方法文章

城市作为人畜共患疾病风险出现的界面:纽约市蜱虫与野生动物城市监测系统的开发

719 次观看

DOI:

10.3791/69755

2026年3月10日

* These authors contributed equally

本文内容

摘要

迫切需要监测蜱虫及其野生动物宿主对城市化的响应。本方案概述了建立标准化蜱虫与野生动物城市监测系统的步骤,以实现对城市环境中新发蜱传危害的适应性管理。

摘要

城市环境中的蜱传危害正在增加,然而在理解城市化梯度下人类蜱传疾病风险方面,仍存在关键的知识空白。随着全球自然栖息地的丧失,城市绿地可能为野生动物提供重要的栖息地,但这也对蜱传疾病的出现带来不同的影响。纽约市大都会区是美国人口密度最高、地理范围最广的城市,同时拥有庞大的绿地网络。这些城市绿地在周边土地覆盖和连通性方面各不相同,为数百种城市野生动物提供了重要的庇护所和栖息地,而这些物种历史上长期缺乏研究。据作者所知,目前尚无任何城市蜱类监测系统用于监控蜱虫及其野生动物宿主在城市环境中的响应与出现情况。为填补这一空白,本研究在从纽约市到纽约州长岛的城市化梯度上,建立了一个长期的城市蜱类与野生动物监测系统。本文描述了与多方合作伙伴协作设计、实施和维护配套的野生动物相机诱捕与蜱类监测系统的过程。该过程始于成立一个由蜱传疾病专家和野生动物管理合作伙伴组成的顾问委员会,该委员会提供专业见解和反馈,共同推进以下步骤:1)初步城市化梯度的可视化与划定;2)潜在绿地的筛选;3)场地准入许可;4)野生动物相机与蜱类采集点的选址;5)野生动物相机布设;6)蜱类采集;7)蜱类鉴定;8)野生动物相机照片物种识别;9)样线维护与结果报告。随着纽约市及全球其他城市持续扩张,诸如“蜱类与野生动物城市监测系统”之类的合作项目将产生重要知识,帮助人们应对城市环境中新发的动物源性健康威胁。

引言

全球大部分人口居住在城市地区,而城市在人口和地理范围上正持续扩张1。尽管城市扩张是全球生物多样性的主要威胁之一1,2,3,但随着自然栖息地的改变和破碎化,城市地区也正通过城市绿化 increasingly 被管理以提供野生动物栖息地4,5,6,7。城市中密集的人类与野生动物共存,可能导致积极(例如,增强与自然的联系感)8和负面(例如,人畜共患病传播)9的人与野生动物相互作用。历史上,对城市生态系统中野生动物的研究相对不足10,这导致在不断变化的世界中,对野生动物的持续生存、人畜共患病风险11以及人与野生动物共存机制的理解存在关键性空白12

美国东北部高度城市化13,是黑腿蜱(Ixodes scapularis)及蜱传疾病暴发的热点地区14,区域内风险存在空间差异15。莱姆病等蜱传疾病是美国报告最多的虫媒传染病,每年近50万例14。在纽约州,黑腿蜱传播多种具有公共卫生意义的病原体,包括Borrelia burgdorferi(莱姆病病原体)、Anaplasma phagocytophilum(人粒细胞无形体病病原体)、Babesia microti(巴贝西虫病病原体)以及波瓦森病毒(波瓦森病毒病病原体)16。除黑腿蜱外,长角蜱(Haemaphysalis longicornis)在近期传入后已迅速在东北部定殖17,18,其他本地蜱类媒介如孤星蜱(Amblyomma americanum)——可引发α-半乳糖综合征19——其种群数量也在上升,并向北扩展分布范围20,21,带来新的公共卫生挑战。

尽管城市中蜱媒危害日益增加15,22,但大多数蜱类研究仍集中于农村和郊区22,23,24,导致对城市化梯度及城市绿地中蜱传病原体生态学的理解存在关键空白15,25。开展对蜱类、野生动物宿主及其捕食者的主动监测,对于制定基于证据的本地化管理措施至关重要26

纽约市(NYC)是美国人口最多的城市。13. 据估计,2020年 >纽约市五个行政区居住着840万人13,以及 >大都市区的2010万人13尽管纽约市的平均住房密度更高(约每平方公里4700个住房单元)2) 超过美国任何其他城市13该市还拥有超过29,000英亩(占土地覆盖面积的14%)的公园绿地,由纽约市公园与娱乐部门负责管理27,为数百种野生动植物提供了重要的栖息地和庇护所28,29该城市位于大西洋迁飞路线沿线,这是数百万鸟类的迁徙通道30,31,并且最近被多种中型哺乳动物重新定殖,尤其是东部郊狼(Canis latrans × Canis lycaon)32,臭鼬( striped skunk)Mephitis mephitis)33,以及白尾鹿(Odocoileus virginianus)34.

随着纽约市投资于城市绿化35,人类与野生动物互动的频率可能会增加36。尽管城市生物多样性的增加可能表明生态系统健康37,并能为城市生活重新带来自然的感受38,但与城市野生动物的接触也可能导致人畜共患病原体的传播11,39。在此背景下,适应城市环境的哺乳动物(如常见的浣熊(Procyon lotor))成为关注的重点物种,因为它们对城市化的耐受性可能高于其他大型哺乳动物40,41,并可能在城市地区介导人畜共患病原体的传播42。白尾鹿是另一个受关注的物种,因其在城市绿地中的出现已被发现会增加蜱虫数量,并加剧莱姆病的风险25,43

在纽约市范围内,卫生部门运行着一个完善的媒介生物监测项目;然而,对于城市中最密集的绿地中的蜱虫,其监测范围和程度仍显不足44,45,46。邻近各县的蜱虫监测工作在强度上存在差异47,48,这使得跨行政边界的比较分析变得困难。已有多个研究对城市范围内的蜱传疾病风险17,18,43,46,49以及野生动物种群33,34,50,51进行了调查,为了解蜱虫、蜱传病原体和野生动物如何响应并利用城市环境提供了宝贵见解。然而,城市化对蜱传疾病风险和野生动物群落的影响并不仅限于城市核心区,而是沿城市化梯度向外延伸15,52,53,54。据作者所知,目前尚无针对城市化梯度环境中蜱虫及其野生动物宿主出现动态进行监测的城市级蜱虫监测系统。为了帮助纽约市民应对新兴的蜱传疾病威胁,并与野生动物和谐共存,一组来自纽约市的多元化合作伙伴共同致力于建立一个从纽约市延伸至纽约州长岛的蜱虫与野生动物城市监测系统(Tick and Wildlife Urban Surveillance System, TWUSS)。

城市化影响分析图示;蜱虫采集、野生动物监测、数据上报流程。
图1.蜱虫与野生动物城市监测系统的设计、实施与维护步骤。 潜在绿地选择、场地许可、蜱虫采集点及野生动物相机布设点之间的反馈箭头已标出。本图使用BioRender绘制。请点击此处查看此图的放大版本。

在建立TWUSS之前,成立了一个由关键野生动物管理合作伙伴和蜱媒危害生态学专家组成的咨询委员会,为样线设计提供了见解和反馈意见(图1)。委员会定期召开月度会议,以确立项目目标,并一致同意主要科学目标是包含跨越城市化梯度、生境连通性和斑块大小梯度的样地。多位顾问的参与带来了对当地情况的深入了解。例如,合作伙伴之间的反馈有助于规划网络可能捕捉到长岛郊狼扩张与扩散动态的能力32。合作伙伴的建议还促成了对一些样地的纳入,这些样地的管理者已知愿意提供进入许可,社区团体可协助安装野生动物相机和/或照片标记,或团队成员具有个人关系从而能够获得进入权限。

野生动物相机陷阱(也称为小径相机或猎物相机;下文简称为野生动物相机)已被广泛采用为一种非侵入性且相对低成本的野生动物数据收集方法,彻底改变了野生动物研究的常规实施方式55,56。野生动物相机能够采集大量图像数据,而这些数据是传统野外观察方法无法实现的57。城市野生动物信息网络(UWIN)开发了一种野生动物相机陷阱样线设计,该设计在全球成员合作城市之间共享,用于监测城市梯度下的本地野生动物分布情况58。本研究对UWIN样线设计进行了调整,并将野生动物相机与蜱虫采集相结合,创建了TWUSS(图1)。采用“拖蜱法”作为估算蜱虫密度的标准方法进行蜱虫采样59。采样主要针对蜱虫的若虫阶段,因为若虫是蜱传病原体向人类传播的主要媒介。因此,蜱虫采样在5月底至7月底进行,以符合美国东北部I. scapularis蜱虫若虫活动的高峰期60

