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用于胰腺癌小鼠模型中肿瘤测量的多动物磁共振成像

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DOI：

10.3791/69927

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2026年2月3日

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1Precision Health Program, Michigan State University, 2Department of Radiology, College of Human Medicine, Michigan State University, 3Veterinary Diagnostic Laboratory, College of Veterinary Medicine, Michigan State University, 4Institute for Quantitative Health Science and Engineering, Biomedical Imaging, Advanced Molecular Imaging Facility, Michigan State University

本文内容

摘要

本方案采用多腔床对多达四只动物进行并行磁共振成像（MRI），以检测基因工程小鼠模型中的胰腺导管腺癌肿瘤。该多动物MRI方案快速且经济高效，有助于临床前研究中的动物筛选以及肿瘤生长的纵向监测。

摘要

高级 体内 成像模态，例如磁共振成像（MRI），是有效检测临床前小鼠模型中肿瘤的关键研究工具。MRI可提供关于肿瘤位置和大小的详细解剖学信息。然而，该成像模态成本高昂且耗时较长。为在不降低成像质量的前提下克服可及性障碍，已实施一种多动物MRI方案。该方案采用四腔床附件，可在单次扫描过程中获得高分辨率的多动物解剖学MRI图像。同时对多只小鼠进行成像，可显著减少该操作的时间与成本。本方案描述了一种多动物MRI工作流程，旨在提高在基因工程小鼠模型中进行肿瘤检测及长期肿瘤监测的效率 Kras驱动的 p53-缺失型（KPC）胰腺导管腺癌小鼠模型。这一经过充分验证且具有临床相关性的KPC模型，为深入理解胰腺癌发生发展的分子机制、肿瘤进展过程及治疗耐药性提供了宝贵见解。作为概念验证，本方案应用于在KPC模型中验证标准护理化疗药物吉西他滨的治疗效果。本文还简要讨论了该MRI引导的临床前研究设计在未来用于评估联合治疗方案治疗有效性的潜在应用。

引言

胰腺导管腺癌（PDAC）仍然是致死率最高的恶性肿瘤之一。尽管近年来生存率略有改善，但5年生存率仍仅为13%1。大多数情况下，PDAC在晚期才被发现，常伴有局部浸润或远处转移，这使得治疗变得复杂。该疾病具有显著的生物学异质性，其特征是高度侵袭性的肿瘤细胞、致密的促纤维增生性间质以及血管化程度低2,3,4。这种复杂的肿瘤微环境持续阻碍着对影响疾病进展的细胞及非细胞成分进行全面表征。为应对这一挑战，亟需建立能够紧密模拟人类疾病进展和促纤维增生特征的有效临床前模型。

多种小鼠模型可用于研究癌症进展的生物学特性，并评估新型治疗药物的疗效5,6。KRas驱动的基因工程小鼠模型（GEMM）可自发形成胰腺肿瘤，这些肿瘤重现了人类胰腺导管腺癌（PDAC）的许多病理生理学和分子特征3,7,8,9,10,11。特别是由Kras驱动、p53缺失的KPC模型（LSL-KrasG12D; p53lox/+; Pdx1-Cre），是一种特征明确的PDAC GEMM7,8,9。肿瘤成像是临床前研究中的重要组成部分。肿瘤的检测及肿瘤大小的测量可用于筛选适合的实验动物，进行肿瘤生长和疾病进展的纵向监测，并评估治疗反应。

