicz, W., Urban, M. The effect of perinatal brachial plexus lesion on upper limb development. BMC Musculoskelet Disord. 15, 116(2014).
- Vela, F. J., et al. Animal models used to study direct peripheral nerve repair: A systematic review. Neural Regen Res. 15 (3), 491-502 (2020).
- Nikolaou, S., Peterson, E., Kim, A., Wylie, C., Cornwall, R. Impaired growth of denervated muscle contributes to contracture formation following neonatal brachial plexus injury. J Bone Joint Surg Am. 93 (5), 461-470 (2011).
- Yang, J., et al. Development of a novel experimental rat model for brachial plexus avulsion injury. Neuroreport. 26 (9), 501-509 (2015).
- Spinner, R. J., et al. Model for avulsion injury in the rat brachial plexus using passive acceleration. Microsurgery. 20 (2), 94-97 (2000).
- Hayek, A., Kuehn, C. A method for preventing maternal cannibalism after neonatal rat surgery. Lab Anim Sci. 32 (2), 171-172 (1982).
- Libbin, R. M., Person, P. Neonatal rat surgery: Avoiding maternal cannibalism. Science. 206 (4414), 66(1979).
- Park, C. M., Clegg, K. E., Harvey-Clark, C. J., Hollenberg, M. J. Improved techniques for successful neonatal rat surgery. Lab Anim Sci. 42 (5), 508-513 (1992).
- Koplovitch, P., Minert, A., Devor, M. Spontaneous pain in partial nerve injury models of neuropathy and the role of nociceptive sensory cover. Exp Neurol. 236 (1), 103-111 (2012).
- Zeltser, R., Beilin, B. Z., Zaslansky, R., Seltzer, Z. Comparison of autotomy behavior induced in rats by various clinically-used neurectomy methods. Pain. 89 (1), 19-24 (2000).
- Griggs, R. B., Bardo, M. T., Taylor, B. K. Gabapentin alleviates affective pain after traumatic nerve injury. Neuroreport. 26 (9), 522-527 (2015).
访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。
重印与许可