城市合作伙伴若要加入UWIN网络,主要要求是建立至少一条能够容纳25至30个野生动物相机监测点的样线58;样线无最小长度限制,也无需呈直线分布。根据UWIN网络的要求,野生动物相机监测点可设置于任何野生动物活动的区域,包括后院58。然而,TWUSS重点关注公共或半公共的绿地空间,例如城市公园、墓地、森林保护区、高尔夫球场或大型花园,以布设野生动物相机,用于监测对干扰更敏感的目标物种(如白尾鹿和臭鼬)的分布情况6。纽约市样线全长55公里,宽4公里,分为十个各长5公里的区段。2022年,每个区段设立了4个野生动物相机监测点,共40个野生动物采样点,覆盖从布鲁克林至纽约州拿骚县的区域。2023年,纽约州史泰登岛新增一个区段。由于高尔夫球场使用杀虫剂并实施主动的蜱虫管理,可能干扰数据采集61,因此在蜱虫采集时被排除在外,最终29个野生动物相机监测点同时成为蜱虫采集点。

TWUSS 在城市化梯度样带设计以及标准化的蜱虫与野生动物数据采集方法的结合方面,不同于其他蜱媒监测系统26,62,63许多政府和非政府机构都参与蜱类监测工作64然而,大多数蜱类监测工作的目标仅限于检测蜱类的存在,且依赖于被动的、非标准化的监测方法。62,63,65被动监测方法(即通过公众科学平台报告蜱虫信息)相较于主动监测方法具有成本低、维护所需投入相对较少的优势62,66 但无法深入理解空间和时间上的变化趋势632020年,美国疾病控制与预防中心(CDC)发布了一份关于蜱虫主动监测的综合指南,其中包含开展蜱虫拖蜱法的详细操作说明,但对采样点选择仅提供了总体指导建议。59评估蜱虫危害的关键步骤67此外,尽管蜱虫的生态与其野生动物宿主密切相关,但目前的蜱虫监测方法很少包含配对的野生动物监测68,69城市野生动物研究所已通过建立城市野生动物信息网络(UWIN),大力推动在不同城市化梯度下野生动物监测的标准化。58,并且有可能将此类网络扩展以实现“同一健康”目标70通过在城市化梯度上结合标准化的蜱虫采集方法和野生动物监测,TWUSS 能够在主动监测工作有限的地区,对蜱虫及其野生动物宿主的种群动态进行有意义的比较22.

TWUSS 设计最适合用于存在野生动物、蜱虫及其传播病原体,或其分布范围正在扩大或新出现的城市地区64,70。需要注意的一个关键限制是该系统依赖于合作方的许可,以及维持样线所需的大量工作投入。本文介绍了建立跨学科合作,以设计、实施和维护配对的野生动物相机陷阱与蜱虫监测系统的流程。

方案

已从相关管理机构获得许可,允许进入各站点、布设野生动物相机以及开展蜱虫采集工作。

1. 初始样带梯度的可视化与划分

注意:尽管衡量城市化的方法有多种71,但在城市化与野生动物和/或蜱类的研究中,最常见的指标是不透水地表和住房密度与森林覆盖相结合的结构组分25,72,73

  1. 使用 ArcGIS Pro 或其他首选的 GIS 软件,对研究区域的城市化指标进行可视化。利用不透水面百分比和住房密度对城市化程度进行分类,并利用树冠覆盖百分比来可视化区域绿化程度和野生动物栖息地质量74.
    1. 从最新发布的美国国家土地覆被数据库(NLCD)获取不透水地表百分比栅格文件75. 对于居住密度,使用美国人口普查数据13 或 Silvis 住房密度数据集76. 从NLCD获取树冠覆盖百分比75.
    2. 将所有数据集存储在本地或服务器驱动器上的项目文件夹中。使用以下方法将每个数据层添加到项目中 添加数据 按钮 地图 选项卡。从项目文件夹中依次选择每个数据层,并逐一添加,对所有数据层重复此过程。
    3. 对于不透水表面栅格,根据标准化分类将符号系统设置为城市强度“分级”(类别)77:高城市化强度(>80% 不透水表面)、中等城市强度(50%–79% 不透水表面)、低城市强度(20%–49% 不透水表面)和开放空间>20%)。要应用此符号系统,请在栅格图层上单击右键 目录 窗格中,选择 符号学,更换 初级符号系统 分类,并根据指定的城市化强度等级定义类别。
    4. 对于住房密度矢量图层,设置住房密度标准化城市强度类别的符号系统78:城市(>每平方公里1,000栋房屋2),郊区(每平方公里147.06至1,000户)2)以及郊区(每平方公里6.18至147.05户)2)。要应用此符号系统,需在图层上单击右键 目录 窗格中,选择 符号学,改变 初级符号系统独特值,并分配与指定住房密度类别相对应的类别。
    5. 对于树冠覆盖层,将符号系统保持为0-100%的连续范围。
  2. 确定该区域内存在城市化梯度的位置,以便初步设置一条4 km宽的样带,该样带应包含步骤1.1.3和1.1.4中定义的每种城市化类别。图2).
    注意:若无法确定明确的线性城市化梯度以布置样线,可将样线划分为若干5 km长的片段,构成非线性样线,仍可涵盖不同城市化水平,且每个片段至少包含四个样点。
  3. 定位样带时,在充分反映梯度变化的前提下,需满足以下条件:
    1. 捕捉目标绿地,并确保野生动物相机监测点之间的距离至少为1公里,以保证对常见城市中型哺乳动物和鸟类而言在空间上相互独立79,80 (图2).
    2. 将样线布设在合作者感兴趣的绿地或高质量绿地空间上(>38% 树冠覆盖度81)以保持片段内部绿地覆盖的异质性(例如,在高度城市化的区域中保留大型森林化公园)。
    3. 选择 测量 按钮 地图 使用制表符帮助确定样线的位置和距离。
      注意:在确定确切的样线位置时,应确保每个区段可供选择的点位数量超过最少四个,因为部分潜在点位可能因多种原因无法使用或变得不可用(例如,未获得野生动物相机布设许可,或经实地验证后发现生境不适宜)。

2. 潜在绿地选择:在研究区域内确定适合布设野生动物相机和采集蜱虫的潜在绿地

  1. 通过下载美国保护区数据库(Protected Areas Database of the United States,PAD-US)的矢量文件,并按照步骤 1.1.2 将其添加到地图中,识别样带边界内的所有绿地空间82
  2. 利用树冠覆盖数据图层,计算每个绿地空间的大小(面积)及其内部树冠覆盖百分比。
    1. 分析 选项卡中,点击 工具 按钮,打开 地理处理 面板。
    2. 为计算每个绿地空间的面积,使用 计算几何属性 工具。选择绿地空间图层作为 输入要素,然后创建一个用于面积的新 字段,并选择 面积 作为 属性。选择所需的 面积单位坐标系,点击 运行 以完成操作。
    3. 为计算每个绿地空间内的树冠覆盖百分比,使用 区域统计 工具。选择绿地空间图层作为 输入栅格或要素区域数据,选择每个绿地空间的名称或唯一标识符作为 区域字段,并选择树冠覆盖图层作为 输入值栅格。接着选择 平均值 作为 统计类型,点击 运行 以完成操作。
  3. 对于野生动物相机布设点:
    1. 选择城市公园、高尔夫球场、墓地以及自然保护区/区域作为野生动物相机布设点,因为这些区域通常构成了大都市区大部分的绿地空间,并且在与城市野生动物信息系统网络(UWIN)相关的研究中常被用作相机布设点6
    2. 按照步骤 1.1.3 设置树冠覆盖百分比图层的符号系统,将样带各段内的区域划分为茂密林地(>38% 树冠覆盖)或稀疏林地生境(<38% 树冠覆盖)81,以反映样带内各相机位点间生境质量的差异83。在每个样带段内,分别识别出两个具有茂密林地特征和两个具有稀疏林地特征的绿地空间,作为潜在的野生动物相机布设点(图 3)。
  4. 对于蜱虫采集点,筛选可供公众使用的公园、自然保护区和花园,仅保留斑块面积 ≥5 公顷且总树冠覆盖度 ≥20% 的绿地空间,以确保蜱虫采样方法能够涵盖至少 800 米的林地步道生境25,59,84
    注:由于杀虫剂的使用,应避免选择高尔夫球场作为蜱虫采集点61