先进的体内成像技术，如超声成像（US）、生物发光成像（BLI）、计算机断层扫描（CT）、荧光成像（FLI）、正电子发射断层扫描（PET）和磁共振成像（MRI），可用于KPC模型及类似的胰腺导管腺癌（PDAC）模型中的肿瘤成像12,13,14,15,16。然而，在KPC模型中进行肿瘤成像仍具有挑战性，上述每种成像技术均具有独特的优势与局限性。光学成像技术，如生物发光成像（BLI）和超声成像（US），具有非侵入性和成本较低的优点。但其空间分辨率有限，尤其是对内脏器官的成像，可能导致与肿瘤体积的相关性较差12,15,17,18。生物发光成像需要表达荧光素酶信号的基因工程细胞，且信号强度依赖于底物递送、血流和组织氧合状态。计算机断层扫描成像速度快，运动伪影少，但在无对比剂的情况下软组织对比度较差。碘化对比剂可能对小鼠产生毒性。荧光成像需要使用对比剂或荧光探针，而腹腔器官的自发荧光会降低检测灵敏度。

由于其他成像方法存在诸多限制，磁共振成像（MRI）通常被认为是最可靠的深部肿瘤评估技术，能够为内部解剖结构提供优异的软组织对比度和分子敏感性13,14,15,19。然而，标准的临床前MRI方案运行成本高、采集时间长，可能成为许多研究实验室的障碍。多动物MRI可通过减少扫描前动物准备时间（麻醉）、扫描时间以及扫描后动物恢复时间，克服这一使用障碍。本方案展示了PDAC肿瘤成像的技术可行性(图1、图2、图3和图4)，以及利用影像结果筛选动物接受吉西他滨化疗(图5)。PDAC肿瘤具有多种内在机制，导致其对标准治疗（SOC）化疗药物（如吉西他滨、吉西他滨/白蛋白结合型紫杉醇或FOLFIRINOX）产生耐药性2,3,4。本方案提供了一个合适且稳健的平台，可用于评估新治疗药物与标准治疗化疗方案，以发现可能增强患者治疗反应的有前景的联合疗法20,21,22,23,24,25,26,27。

方案

所描述的所有实验均按照密歇根州立大学机构动物护理和使用委员会批准的方案进行。涉及活体动物的所有操作均符合既定指南，以确保动物的福利和人道对待。本方案描述了PDAC的KPC小鼠模型的使用与处理方法：LSL-K-Ras G12D (Krastm4Tyj)；p53lox/lox (Trp53tm1Brn)；Pdx1-Cre (Pdx1-cre6Tuv)9。

1. 成像前动物准备

  1. 使用前确保对KPC小鼠进行正确的基因型验证。将实验小鼠从动物房转运至成像设施。
  2. 在预热的密闭麻醉诱导舱中，使用1.5–2%异氟烷和0.8–2 L/min氧气对最多四只小鼠进行麻醉。通过施加有害刺激（如夹趾）确认麻醉深度。
  3. 为每只小鼠双眼涂抹眼用润滑剂，以防止角膜干燥。

2. 多动物 MRI 床设置

  1. 将两只麻醉后的小鼠以腹侧朝下的体位放置在3D打印床插件的底部位置（左侧和右侧），该插件固定于厂商提供的标准单只大鼠PET/MRI扫描架上。确保小鼠的脊柱和四肢保持伸直。
    注意：使用3D打印机打印床插件（补充文件1和补充文件2）。
  2. 使用管路（内径1/16"，外径1/8"）和鲁尔接头（例如：7个1/16"公头，2个1/16"母头，2个母-母连接头，2个T型插座连接头），将厂商床体的空气输入端连接至鼻罩。
  3. 将小鼠头部固定于鼻罩中以维持麻醉状态（1.5–2%异氟烷，0.8–2 L/min氧气）。用3D打印床插件的上部盖板覆盖底部（图2B）。
  4. 将另外两只麻醉后的小鼠以腹侧朝下的体位放置在3D打印床插件的上部位置（左侧和右侧）。
  5. 将小鼠头部固定于鼻罩中以维持麻醉状态（1.5–2%异氟烷，0.8–2 L/min氧气）。
  6. 用胶带将呼吸监测垫固定在左上方小鼠的体表。确保监测垫位于腹部水平而非胸部，以避免心跳信号干扰，准确测量呼吸。
  7. 调节异氟烷浓度，使扫描全程中小鼠呼吸频率维持在30–40次/分钟，通常为1.5–2%。若呼吸波形不可见或振幅过低，请检查胶带是否牢固固定监测垫，并确认所有管路连接处均紧密无松动。
  8. 盖上床体盖板，完成多动物MRI扫描腔室的组装（图2B）。
    注意：厂商提供的单只大鼠PET/MRI床体配备有循环暖风系统，用于维持动物体温（约35–37 ˚C）。通过3D打印插件，最多可同时扫描四只小鼠。循环热水的温度设定，以及进气和排气速率，需根据各实验场所的具体条件进行优化，包括控制室与MRI设备之间的距离等。各机构可通过一系列预实验扫描，在全程监测体温的基础上确定最佳参数，并在后续研究中标准化使用。