3. 场地许可

  1. 通过互联网搜索引擎或合作网络,确定每个选定绿地的联系人,以获取进入场地的许可,并获准布设野生动物相机和开展蜱虫采集。
    1. 通过电子邮件或电话,向已确定的联系人发送一份关于该项目的单页概述。该单页概述中列出的交付成果可包括通过 Wildlife Insights 项目页面获取照片的权限85、年度野生动物相机监测报告,以及有关当地蜱虫种群的调查结果。对于样线中涉及的公园和公共自然区域,需通过相应的公园管理部门或市政部门申请许可。对于样线中使用的无正式许可流程的私人土地,须获得书面许可(例如电子邮件确认)。

4. 野生动物相机和蜱虫采集点的选择

  1. 在野生动物相机布设点选址时,在每个绿地边界内生成一个随机点,以确定潜在的野生动物相机布设位置。
    1. 打开地理处理面板,选择创建随机点工具。将绿地图层选为约束要素类,然后点击运行
    2. 对于面积足够大、可容纳两个野生动物相机布设站点的绿地,通过将最小允许距离设为1 km,同时生成两个间距至少为1 km的随机点。
    3. 若生成的随机点未落在稀疏或密集森林生境内,则需重新生成随机点(图3)。这些随机生成的点在实地考察期间可能需进行微调,且相机布设位置可能根据土地所有者可接受程度而收到反馈意见。
  2. 对于蜱虫采集点,选择在野生动物相机周围500 m半径范围内进行拖蜱的地点,沿三种不同类型的样线进行:1)路径边缘,2)林内,3)林-草坪交界处25图4)。确保能够完成八条100 m的完整样线拖蜱。
    1. 利用各绿地的卫星影像或现有路径地图,识别每种样线类型中两条潜在的100 m样线。
    2. 在任意生境类型中额外选择两条样线,以完成总计800 m的拖蜱距离,确保每条拖蜱样线之间间距≥10 m。
    3. 若无林-草坪交界处,则额外增加200 m的林内和路径边缘样线。
  3. 计算每条样线中每个野生动物相机布设点周围2 km半径范围内的树冠覆盖百分比、不透水地表百分比以及住房密度。
    1. 使用添加数据按钮,将每个相机陷阱布设点的坐标添加到ArcGIS项目地图中。在ArcGIS Pro的地理处理面板中,选择成对缓冲区工具。将相机陷阱点图层选为输入要素,并将距离设置为2 km。点击运行以创建缓冲区。
    2. 使用步骤2.2.3中所述的区域统计工具,计算每个相机陷阱周围2 km缓冲区内的树冠覆盖百分比、不透水地表百分比以及住房密度。
    3. 验证所有城市化水平均有代表,并确认野生动物相机和蜱虫采集点的布设能够充分反映每条样线段内的城市化梯度(图5)。
      注:步骤5和6涉及必要的野外工作,可能使野外团队成员面临各种危害与风险86。野外安全是成功开展工作的关键。请遵循既定的安全指南,以规划安全有效的野外工作86

野生动物相机布设地图;蜱虫拖曳取样区域、森林密度及城市绿地中的样线。
图3.TWUSS样线中5 km区段的示例。 该图显示了TWUSS样线(灰色虚线),其在绿地(黑色轮廓)内设有四处野生动物相机监测点(黑色圆圈),并在相机周围设置了蜱虫拖曳取样区域(红色圆圈)。底图将重新分类的树冠覆盖层表示为茂密(绿色)或稀疏(白色)林地,以反映当地生境质量。请点击此处查看该图的高清版本。

野生动物相机布设地图;500米半径,森林小径,生境研究,景观分析,示意图。
图4。蜱虫采集野外样地的布设示例,显示成对设置的野生动物相机与蜱虫拖蜱样线。 中央黑色点表示设置在绿地森林密布区域内的野生动物相机位置;红色虚线表示以相机为中心、半径500米的范围,在此范围内进行拖蜱采样;100米长的红色实线表示不同类型的样线,分别标注为“林缘/草坪边界”、“内部”和“小径”。底图采用Google Earth卫星影像。请点击此处查看该图的放大版本。

5. 野生动物相机的布设

  1. 在野生动物相机部署前数周,完成以下准备工作:
    1. 清点设备,确保每次部署均有足够的野生动物相机、存储卡、锁具和锁箱。
    2. 为每台野生动物相机准备足量全新的电池,以完成一次完整的更换。大多数野生动物相机型号需要 6-8 节 AA 电池。
    3. 在每次后续的野生动物相机部署前,仔细检查是否已从存储卡中下载并保存了上一季的所有数据。
    4. 制作一个标签,包含简要的项目描述和相关联系信息(例如,一个长期有效的项目电子邮件地址)。打印该标签,并使用透明封箱胶带将其牢固地粘贴在每台野生动物相机锁箱的顶部(参见 补充文件 1)。
    5. 为每台野生动物相机标注唯一的相机编号(Camera ID),并为对应的 SD 卡标注相同的编号,最好与站点名称相关联。
    6. 设置每台野生动物相机陷阱的日期和时间。
    7. 将野生动物相机的参数设置如下:连拍模式(3 张照片)、相机延迟(30 秒)、设备运行时间段(24 小时)、图像质量/图片尺寸(至少 16 MP)。
      注:有关推荐的野生动物相机设置的更多细节,请参见参考文献87
  2. 在实地考察期间,在每个空间随机生成点 50 米范围内选择适合安装野生动物相机的树木。
    1. 将野生动物相机安装在距地面约膝盖高度(~50 cm)的位置,选择不易从路径上看到的位置,并将相机朝向偏离人流方向(例如小径、人行道),以尽量减少对人类的拍摄记录。避免将相机直接朝向东或西方向,以防阳光眩光。
    2. 清除可能在风力条件下干扰相机传感器(探测距离为 80 英尺)的大片草叶、树叶或其他物体。这也有助于减少误触发。
    3. 检查野生动物相机是否与地面保持平行对齐。
  3. 在每年 1 月、4 月、7 月和 10 月期间,每个地点部署野生动物相机的时间应不少于 28 天,以捕捉野生动物栖息地利用和占据情况的季节性变化58

6. 通过拖蜱法收集蜱虫

注意:在5月底至7月底之间,每个采样点采集2-3次样本,以在东北部美国黑腿蜱若虫寻找宿主高峰期前后获得重复样本(针对其他地区和/或感兴趣的蜱虫种类及发育阶段,需调整采样时间),每次现场访问的拖蜱总距离为800 m。800 m的拖蜱距离无需连续完成25,59

  1. 在野外采蜱开始前的野外工作季初期,完成以下步骤:
    1. 准备进行蜱虫拖拽法所需的所有材料。
      1. 佩戴一次性实验手套(如乳胶或丁腈手套),为每个计划的样线准备 2-3 个 1.5 mL 离心管,每管加入至少 500 µL 的 85% EtOH 或 RNA/DNA Shield。
        注意:使用85%乙醇保存蜱虫和细菌病原体,若需保存RNA(例如蜱传病毒),则使用RNA/DNA Shield。88. 按照机构实验室安全指南妥善储存乙醇(EtOH)。
      2. 为每条计划的样线打印足够的数据表(参见 补充文件 2).
      3. 将所有蜱虫采集材料(镊子、永久性记号笔、准备好的样品管、用于大量幼虫采集的透明塑料胶带、用于记录的书写工具)放入一个腰包中,供野外使用。每位野外数据采集人员需准备一个腰包。
    2. 通过让每位野外数据采集人员沿10米样线行走三次,计算其平均步长,以此估算每位数据采集人员的步长。
    3. 进行蜱虫采集时,请采取以下个人安全防护措施:
      1. 准备浅色长袖衣物用于野外工作(例如白色连体工作服),以提高人员身上蜱虫的可见度。
      2. 在野外采集蜱虫前至少24小时,使用含0.5%氯菊酯的杀虫剂产品处理衣物和鞋子59 并使其自然风干。根据产品制造商的指南,在需要时重新涂抹。
        注意:避免在皮肤上使用杀虫剂,以免杀虫剂转移到蜱拖布上,从而降低蜱的活动性89.
      3. 到达野外工作地点之前,将裤腿塞进袜子内59.
      4. 在整个蜱虫采集过程中,应随时检查衣物和皮肤上是否有蜱虫,并立即使用镊子移除任何已附着的蜱虫59.
  2. 完成以下步骤以进行每次蜱虫拖拽采样:
    1. 每100米样线需预留30分钟至1小时,具体时间取决于蜱虫密度89.
      注意:避免在植被潮湿时采集蜱虫,因为这会使拖蜱布变湿,影响蜱虫附着。89.
    2. 在数据表中记录以下信息:1)一天中的时间,2)使用气象仪测量的天气状况(温度、风速和相对湿度),3)使用手机或其他定位精度至少为10米的GPS设备记录样线起点的经纬度坐标。
    3. 将1米×1米的白色灯芯绒或法兰绒拖布平铺于地面,确保布料完全展开,并使其尽可能大的表面积与林地或草坪表面接触59.
    4. 拖着布缓慢行走10米,然后停下检查布上是否有蜱虫。89
    5. 仔细检查布料上是否有蜱虫。将布料置于光线充足处,系统地从左到右、从上到下逐一查看,并观察是否有移动的蜱虫。
      注意:拖曳操作应在100米样带内进行,并每隔10米检查一次拖曳布,以防止蜱虫从布上爬走或掉落59.
    6. 使用镊子收集所有蜱虫,放入含有85% EtOH或RNA/DNA Shield的1.5 mL保存管中。每100米样线使用单独的保存管,并用唯一的样线编号标记。
      1. 如果布料上存在大量幼虫,使用透明封箱胶带收集89.
    7. 在100米样线内,每10米间隔记录采集到的蜱虫数量,并在数据表上尽可能鉴定其种类和生活阶段。
    8. 记录每10米区段的主要植被类型(例如,以落叶层为主、未加维护的草本植被或人工维护的草地)(参见 补充文件 2).
    9. 在每条100米样线的终点,仔细检查布旗两侧是否有蜱虫,并记录结束时间及GPS坐标,然后前往下一条样线。

7. 蜱虫鉴定

  1. 使用解剖显微镜,根据研究区域常见蜱虫的分类学检索表,鉴定所采集的所有蜱虫的物种和发育阶段90,91,92,93
  2. 将目标物种和发育阶段(例如 I. scapularis 若虫)分离至装有85% EtOH或RNA/DNA保护液的新离心管中,并标注相应的样线编号。
  3. 创建电子表格,用于记录每管采集和处理的蜱虫的鉴定信息。
    1. 通过样线编号将蜱虫鉴定表格与野外数据表进行关联。

8. 野生动物相机照片标记与分析

  1. 将每个野生动物相机在每个季节部署期间拍摄的照片上传至本地或在线数据库,用于照片标记(例如 Wildlife Insights 或 Zooniverse)。使用能够自动删除包含人物图像的平台,有助于避免隐私问题。
  2. 确保上传照片的元数据包含有关采样地点和采集时间段的信息。
  3. 通过专为野生动物相机陷阱研究构建的在线数据库(例如 Wildlife Insights)或其他能够保留照片元数据的软件,识别动物物种并对所有照片进行标记。

9. 样线维护与结果报告

  1. 确立长期样线管理的目标、参与人员及负责人。
  2. 建立并维护一个数据库(例如共享驱动器文件夹),其中包含相关站点信息的文档,如野生动物相机布设坐标、蜱虫拖捕坐标、站点进入信息、土地管理者联系方式以及处理后数据的访问信息。
  3. 维护一个主电子表格,整合站点信息(即城市化指标)、每个站点按物种和生活史阶段采集的蜱虫数量,以及每个项目年度各站点每季记录的独有野生动物物种清单。
    1. 为每位土地管理者和/或本地参与者定制年度总结报告,包括野生动物相机和蜱虫数据摘要,以保持参与者对项目的参与度。

结果

样线设置旨在捕捉从纽约市经纽约州长岛延伸至三个县的城镇化梯度(图2)。

城市分析地图;不透水地表、住房密度、树冠覆盖、样带数据的示意图。
图 2。沿城市化梯度的样带地图。A)基于NLCD数据的不透水地表百分比所表示的城市化强度。(B)基于人口普查区块单元的住房密度。(C)基于NLCD数据计算的树冠覆盖百分比。(D)卫星影像显示用于蜱虫采集和野生动物相机布设的样带。 请点击此处查看该图的高清版本。

纽约市样带的所有野生动物相机和蜱虫采集点(分别为 n = 44 和 n = 38)均设置在公共公园(n = 21,n = 23)、高尔夫球场(n = 6,n = 0)、墓地(n = 5,n = 3)、自然保护区(n = 9,n = 9)和公共花园(n = 3,n = 3)中(表1)。

绿地类型相机陷阱位点数量蜱虫采集位点数量
公共公园2123
自然保护区99
公共花园33
墓地53
高尔夫球场60
总位点数4438

表1:按绿地类型划分的野生动物相机和蜱虫采集点数量汇总。

在每个野生动物相机布设点周围2 km半径范围内,计算树冠覆盖百分比、不透水表面百分比和住房密度的结果表明,各样线段内的野生动物相机布设有效捕捉了从纽约市经纽约州长岛的城镇化梯度上城市化指标的均值与分布情况(四个点位)(图5)。由于在每条样线段内均选择了两个森林茂密点位和两个林木稀疏点位,各野生动物相机周围100 m范围内的树冠覆盖百分比变化显示,在整个城镇化梯度上,各相机点位周围的局部生境质量差异不大(R2值较低)(图5D)。

显示样带区段图的用地分析;不透水表面、住房密度、树冠覆盖。
图 5.样带沿线野生动物相机周围环境特征。在自西向东的每一段5 km样带区段(1-10)内布设四台野生动物相机,图中显示了每台野生动物相机陷阱周围2 km半径范围内的(A)不透水表面覆盖率、(B)住房密度和(C)树冠覆盖情况。(D)野生动物相机布设点周围100 m半径内的树冠覆盖情况,代表所选绿地中微生境质量的多样性。请点击此处查看该图的放大版本。

自2022年春季至2023年夏季TWUSS系统启动以来,野外数据采集共获得4,928个野生动物相机捕获日,并在所有采样点共采集到3,421只若虫期黑足硬蜱、575只若虫期孤星蜱和329只若虫期长角蜱(表2)。

若虫期蜱种采集总数
Amblyomma americanum (孤星蜱)575
Haemaphysalis longicornis(长角蜱)329
Ixodes scapularis (黑腿蜱)3421
所有若虫期蜱4325

表2:2022–2023年两个采样年度中,在全部38个采样点按蜱种统计的若虫蜱采集汇总。

根据野生动物相机拍摄的照片,所有相机共记录到34种不同的物种(完整物种列表见补充文件3),其中包括16种哺乳动物和16种鸟类(图6)。野生动物相机设置主要用于监测中型哺乳动物的活动,共观察到以下七种中型哺乳动物:东部郊狼(Canis latrans var.)、赤狐(Vulpes vulpes)、浣熊(Procyon lotor)、弗吉尼亚负鼠(Didelphis virginiana)、条纹臭鼬(Mephitis mephitis)、白尾鹿(Odocoileus virginianus)和土拨鼠(Marmota monax)。

动物分类示意图;包括中型哺乳动物、鸟类、小型哺乳动物、家养动物。
图6.横断面范围内拍摄的一系列代表性图像,包括中型哺乳动物、小型哺乳动物、鸟类、家养动物以及人类。 请点击此处查看该图的放大版本。

通过实施TWUSS方案,首个耦合的城市蜱虫危害与野生动物监测样带已在城市化梯度上建立。此前一项基于该监测系统的研究将梯度上的城市化指标、野生动物相机拍摄的关键蜱虫宿主(白尾鹿)数据以及蜱虫采集数据相结合,揭示了城市化对野生动物宿主占据情况及蜱虫危害强度的级联效应25。该研究发现,绿地连通性增加、树冠覆盖度提高以及不透水地表减少,依次提升了白尾鹿占据的概率,而白尾鹿的占据情况显著预测了各绿地内若虫期I. scapularis蜱虫的丰度(图7表325

功能连接性与鹿类占据情况图;生态研究中阈值与蜱虫数量的相关性。
图 7.来自配对式野生动物相机与蜱虫采集样线设计的代表性模型绘图结果。A)功能连接性是白尾鹿占据概率的最强预测因子。(B)若虫阶段的黑足蜱数量与白尾鹿占据情况呈显著函数关系。对于图 A,占据模型基于 2022–2023 年间布设的野生动物相机拍摄到的白尾鹿照片生成。对于图 B,数据点表示 2022–2023 年间每 1600 m2 样方内野外采集的蜱虫数量,回归线及标准误代表负二项模型的预测结果。为便于可视化,y 轴上限设为 <300 只蜱虫。本图经 Lilly 等人 202525 许可改编并复制。请点击此处查看此图的放大版本。

模型类型响应变量模型组分估计值标准误zP( >|z|)
单季占据模型鹿的占据情况(截距)3.041.791.70.09
功能连通性11.094.082.72< 0.01
单季占据模型鹿的占据情况(截距)−1.531.04−1.480.14
树冠覆盖百分比6.152.272.7< 0.01
单季占据模型鹿的占据情况(截距)−1.260.91−1.390.16
不透水地表百分比−5.852.24−2.62< 0.01
负二项广义线性混合效应模型。将样地和年份作为随机效应纳入模型。若虫期黑足蜱数量(截距)−9.040.81−11.17< 0.001
鹿的占据情况4.430.577.79< 0.001
绿地内部树冠覆盖百分比0.030.012.330.02