3. 预扫描设置与成像校准

  1. 在将床架推入磁体孔洞之前，通过将红色激光与多腔床的中心对齐，确保小鼠沿 MRI 线圈长度方向居中放置。
  2. 使用小鼠编号和扫描日期为扫描指定标签，格式如下：品系、小鼠编号、扫描日期。
  3. 设置一个 T1 加权 FLASH 扫描，包含一个轴向切片、两个冠状切片和两个矢状切片，以观察四腔床上的小鼠，并使用以下参数定义成像区域：TR/TE 50/2.4 ms，2 次平均，翻转角 20°，分辨率 0.313 mm，1 mm 层厚，扫描时间 13 s。
  4. 确认整只小鼠身体均位于视野范围内，且体位平直。若不符合要求，则重复小鼠定位步骤和/或调整小鼠床进出磁体孔洞的位置。
    注意：这些参数基于所用 MRI 系统的规格设定。可根据实验需求和/或 MRI 系统性能，按需调整这些参数以优化图像采集。

4. 多动物磁共振成像

  1. 设置T2加权快速自旋回波序列，参数如下：重复时间（TR）：3,200 ms，回波时间：46 ms，平均次数：10，面内分辨率：300 × 300 µm，冠状面切片数量：14，层间间隙：0.3 - 0.7 mm，脂肪抑制：启用，稀疏因子（Rare factor）：8，切片组数：2，总图像采集时间：14 min。
  2. 在定位图像上点击黄色和绿色框的中心（用于平移）和边缘（用于旋转），根据需要调整切片组的位置，以优化上、下两组动物胰腺区域及其他腹部器官的覆盖范围。
  3. 在开始扫描前，确认四只小鼠在多动物成像床装置中均已正确对齐。
  4. 在整个成像过程中监测呼吸，并根据需要调整异氟烷浓度。
  5. MRI扫描完成后，检查图像质量是否合格。若小鼠在扫描过程中发生移动，会出现运动伪影，表现为图像模糊。同时检查腹部是否完全覆盖。如有必要，重新调整小鼠位置并重复扫描。

5. 小鼠恢复

  1. 扫描完成并确认后，将床从 MRI 系统中移出。
  2. 打开多腔床的顶部。取下左上角小鼠的呼吸监测仪，并将动物从3D打印插件的顶部和底部转移到恢复笼中。
  3. 将动物放入恢复笼中，并置于37 °C加热垫上，以进行麻醉后恢复。
  4. 监测呼吸频率和活动情况，确保小鼠完全从麻醉中恢复后再将其放回饲养笼。恢复的迹象包括正常呼吸和活动（行走）。