表3:来自配对的野生动物相机和蜱虫采集样线设计的代表性模型输出结果。 占域模型结果显示了白尾鹿占域的最重要预测因子;负二项广义线性混合效应模型结果显示了绿化带内若虫期黑足蜱的丰度与白尾鹿占域以及树冠覆盖百分比之间的关系。本表格经Lilly等202525许可改编并复制

补充文件1. 野生动物相机锁箱标签示例。 请点击此处下载该文件。

补充文件2. 蜱虫采集数据表示例。 请点击此处下载该文件。

补充文件3:纽约市野生动物样线项目中由野生动物相机拍摄并由研究人员通过视觉识别出的34种独特物种列表。 请点击此处下载该文件。

讨论

通过启动 TWUSS,本方案展示了如何设计一条成对的蜱虫与野生动物监测样线,以捕捉城市化梯度的变化。该系统获得的代表性结果已帮助识别出城市地区蜱虫危害的景观尺度及野生动物宿主驱动因素25。来自成对野生动物相机设计的关键蜱虫宿主数据,也被用于识别纽约市内可能新近面临较高风险的区域25。这凸显了在全球城市化进程不断加快的背景下,持续在各城市开展蜱虫与野生动物监测的重要性,也强调了建立标准化监测设计与方法的必要性70。在蜱媒危害日益显现的城市中复制 TWUSS 模式,将有助于大规模比较驱动蜱虫及野生动物宿主分布的城市景观指标25,70

TWUSS样带跨越多种绿地类型、管理方式和土地管理辖区,需要获得20个不同土地管理机构的许可,以进行野生动物相机布设和蜱虫采集。因此,TWUSS依赖于多样化合作者的参与,且有证据表明,当地参与者的投入有助于提高蜱虫监测系统的长期成效94,95,并促进野生动物与生物多样性保护工作,包括在城市环境中的保护96,97,98,99。与市立公园部门和卫生部门的合作,已促成在采集到黑足蜱的绿地内增设警示标识,并在新发现蜱传疾病风险的区域,由市级卫生部门开展有针对性的媒介监测。

随着大量数据的收集,数据处理、蜱虫鉴定以及所拍摄野生动物物种的识别成为了一项繁重的任务。建立并维护一个包含所有项目信息和数据的有序共享项目数据库(步骤9.2),对于TWUSS项目的成功至关重要,因为在项目实施过程中,项目管理职责曾多次交接。此外,蜱虫分类和图像数据的分析为初级研究人员和志愿者提供了参与项目的有效途径,有助于提升他们对本地绿地中栖息的野生动物及蜱虫危害的兴趣。通过TWUSS项目,学生可通过参与样线数据处理获得教育机会。自TWUSS项目启动两年以来,已有超过30名初级研究人员(本科及硕士层次学生)参与了图像分类和蜱虫鉴定工作,其中许多人将此视为他们的首次科研经历。除了为大学生创造机会外,项目还与纽约科学院和女童子军开展了多项社区参与活动。通过这些外展活动,参与样线研究的活跃科研人员与社区组织建立合作,推动公众对本地蜱虫和城市野生动物的实践学习与兴趣培养。在这些项目中,青年志愿者学习了如何布设野生动物相机、收集数据以及总结观测结果。

未来有可能增加纽约市的其他样带。随着城市野生动物土壤样本研究(TWUSS)的持续扩展,每台野生动物相机所收集的图像数据量巨大,由于图像分类过程较为缓慢,可能限制研究进展100。近年来的技术进步,包括采用机器学习算法处理野生动物相机数据,有助于缩短这一滞后时间101。TWUSS 使用一个在线平台(步骤 8.1),该平台利用机器学习模型进行初步图像分类,并实现了对 TWUSS 野生动物相机陷阱数据的高效管理、分析和共享。

除了这些积极成果外,TWUSS 还应对了城市野外工作的挑战,例如野生动物相机的破坏或盗窃。在前两年的数据收集期间(2022年4月至2024年1月),共有四台野生动物相机被盗,三台遭到损坏(即完全或部分损毁),导致每次部署的野生动物相机更换率为2%,这一比例与其他城市野生动物研究一致58。调整野生动物相机锁盒的标签(步骤5.1.4)并仔细确保将野生动物相机放置(步骤5.2.1)在远离人类频繁活动区域和路径的位置,是减少盗窃和破坏的关键措施。若未来盗窃和破坏情况变得难以控制,可能需要通过将野生动物相机移至新的安装树木或废弃该监测点来进一步排除问题。

诸如TWUSS项目中使用的野生动物相机通常针对中型和大型哺乳动物进行优化55,导致对小型哺乳动物和鸟类群落的监测存在空白。小型哺乳动物是多种蜱传病原体的主要储存宿主23,因此在城市化梯度上的部分样点增加有针对性的活体捕获,将有助于更全面地监测蜱类宿主及病原体群落。同样,尽管在拍摄图像中检测到多种鸟类,但野生动物相机无法准确监测鸟类多样性,而其中一些鸟类也是蜱类的储存宿主102。因此,建议同时增加鸟类定点计数、雾网捕鸟或被动音频监测方法。

总之,设计和实施TWUSS项目的经验凸显了在多元化城市参与者群体中开展蜱虫与野生动物城市生态学配对研究时所面临的一些挑战、机遇以及最佳实践。TWUSS样带中每一台布设的野生动物相机和采集的蜱虫样本,都是研究人员与地方公园部门工作人员、乡镇负责人、自然保护区土地管理者、高尔夫球场养护人员、墓地工作人员以及其他众多对蜱传疾病风险和城市野生动物具有不同关注程度和兴趣的个人之间建立并维持合作关系的结果。建立成功的协作研究关系并实现参与者的有效参与需要投入时间和精力,这些因素必须纳入城市内城市生态学项目的研究设计与实施过程中96,103,104,105。随着全球城市不断扩张,类似TWUSS的协作项目有助于人们应对新发人畜共患病威胁,同时在城市环境中与野生动物共存。

披露

作者声明无任何利益冲突。

致谢

本研究得到了美国国家科学基金会研究生研究奖学金(资助号 #10328000)以及美国国家科学基金会耦合自然与人类系统2/综合社会-环境系统动力学(CNH2/DISES)项目(奖项号 #1924061)的支持。此外,疾病控制与预防中心也为东北区域媒介传播疾病卓越中心的教学工作提供了资金支持 & 虫媒病毒病诊断评估中心(NEVBD-TEC)(资助编号:NU50CK000633)。本研究内容仅由作者负责,不代表美国疾病控制与预防中心、卫生与公共服务部或国家科学基金会的官方观点。

我们还要感谢城市野生动物信息网络(Urban Wildlife Information Network)提供的支持,特别感谢Seth Magle博士、Mason Fidino博士和Kimberly Rivera在建立我们的野生动物相机陷阱样线过程中给予的帮助。感谢Eco-Epidemiology实验室成员以及哥伦比亚大学和巴纳德学院的学生们在建议、设备安装、野外工作、蜱虫鉴定和/或照片标记方面提供的协助,包括Meredith VanAcker博士、Nichar Gregory博士、Sung-Joo Lee、Alexis Angulo、Hanna Chen、Molly Durawa、Rebecca Garcia、Aidyn Levin、Jake Miller、Safa Muhammad、Devorah Gordin和Adara Anisman。此外,我们感谢纽约市公园与娱乐管理局(City of New York Parks & Recreation)、拿骚县(Nassau County)、北亨普斯特德镇(Town of North Hempstead)、北岸土地联盟(North Shore Land Alliance)、纽约州环境保护局(New York State DEC)、纽约州公园管理局(New York State Parks)、绿荫公墓(Green-Wood Cemetery)、常青公墓(Evergreens Cemetery)、枫林公墓(Maple Grove Cemetery)、老韦斯特伯里花园(Old Westbury Gardens)、纽约州立大学老韦斯特伯里分校(SUNY Old Westbury)以及具有生态保护意识的高尔夫球场管理人员,允许我们在其绿地空间开展研究工作。本研究在Lenape、Matinecock、Merrick、Nissaquogue和Massapequas等原住民的土地上进行。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
1米×1米白色灯芯绒或法兰绒拖拽布Ecoloogy Supplies0015T可购买成品,或根据美国疾病控制与预防中心(CDC)2020年或Salomon等(2020年)所述方法自行制作。
32 GB及以上SD存储卡SanDiskSDSDXXO-032G-GN4IN用于照片存储
电池(大多数相机需使用AA电池)DuracellMN1500B20 为相机供电
相机可调锁定电缆Moultrie(Python品牌)MCA-21667用于固定相机
相机安全保护箱BrowningBTC-SB-SM用于保护相机
相机陷阱安装带MoultrieMCA-12667用于安放相机
透明塑料封箱胶带NANA用于标记野生动物相机锁箱,以及采集大量幼虫。任何品牌均可使用。
解剖显微镜AmScopeSM-1BSX-64S用于蜱虫鉴定
DNA/RNA ShieldZymo ResearchR1100-250用于蜱虫储存
Eppendorf Safe-Lock 1.5 mL 微量离心管Fisher Scientific05-402-941.5 mL 离心管,用于蜱虫储存
200 proof乙醇Thermo ScientificT038181000用于蜱虫储存
腰包NANA用于在野外携带和整理蜱虫采集材料。任何品牌均可使用。
细头永久性记号笔Staedtler55580-PK10用于标记蜱虫储存管
镊子Fisher Scientific12-000-121用于从布上采集蜱虫,并在显微镜下进行鉴定 
GIS软件NANA可根据用户偏好选择使用ArcGIS、QGIS或R
Kestrel 3000气象仪Kestrel Meters830用于测量气候/天气条件
运动触发式相机陷阱(推荐使用Browning Strike Force Pro)BrowningBTC-5PX-1080用于拍摄野生动物 
书写工具(钢笔或铅笔)NANA用于填写数据表。任何品牌均可使用。