6. 磁共振成像文件的处理与分析

  1. 将DICOM图像从MRI软件导出至图像分析程序，将包含四只小鼠的一幅图像裁剪为每只小鼠单独的一幅图像。
  2. 在软件中，于View模块打开上方一组动物的图像。自动的窗宽/窗位设置通常已足够，但如有需要，可在general image display control选项卡中进行调整，以确保小鼠图像清晰可见。在VOI选项卡中，使用立方体分析对象手动在右上方小鼠周围绘制一个足够大的方框；然后从Masking and contouring operations选项卡中根据该方框裁剪图像。保存新文件时，编辑DICOM元数据和文件名，使其对应正确的小鼠编号；接着，使用同一图像对左上方小鼠重复上述ROI裁剪和保存操作，再打开下方一组小鼠的图像，并重复ROI裁剪和保存步骤。
    注意：VOI的划定无需十分精确。
  3. 使用MRI查看软件分析存储在DICOM文件中的图像。
  4. 从背侧至腹侧或腹侧至背侧方向分析成像切片。定位脾脏和胃部，以建立识别胰腺和/或胰腺肿瘤的正确解剖背景。
  5. 通过在肿瘤边界上绘制线条来定义"感兴趣区域"（ROI），并执行半自动分割以计算肿瘤体积。注意记录液体囊肿及其他深染性发现 （图3和图4）。
    注意：应使用MRI查看器分析DICOM文件。

7. 吉西他滨处理

  1. 每周对KPC动物进行MRI扫描，直至肿瘤开始形成并可被检测到（体积≥20） 毫米3扫描前，确保小鼠健康状况良好（无明显体重减轻或痛苦迹象、呼吸困难和/或喘息）。
  2. 在达到肿瘤治疗标准后，制定治疗方案。
    注意：对于处理组，吉西他滨通过腹腔注射给药（i.p.每周两次，每次剂量为100 mg/kg。
    警告：吉西他滨是一种细胞毒性化疗药物。操作时应使用适当的个人防护装备（PPE），包括手套和实验服。受污染的注射器和材料应按照机构的危险废物处理规程进行处置。
  3. 每周进行一次MRI扫描（按第1-6节操作），以监测肿瘤对吉西他滨的治疗反应。
  4. 当肿瘤体积通过MRI分析达到安乐死标准时，处死实验动物 （第6节） 和/或其他症状。
  5. 对接受过化疗药物处理的小鼠进行MRI扫描时，应设置保护屏障，以防止化疗药物的潜在转移 通过排泄物排出。操作吉西他滨期间及操作后，应遵循良好的个人卫生习惯。使用后的空注射器应丢弃在化疗专用锐器容器中。
  6. 工作完成后，使用70%乙醇喷洒所有麻醉设备、MRI床及所有工作表面。将成像过程中使用过的受化学污染的防护隔膜和手套放入塑料袋中，扎紧袋口，然后置于纤维桶中以待焚烧。
  7. 在下一轮治疗前安排成像检查，以尽量减少暴露于化疗药物的时间。
    注意：根据肿瘤生长速度和治疗方案，可考虑每隔一周进行一次 MRI 扫描。通过纵向成像可评估治疗对肿瘤动力学的反应图5).

结果

KPC 动物在 12 周龄后会发展出胰腺肿瘤9。使用多腔 MRI 床，从 10 周龄开始对 KPC 小鼠进行肿瘤筛查。这使得能够筛选出肿瘤体积约为 200 mm3 的动物，用于吉西他滨治疗的临床前研究。观察到肿瘤动力学的差异以及肿瘤表现形式的变异。大多数 KPC 肿瘤表现为实性生长模式，具有单个或主要病灶 (图 4A)，这有利于治疗实验的动物筛选和肿瘤体积评估。然而，也观察到一些动物在整个胰腺中分布有多个较小的实性肿瘤 (图 4A)。部分胰腺导管腺癌（PDAC）病例还可能出现肿瘤内充满液体的囊性病变，同时伴有肿瘤周围非肿瘤性囊性病变，以及由于胆囊和/或胰腺导管阻塞引起的液体潴留 (图 4A)。

入选后，动物被随机分配到两个实验组：对照组不接受任何治疗，治疗组则每周两次通过腹腔注射（i.p.）给予吉西他滨，剂量为100 mg/kg。在总共23只符合条件的动物中，对照组分配了4只雌性和7只雄性，治疗组分配了6只雌性和6只雄性。采用多动物床系统进行每周一次的磁共振成像扫描(图5A)，从而能够持续监测对照组和治疗组中肿瘤生长动力学的变化(图5B)。

处理后的成像数据显示，与未治疗的对照组相比，吉西他滨处理的KPC模型中的肿瘤生长模式较慢(图5C)，这与治疗组总体生存期的显著延长具有统计学意义（Log rank检验，p = 0.04）(图5D)。未治疗KPC组的中位生存期为20周，而治疗组的中位生存期延长至超过23周(图5D)。

临床前 MRI 工作流程图：准备、多动物床设置、磁共振成像、图像分析。
图 1：多动物磁共振成像流程、图像处理与分析的工作流程。 多动物 MRI 方案的关键步骤从扫描前准备到图像引导的临床前研究均被突出显示。最多4只动物在诱导室中进行麻醉（扫描前准备），并准备放置于多动物床上（多动物 MRI 床设置）。对动物在2×2配置下（上层隔间2只，下层隔间2只）进行预扫描成像，随后进行磁共振扫描（MR 成像）。每只动物的成像数据均保存为独立文件并分别进行分析（图像分析）。图像结果和肿瘤大小用于筛选适合开展临床前研究的动物，并监测治疗反应（临床前试验）。请点击此处查看此图的放大版本。

麻醉系统示意图及设置，显示上下插件、端口和结构细节。
图2：从准备到扫描的多动物磁共振成像关键步骤。（A）上图，定制多动物磁共振成像床系统的组装。定制设计的3D打印床插件集成了麻醉接口，可插入标准单只大鼠PET/MRI床架中。下图显示，这些3D打印插件将床分为两个腔室，可同时对最多四只动物进行成像：动物1和2位于上层插件的上方，动物3和4位于下层插件的上方。图中还展示了通过STL查看器获得的3D打印插件的横断面和改良冠状面。 （B）将小鼠依次放入多腔磁共振成像床中的过程（从上到下）。最上图：两只动物以腹侧朝下的体位放置在3D打印插件的底部左右两侧，该插件位于设备厂商提供的PET/MRI床内。中间图：另外两只小鼠以腹侧朝下的体位放置在3D打印插件的顶部左右两侧；位于上层插件左侧的小鼠连接了呼吸监测仪。最下图：四只动物完成组装，顶部已盖上盖板。所有动物的头部均固定于鼻罩中以维持麻醉（1.5–2% 异氟烷，0.8–2 L/min 氧气）。最终配置包括四只动物在磁共振成像床架中的排列，并连接麻醉输送系统、温水加热系统和生命体征监测系统，从而可在单次扫描会话中完成所有动物的磁共振成像及数据采集。请点击此处查看该图的放大版本。

MRI横断面分析、肿瘤识别、对比成像、诊断方法。
图3：多只动物MRI扫描的数据采集与处理。（A） 四只动物初次MRI扫描的代表性图像（矢状面）。（B） 四只小鼠在多腔扫描床中的MRI扫描图像（冠状面）：两只小鼠位于3D打印插件的底部（3、4），另两只位于上部（1、2）。（C） 每只小鼠扫描后获得的最终高分辨率MRI图像文件。请点击此处查看该图的放大版本。