参考文献

  1. Seto, K. C., Güneralp, B., Hutyra, L. R. Global forecasts of urban expansion to 2030 and direct impacts on biodiversity and carbon pools. Proc Natl Acad Sci. 109 (40), 16083-16088 (2012).
  2. Rastandeh, A., Jarchow, M. Urbanization and biodiversity loss in the post-COVID-19 era: complex challenges and possible solutions. Cities Health. 5 (sup1), S37-S40 (2021).
  3. Venter, O., Sanderson, E. W., Magrach, A., Allan, J. R., Beher, J., et al. Sixteen years of change in the global terrestrial human footprint and implications for biodiversity conservation. Nat Commun. 7 (1), 12558 (2016).
  4. Egerer, M., Buchholz, S. Reframing urban "wildlife" to promote inclusive conservation science and practice. Biodivers Conserv. 30 (7), 2255-2266 (2021).
  5. Lerman, S. B., Narango, D. L., Andrade, R., Warren, P. S., Grade, A. M., et al. Wildlife in the city: human drivers and human consequences. Urban Ecol Its Nat Chall. , 37-66 (2020).
  6. Gallo, T., Fidino, M., Lehrer, E. W., Magle, S. B. Mammal diversity and metacommunity dynamics in urban green spaces: implications for urban wildlife conservation. Ecol Appl. 27 (8), 2330-2341 (2017).
  7. Ives, C. D., Lentini, P. E., Threlfall, C. G., Ikin, K., Shanahan, D. F., et al. Cities are hotspots for threatened species. Glob Ecol Biogeogr. 25 (1), 117-126 (2016).
  8. Soulsbury, C. D., White, P. C. L. Human-wildlife interactions in urban areas: a review of conflicts, benefits and opportunities. Wildl Res. 42 (7), 541-553 (2015).
  9. Ellwanger, J. H., Byrne, L. B., Chies, J. A. B. Examining the paradox of urban disease ecology by linking the perspectives of Urban One Health and Ecology with Cities. Urban Ecosyst. 25 (6), 1735-1744 (2022).
  10. Magle, S. B., Hunt, V. M., Vernon, M., Crooks, K. R. Urban wildlife research: Past, present, and future. Biol Conserv. 155, 23-32 (2012).
  11. Combs, M. A., Kache, P. A., VanAcker, M. C., Gregory, N., Plimpton, L. D., et al. Socio-ecological drivers of multiple zoonotic hazards in highly urbanized cities. Glob Change Biol. 28 (5), 1705-1724 (2022).
  12. König, H. J., Kiffner, C., Kramer-Schadt, S., Fürst, C., Keuling, O., et al. Human-wildlife coexistence in a changing world. Conserv Biol. 34 (4), 786-794 (2020).
  13. . 2020 Population Distribution in the United States and Puerto Rico Available from: https://www.census.gov/library/visualizations/2021/geo/population-distribution-2020.html (2021)
  14. Kugeler, K. J., Schwartz, A. M., Delorey, M. J., Mead, P. S., Hinckley, A. F. Estimating the Frequency of Lyme Disease Diagnoses, United States, 2010-2018. Emerg Infect Dis. 27 (2), 616-619 (2021).
  15. Diuk-Wasser, M. A., VanAcker, M. C., Fernandez, M. P., Reisen, W. Impact of Land Use Changes and Habitat Fragmentation on the Eco-epidemiology of Tick-Borne Diseases. J Med Entomol. 58 (4), 1546-1564 (2021).
  16. Piedmonte, N. P., Shaw, S. B., Prusinski, M. A., Fierke, M. K. Landscape Features Associated With Blacklegged Tick (Acari: Ixodidae) Density and Tick-Borne Pathogen Prevalence at Multiple Spatial Scales in Central New York State. J Med Entomol. 55 (6), 1496-1508 (2018).
  17. Tufts, D. M., Goodman, L. B., Benedict, M. C., Davis, A. D., VanAcker, M. C., et al. Association of the invasive Haemaphysalis longicornis tick with vertebrate hosts, other native tick vectors, and tick-borne pathogens in New York City, USA. Int J Parasitol. 51 (2), 149-157 (2021).
  18. Rochlin, I., Benach, J. L., Furie, M. B., Thanassi, D. G., Kim, H. K. Rapid invasion and expansion of the Asian longhorned tick (Haemaphysalis longicornis) into a new area on Long Island, New York, USA. Ticks Tick-Borne Dis. 14 (2), 102088 (2023).
  19. Young, I., Prematunge, C., Pussegoda, K., Corrin, T., Waddell, L. Tick exposures and alpha-gal syndrome: A systematic review of the evidence. Ticks Tick-Borne Dis. 12 (3), 101674 (2021).
  20. Childs, J. E., Paddock, C. D. THE ASCENDANCY OFAMBLYOMMA AMERICANUMAS A VECTOR OF PATHOGENS AFFECTING HUMANS IN THE UNITED STATES*. Annu Rev Entomol. 48, 307-337 (2003).
  21. Raghavan, R. K., Peterson, A. T., Cobos, M. E., Ganta, R., Foley, D. Current and Future Distribution of the Lone Star Tick, Amblyomma americanum (L.) (Acari: Ixodidae) in North America. PLOS ONE. 14 (1), e0209082 (2019).
  22. Diuk-Wasser, M. A., Fernandez, P., Vanwambeke, S. O. Tick-Borne Diseases in Urban and Periurban Areas: A Blind Spot in Research and Public Health. Annu Rev Entomol. , (2025).
  23. Kilpatrick, A. M., Dobson, A. D. M., Levi, T., Salkeld, D. J., Swei, A., et al. Lyme disease ecology in a changing world: consensus, uncertainty and critical gaps for improving control. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci. 372 (1722), 20160117 (2017).
  24. Yuan, Q., Llanos-Soto, S. G., Gangloff-Kaufmann, J. L., Lampman, J. M., Frye, M. J., et al. Active surveillance of pathogens from ticks collected in New York State suburban parks and schoolyards. Zoonoses Public Health. 67 (6), 684-696 (2020).
  25. Lilly, M. V., Davis, M., Kross, S. M., Konowal, C. R., Gullery, R., et al. Functional connectivity for white-tailed deer drives the distribution of tick-borne pathogens in a highly urbanized setting. Landsc Ecol. 40 (5), 87 (2025).
  26. Tan, Q., Zhang, C., Xia, J., Wang, R., Zhou, L., et al. Information-guided adaptive learning approach for active surveillance of infectious diseases. Infect Dis Model. 10 (1), 257-267 (2024).
  27. . A Stronger, More Resilient New York Available from: https://www.nyc.gov/site/sirr/report/report.page (2013)
  28. Seewagen, C. L., Slayton, E. J. Mass Changes Of Migratory Landbirds During Stopovers In A New York City Park. Wilson J Ornithol. 120 (2), 296-303 (2008).
  29. Stark, J. R., Aiello-Lammens, M., Grigione, M. M. The effects of urbanization on carnivores in the New York metropolitan area. Urban Ecosyst. 23 (2), 215-225 (2020).
  30. Seewagen, C. L., Slayton, E. J., Guglielmo, C. G. Passerine migrant stopover duration and spatial behaviour at an urban stopover site. Acta Oecologica. 36 (5), 484-492 (2010).
  31. Rivel, D., Rosenheim, K. . Birdwatching in New York City and on Long Island. , 338 (2016).
  32. Nagy, C., Weckel, M., Monzón, J., Duncan, N., Rosenthal, M. R. Initial colonization of Long Island, New York by the eastern coyote, Canis latrans (Carnivora, Canidae), including first record of breeding. Check List. 13 (6), 901-907 (2017).
  33. Bradfield, A. A., Nagy, C. M., Weckel, M., Lahti, D. C., Habig, B. Predictors of Mammalian Diversity in the New York Metropolitan Area. Front Ecol Evol. 10, (2022).
  34. VanAcker, M. C., DeNicola, V. L., DeNicola, A. J., Aucoin, S. G., Simon, R., et al. Resource selection by New York City deer reveals the effective interface between wildlife, zoonotic hazards and humans. Ecol Lett. 26 (12), 2029-2042 (2023).