胰腺MRI分析；H&E染色；肿瘤分类；病理成像；诊断流程。
图4：PDAC肿瘤的多种表现形式：MRI与组织学的综合分析。（A）代表性MRI图像（背侧平面），展示PDAC肿瘤的解剖学差异性（从左至右）：正常胰腺、伴有充满液体的囊性病灶的多灶性肿瘤，以及实性肿瘤团块。解剖器官以颜色编码表示：胃（黄色）、脾脏（绿色）、肿瘤（紫色）、因导管阻塞导致的液体积聚（蓝色）。白色标尺 = 1 cm。（B） H&E染色肿瘤的组织学切片，结合基于计算机辅助训练分类器叠加的细胞分类，突出显示与MRI结果相对应的组织病理学特征。当肿瘤存在时，所有样本中的肿瘤（T）区域均以黑色轮廓标出。细胞分类以彩色显示：正常胰腺组织（灰色）、肿瘤（红色）、免疫细胞（黄色）。黑色标尺 = 0.5 cm。 请点击此处查看该图的放大版本。

胰腺肿瘤研究；MRI成像、治疗时间线、生长动力学图、生存曲线。
图 5：在吉西他滨治疗期间，多动物MRI技术用于动物筛选及肿瘤生长监测。（A）实验设计时间线：在MRI扫描检测到肿瘤体积≥ 200 mm3后，纳入14周龄以上的动物。治疗组小鼠接受吉西他滨（100 mg/kg，i.p.，b.i.w）治疗，直至达到安乐死标准。整个实验过程中对所有动物定期进行多动物MRI扫描，以监测肿瘤生长动力学。（B）代表性MRI图像（背侧平面），显示一名未治疗组动物和一名治疗组动物从第0天至实验终点（生存终点）的肿瘤进展过程。白色标尺 = 1 cm。（C, D）图表展示对照未治疗组与治疗组的肿瘤生长动力学（C，n = 4 [2雌, 2雄] vs. 4 [2雌, 2雄]）和总体生存率（D，n = 11 [4雌, 7雄] vs. 12 [6雌, 6雄]）。Kaplan-Meier生存曲线的统计学显著性通过Log-rank（Mantel-Cox）检验确定（* p < 0.05）。请点击此处查看该图的放大版本。

补充文件 1：用于 3D 打印带集成麻醉接口的底部插件的 STL 文件，该插件可适配标准单只大鼠 PET/MRI 检查床支架。 请点击此处下载该文件。

补充文件 2：用于 3D 打印顶部插件的 STL 文件，该插件集成麻醉接口，可适配标准单只大鼠 PET/MRI 检查床支架。 请点击此处下载该文件。

讨论

本方案采用供应商提供的标准单只大鼠PET/MRI扫描床，通过定制的3D打印插件进行改造，可实现最多四只小鼠的同时扫描(图1)。这种多动物配置不仅显著减少了昂贵的MRI扫描时间，也大幅缩短了整体操作时长。与在四个独立的扫描时段中分别对每只动物进行准备（麻醉、放置于扫描床中及装入设备）、扫描和恢复相比，本方法可在一次扫描过程中并行完成四只动物的准备、扫描和恢复。该系统还包括独立的鼻罩，用于对每只动物进行可控的麻醉给药；配备针对单只动物的生命体征监测设备；以及集成的加热功能，以维持所有被扫描小鼠的体温(图2)。3D打印插件可确保动物位置的一致性，提高图像分割的重复性。实时呼吸监测功能可在扫描期间持续评估并调整麻醉状态，从而最大限度地减少运动伪影。

本方案用于检测并纵向监测经化疗药物吉西他滨处理的KPC模型中的胰腺肿瘤进展（图5A-C），作为一项概念验证性临床前研究。吉西他滨单药或联合用药是局部晚期或转移性胰腺癌患者的一线或二线治疗方案28,29,30。经吉西他滨处理的动物实验结果与既往报道一致，均显示出生存获益31。更重要的是，本方案为在KPC模型或类似的胰腺导管腺癌（PDAC）模型中研究新型治疗药物与标准治疗（SOC）化疗药物的联合疗法提供了合适且可靠的平台。这些联合疗法可能包括小分子抑制剂、免疫治疗、siRNA、microRNA活性调节剂，以及其他针对关键分子靶点的治疗性寡核苷酸20,21,22,23,24,25,26,27。这些联合疗法还可包括基因修饰靶点，以在早期研发阶段研究其与标准治疗化疗或其他疗法的相互作用9,20,32。