  35. Elmqvist, T., Fragkias, M., Goodness, J., Güneralp, B., Marcotullio, P. J., et al. . Urbanization, Biodiversity and Ecosystem Services: Challenges and Opportunities. , (2013).
  36. Aronson, M. F., Lepczyk, C. A., Evans, K. L., Goddard, M. A., Lerman, S. B., et al. Biodiversity in the city: key challenges for urban green space management. Front Ecol Environ. 15 (4), 189-196 (2017).
  37. Harrison, P. A., Berry, P. M., Simpson, G., Haslett, J. R., Blicharska, M., et al. Linkages between biodiversity attributes and ecosystem services: A systematic review. Ecosyst Serv. 9, 191-203 (2014).
  38. Vuorisalo, T., Lahtinen, R., Laaksonen, H. Urban biodiversity in local newspapers: a historical perspective. Biodivers Conserv. 10 (10), 1739-1756 (2001).
  39. Sokolow, S. H., Nova, N., Pepin, K. M., Peel, A. J., Pulliam, J. R. C., et al. Ecological interventions to prevent and manage zoonotic pathogen spillover. Philos Trans R Soc B Biol Sci. 374 (1782), 20180342 (2019).
  40. Lesmeister, D. B., Nielsen, C. K., Schauber, E. M., Hellgren, E. C. Spatial and temporal structure of a mesocarnivore guild in midwestern north America. Wildl Monogr. 191 (1), 1-61 (2015).
  41. Santini, L., González-Suárez, M., Russo, D., Gonzalez-Voyer, A., von Hardenberg, A., et al. One strategy does not fit all: determinants of urban adaptation in mammals. Ecol Lett. 22 (2), 365-376 (2019).
  42. Pither, R., O'Brien, P., Brennan, A., Hirsh-Pearson, K., Bowman, J. Predicting areas important for ecological connectivity throughout Canada. PLOS ONE. 18 (2), e0281980 (2023).
  43. VanAcker, M. C., Little, E. A. H., Molaei, G., Bajwa, W. I., Diuk-Wasser, M. A. Enhancement of Risk for Lyme Disease by Landscape Connectivity, New York, New York, USA. Emerg Infect Dis. 25 (6), 1136-1143 (2019).
  44. The City of New York Department of Health and Mental Hygiene. . 2025 Comprehensive Mosquito Surveillance and Control Plan. , (2025).
  45. Bajwa, W., Kennedy, A., Vincent, Z., Heck, G., Riaj, S., et al. Five human pathogens detected by tick surveillance in New York City parks, 2014-2015. J Med Entomol. , tjae014 (2024).
  46. Bajwa, W., Kennedy, A., Vincent, Z., Heck, G., Riaj, S., et al. Earliest records of the Asian longhorned tick (Acari: Ixodidae) in Staten Island, New York, and subsequent population establishment, with a review of its potential medical and veterinary importance in the United States. J Med Entomol. , tjae019 (2024).
  47. . Tick Surveillance Program Available from: https://www.suffolkcountyny.gov/Departments/Health-Services/Public-Health/Preventive-Services/Arthropod-borne-Diseases/Tick-Surveillance-Program (2025)
  48. . Tick Information Available from: https://www.nassauswcd.org/Tick-Information (2025)
  49. Bastard, J., Gregory, N., Fernandez, P., Mincone, M., Card, O., et al. Cascading effects of mammal host community composition on tick vector occurrence at the urban human-wildlife interface. Ecosphere. 15 (8), e4957 (2024).
  50. Munshi-South, J., Nagy, C. Urban park characteristics, genetic variation, and historical demography of white-footed mouse (Peromyscus leucopus) populations in New York City. PeerJ. 2, e310 (2014).
  51. Henger, C. S., Herrera, G. A., Nagy, C. M., Weckel, M. E., Gormezano, L. J., et al. Genetic diversity and relatedness of a recently established population of eastern coyotes (Canis latrans) in New York City. Urban Ecosyst. 23 (2), 319-330 (2020).
  52. McKinney, M. L. Urbanization, Biodiversity, and Conservation: The impacts of urbanization on native species are poorly studied, but educating a highly urbanized human population about these impacts can greatly improve species conservation in all ecosystems. BioScience. 52 (10), 883-890 (2002).
  53. Bradley, C. A., Altizer, S. Urbanization and the ecology of wildlife diseases. Trends Ecol Evol. 22 (2), 95-102 (2007).
  54. Gallo, T., Fidino, M., Gerber, B., Ahlers, A. A., Angstmann, J. L., et al. Mammals adjust diel activity across gradients of urbanization. eLife. 11, e74756 (2022).
  55. Burton, A. C., Neilson, E., Moreira, D., Ladle, A., Steenweg, R., et al. REVIEW: Wildlife camera trapping: a review and recommendations for linking surveys to ecological processes. J Appl Ecol. 52 (3), 675-685 (2015).
  56. Vélez, J., McShea, W., Shamon, H., Castiblanco-Camacho, P. J., Tabak, M. A., et al. An evaluation of platforms for processing camera-trap data using artificial intelligence. Methods Ecol Evol. 14 (2), 459-477 (2023).
  57. Schneider, S., Taylor, G. W., Linquist, S., Kremer, S. C. Past, present and future approaches using computer vision for animal re-identification from camera trap data. Methods Ecol Evol. 10 (4), 461-470 (2019).
  58. Magle, S. B., Fidino, M., Lehrer, E. W., Gallo, T., Mulligan, M. P., et al. Advancing urban wildlife research through a multi-city collaboration. Front Ecol Environ. 17 (4), 232-239 (2019).
  59. Diuk-Wasser, M. A., Hoen, A. G., Cislo, P., Brinkerhoff, R., Hamer, S. A., et al. Human Risk of Infection with Borrelia burgdorferi, the Lyme Disease Agent, in Eastern United States. Am J Trop Med Hyg. 86 (2), 320-327 (2012).
  60. Bekken, M. A. H., Soldat, D. J., Koch, P. L., Schimenti, C. S., Rossi, F. S., et al. Analyzing golf course pesticide risk across the US and Europe-The importance of regulatory environment. Sci Total Environ. 874, 162498 (2023).
  61. Clow, K. M., Leighton, P. A., Pearl, D. L., Jardine, C. M. A framework for adaptive surveillance of emerging tick-borne zoonoses. One Health. 7, 100083 (2019).
  62. Eisen, R. J., Paddock, C. D. Tick and Tickborne Pathogen Surveillance as a Public Health Tool in the United States. J Med Entomol. 58 (4), 1490-1502 (2020).
  63. Petersen, L. R., Beard, C. B., Visser, S. N. Combatting the Increasing Threat of Vector-Borne Disease in the United States with a National Vector-Borne Disease Prevention and Control System. Am J Trop Med Hyg. 100 (2), 242-245 (2019).
  64. Mader, E. M., Ganser, C., Geiger, A., Harrington, L. C., Foley, J., et al. A Survey of Tick Surveillance and Control Practices in the United States. J Med Entomol. 58 (4), 1503-1512 (2021).
  65. Kopsco, H. L., Xu, G., Luo, C. Y., Rich, S. M., Mather, T. N. Crowdsourced Photographs as an Effective Method for Large-Scale Passive Tick Surveillance. J Med Entomol. 57 (6), 1955-1963 (2020).
  66. Švec, P., Hönig, V., Zubriková, D., Wittmann, M., Pfister, K., et al. The use of multi-criteria evaluation for the selection of study plots for monitoring of I. ricinus. ticks - Example from Central Europe. Ticks Tick-Borne Dis. 10 (4), 905-910 (2019).
  67. Wisely, S. M., Glass, G. E. Advancing the Science of Tick and Tick-Borne Disease Surveillance in the United States. Insects. 10 (10), 361 (2019).
  68. Thompson, A. T., White, S. A., Doub, E. E., Sharma, P., Frierson, K., et al. The wild life of ticks: Using passive surveillance to determine the distribution and wildlife host range of ticks and the exotic Haemaphysalis longicornis, 2010-2021. Parasit Vectors. 15 (1), 331 (2022).
  69. Murray, M. H., Surasinghe, T., Gelmi-Candusso, T., Sander, H. A., Lilly, M., et al. Multicity research networks are needed to address global One Health challenges. BioScience. , biaf106 (2025).
  70. Seress, G., Lipovits, &. #. 1. 9. 3. ;., Bókony, V., Czúni, L. Quantifying the urban gradient: A practical method for broad measurements. Landsc Urban Plan. 131, 42-50 (2014).
  71. Moll, R. J., Cepek, J. D., Lorch, P. D., Dennis, P. M., Tans, E., et al. What does urbanization actually mean? A framework for urban metrics in wildlife research. J Appl Ecol. 56 (5), 1289-1300 (2019).
  72. Gandy, S. L., Hall, J. L., Plahe, G., Watkinson, K., Johnson, D., et al. The dependence of urban tick and Lyme disease hazards on the hinterlands. Nat Cities. 2 (10), 948-957 (2025).
  73. Magle, S. B., Lehrer, E. W., Fidino, M. Urban mesopredator distribution: examining the relative effects of landscape and socioeconomic factors. Anim Conserv. 19 (2), 163-175 (2016).
  74. Dewitz, J. . National Land Cover Database (NLCD) 2021 Products. , (2023).
  75. Hammer, R. B., Stewart, S. I., Winkler, R. L., Radeloff, V. C., Voss, P. R. Characterizing dynamic spatial and temporal residential density patterns from 1940-1990 across the North Central United States. Landsc Urban Plan. 69 (2), 183-199 (2004).
  76. Homer, C., Dewitz, J., Jin, S., Xian, G., Costello, C., et al. Conterminous United States land cover change patterns 2001-2016 from the 2016 National Land Cover Database. ISPRS J Photogramm Remote Sens. 162, 184-199 (2020).
  77. Theobald, D. M. Landscape Patterns of Exurban Growth in the USA from 1980 to 2020. Ecol Soc. 10, 1 (2005).
  78. Stanley, D., Gehrt, P. D., Seth, P. D., Riley, P. D., Brian, L., et al. . Urban Carnivores. , (2010).
  79. Sauer, J. R., Link, W. A., Fallon, J. E., Pardieck, K. L., Ziolkowski, D. J. The North American Breeding Bird Survey 1966-2011: Summary Analysis and Species Accounts. North Am Fauna. 1 (79), 1-32 (2013).
  80. Endreny, T., Sica, F., Nowak, D. Tree Cover Is Unevenly Distributed Across Cities Globally, With Lowest Levels Near Highway Pollution Sources. Front Sustain Cities. 10, 2 (2020).
  81. . Protected Areas Database of the United States (PAD-US) Available from: https://www.census.gov/library/visualizations/2021/geo/population-distribution-2020.html (2024)
  82. Parsons, A. W., Forrester, T., Baker-Whatton, M. C., McShea, W. J., Rota, C. T., Schmid, B., Baldwin, I. T., Schmid, B., Kéry, M., Kühn, I. Mammal communities are larger and more diverse in moderately developed areas. eLife. 7, e38012 (2018).
  83. Diuk-Wasser, M. A., Gatewood, A. G., Cortinas, M. R., Yaremych-Hamer, S., Tsao, J., et al. Spatiotemporal Patterns of Host-Seeking Ixodes scapularis Nymphs (Acari: Ixodidae) in the United States. J Med Entomol. 43 (2), 166-176 (2006).
  84. Lilly, M. V., Konowal, C. R. Wildlife Insights: New York City UWIN Camera-trappingTransect. Wildlife Insights. , (2025).
  85. Daniels, L. D., Lavallee, S. Better Safe than Sorry: Planning for Safe and Successful Fieldwork. Bull Ecol Soc Am. 95 (3), 264-273 (2014).
  86. Palencia, P., Vicente, J., Soriguer, R. C., Acevedo, P. Towards a best-practices guide for camera trapping: assessing differences among camera trap models and settings under field conditions. J Zool. 316 (3), 197-208 (2022).
  87. Xu, G., Siegel, E., Fernandez, N., Bechtold, E., Daly, T., et al. Active Surveillance of Powassan Virus in Massachusetts Ixodes scapularis Ticks, Comparing Detection Using a New Triplex Real-Time PCR Assay with a Luminex Vector-Borne Panel. Viruses. 16 (2), 250 (2024).
  88. Salomon, J., Hamer, S. A., Swei, A., Machtinger, E. . A Beginner's Guide to Collecting Questing Hard Ticks (Acari: Ixodidae): A Standardized Tick Dragging Protocol. 20 (6), 11 (2020).
  89. Pratt, S. D., Littig, K. S. . Ticks of public health importance and their control. , 42 (2025).
  90. Durden, L. A., Keirans, J. E. Key to the Nymphs of the Genus Ixodes of the United States. Nymphs of the Genus Ixodes. (Acari: Ixodidae) of the United States: Taxonomy, Identification Key, Distribution, Hosts, and Medical/Veterinary Importance. , (2005).
  91. Keirans, J. E., Litwak, T. R. Pictorial Key to the Adults of Hard Ticks, Family Ixodidae (Ixodida: Ixodoidea), East of the Mississippi River. J Med Entomol. 26 (5), 435-448 (1989).
  92. Dubie, T. R., Grantham, R., Coburn, L., Noden, B. H. Pictorial Key for Identification of Immature Stages of Common Ixodid Ticks Found in Pastures in Oklahoma. Southwest Entomol. 42 (1), 1-14 (2017).
  93. Kopsco, H. L., Mather, T. N. Tick-Borne Disease Prevention Behaviors Among Participants in a Tick Surveillance System Compared with a Sample Of Master Gardeners. J Community Health. 47 (2), 246-256 (2022).
  94. Sakamoto, J. M. Progress, challenges, and the role of public engagement to improve tick-borne disease literacy. Curr Opin Insect Sci. 28, 81-89 (2018).
  95. Sterling, E. J., Betley, E., Sigouin, A., Gomez, A., Toomey, A., et al. Assessing the evidence for stakeholder engagement in biodiversity conservation. Biol Conserv. 209 (159), 171 (2017).
  96. Brooks, J., Waylen, K. A., Mulder, M. B. Assessing community-based conservation projects: A systematic review and multilevel analysis of attitudinal, behavioral, ecological, and economic outcomes. Environ Evid. 2 (1), 2 (2013).
  97. Apfelbeck, B., Snep, R. P. H., Hauck, T. E., Ferguson, J., Holy, M., et al. Designing wildlife-inclusive cities that support human-animal co-existence. Landsc Urban Plan. 200, 103817 (2020).
  98. Magle, S. Lessons learned about steering a large urban wildlife research network from theory to practice. Urban Ecosyst. 26 (6), 1685-1691 (2023).
  99. Harris, G., Thompson, R., Childs, J. L., Sanderson, J. G. Automatic Storage and Analysis of Camera Trap Data. Bull Ecol Soc Am. 91 (3), 352-360 (2010).
  100. Leorna, S., Brinkman, T. Human vs. machine: Detecting wildlife in camera trap images. Ecol Inform. 72, 101876 (2022).
  101. Ginsberg, H. S., Buckley, P. A., Balmforth, M. G., Zhioua, E., Mitra, S., Buckley, F. G. Reservoir Competence of Native North American Birds for the Lyme Disease Spirochete, Borrelia burgdorferi. J Med Entomol. 42 (3), 5 (2005).
  102. Pickett, S. T. A., Cadenasso, M. L., Rademacher, A. M. Coproduction of place and knowledge for ecology with the city. Urban Ecosyst. 25 (3), 765-771 (2022).
  103. Toomey, A., Smith, J., Becker, C., Palta, M. Towards a pedagogy of social-ecological collaborations: engaging students and urban nonprofits for an ecology with cities. Urban Ecosyst. 26 (2), 425-432 (2023).
  104. Mach, K. J., Lemos, M. C., Meadow, A. M., Wyborn, C., et al. Actionable knowledge and the art of engagement. Curr Opin Environ Sustain. 42, 30-37 (2020).

重印与许可

申请许可以重复使用本 JoVE 文章的文本或图表

申请许可

标签

相关文章