尽管本实验方案的重点是胰腺及其他腹腔器官的成像，但该多动物实验方案及所述的磁共振成像（MRI）序列也可应用于其他小鼠癌症模型（如乳腺癌和胶质母细胞瘤）或涉及肾脏和/或肝脏的其他疾病的解剖学表征33。我们了解到已有其他文献描述过多动物MRI扫描方案18,34。例如，Dazai等人描述了最多七只小鼠的神经解剖学MRI扫描18。虽然该装置可实现七只动物的脑部成像，但无法对每只小鼠的麻醉和体温进行独立控制。他们的动物容纳室设计适用于体重小于约32 g的小鼠；相比之下，我们的多腔体床可支持更广泛的小鼠体型范围。根据目标器官、扫描时间及分辨率的不同，Dazai等人的方案在某些方面可能较本文所述方案具有一定优势。

披露

作者声明无利益冲突。

致谢

本工作部分得到了美国国家癌症研究所R01 CA258314基金以及密歇根州立大学（MSU）四联学科研究计划2024年版基金（授予LFS）的支持。我们感谢密歇根州立大学精准健康计划组织分析核心、密歇根州立大学定量健康科学与工程研究所/精准健康计划高级分子成像设施、密歇根州立大学校园动物资源中心、密歇根州立大学兽医诊断实验室以及密歇根州立大学定量生物元素分析与成像（QBEAM）中心在技术方面提供的协助。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
3D 打印机 StratasysJ750 用于多动物 MRI 床插件
盐酸吉西他滨ApexBioA1402-500用于腹腔注射 
HOROSHOROShttps://horosproject.org/用于 MRI 分析
异氟烷Covetrus11695067772用于小鼠麻醉
异氟烷蒸发器SOMNI ScientificVS6002用于小鼠麻醉
低剂量 U-100 胰岛素注射器BD14-826-79用于腹腔注射 
鲁尔锁紧管接头，尼龙直插头，适用于内径 1/16" 管，共 7 个McMaster51525K521用于多动物 MRI 床组装
鲁尔锁紧管接头，插头，适用于内径 1/16" 带凸缘管，共 2 个McMaster7466N11用于多动物 MRI 床组装
双头公鲁尔接头，共 2 个SAIMML用于多动物 MRI 床组装
磁共振兼容的小动物监测与门控系统SAIIModel 1030用于 MRI 过程中动物监测
MRI 床适配器BrukerT150743厂商提供的 MRI 床组件
MRI 线圈，内径 72 mmBrukerT20209V3厂商提供的 MRI 线圈
多模态中型大鼠托架BrukerT151629厂商提供的 MRI 床
眼科润滑剂 Covetrus75848麻醉过程中使用
ParaVision 360 软件Brukerhttps://www.bruker.com/en/products-and-solutions/preclinical-imaging/paravision-360.html用于 MRI 分析
PMOD 4.2Brukerhttps://www.bruker.com/en/products-and-solutions/preclinical-imaging/pmod.html用于 MRI 分析
临床前 MRI 系统 BrukerBioSpec 70/30用于 MRI
Stratasys Vero Clear 树脂StratasysRGD810用于多动物 MRI 床制造
T 型插座对插座连接器，鲁尔锁紧管，共 2 个McMaster51525K443用于多动物 MRI 床 
管路（内径 1/16"，外径 1/8"）BrukerT12330用于多动物 MRI 床组装

参考文献

  1. Siegel, R. L., Giaquinto, A. N., Jemal, A. Cancer statistics, 2024. CA Cancer J Clin. 74 (1), 12-49 (2024).
  2. Lafaro, K. J., Melstrom, L. G. The paradoxical web of pancreatic cancer tumor microenvironment. Am J Pathol. 189 (1), 44-57 (2019).
  3. Kleeff, J., et al. Pancreatic cancer. Nat Rev Dis Primers. 2, 16022(2016).
  4. Collisson, E. A., Bailey, P., Chang, D. K., Biankin, A. V. Molecular subtypes of pancreatic cancer. Nat Rev Gastroenterol Hepatol. 16 (4), 207-220 (2019).
  5. Grimm, J., Potthast, A., Wunder, A., Moore, A. Magnetic resonance imaging of the pancreas and pancreatic tumors in a mouse orthotopic model of human cancer. Int J Cancer. 106 (5), 806-811 (2003).
  6. Ireson, C. R., Alavijeh, M. S., Palmer, A. M., Fowler, E. R., Jones, H. J. The role of mouse tumour models in the discovery and development of anticancer drugs. Br J Cancer. 121 (2), 101-108 (2019).
  7. Westphalen, C. B., Olive, K. P. Genetically engineered mouse models of pancreatic cancer. Cancer J. 18 (6), 502-510 (2012).
  8. Cook, N., Olive, K. P., Frese, K., Tuveson, D. A. K-ras-driven pancreatic cancer mouse model for anticancer inhibitor analyses. Methods Enzymol. 439, 73-85 (2008).
  9. Schipper, J., et al. Loss of microRNA-21 leads to profound stromal remodeling and short survival in K-ras-driven mouse models of pancreatic cancer. Int J Cancer. 147 (8), 2265-2278 (2020).
  10. Uprety, D., Adjei, A. A. KRAS: from undruggable to a druggable cancer target. Cancer Treat Rev. 89, 102070(2020).
  11. Buscail, L., Bournet, B., Cordelier, P. Role of oncogenic KRAS in the diagnosis, prognosis and treatment of pancreatic cancer. Nat Rev Gastroenterol Hepatol. 17 (3), 153-168 (2020).
  12. Snyder, C. S., et al. Complementarity of ultrasound and fluorescence imaging in an orthotopic mouse model of pancreatic cancer. BMC Cancer. 9, 106(2009).
  13. Farr, N., et al. Noninvasive characterization of pancreatic tumor mouse models using magnetic resonance imaging. Cancer Med. 6 (5), 1082-1090 (2017).
  14. Yin, T., Liu, Y., Peeters, R., Feng, Y., Ni, Y. Pancreatic imaging: current status of clinical practices and small animal studies. World J Methodol. 7 (3), 101-107 (2017).
  15. Rojas, J. D., et al. Validation of a combined ultrasound and bioluminescence imaging system with magnetic resonance imaging in orthotopic pancreatic murine tumors. Sci Rep. 12 (1), 102(2022).
  16. Vohra, R., et al. Evaluation of pancreatic tumor development in KPC mice using multiparametric MRI. Cancer Imaging. 18 (1), 41(2018).
  17. Serkova, N. J., et al. Preclinical applications of multi-platform imaging in animal models of cancer. Cancer Res. 81 (5), 1189-1200 (2021).
  18. Dazai, J., Spring, S., Cahill, L. S., Henkelman, R. M. Multiple-mouse neuroanatomical magnetic resonance imaging. J Vis Exp. (48), e2497(2011).
  19. Iwano, S., et al. Single-cell bioluminescence imaging of deep tissue in freely moving animals. Science. 359 (6378), 935-939 (2018).
  20. Sempere, L. F., Powell, K., Rana, J., Brock, A. A., Schmittgen, T. D. Role of non-coding RNAs in tumor progression and metastasis in pancreatic cancer. Cancer Metastasis Rev. 40 (1), 1-20 (2021).
  21. Smith, E. S., et al. Clinical applications of short non-coding RNA-based therapies in the era of precision medicine. Cancers (Basel). 14 (6), 1588(2022).
  22. Sempere, L. F., Keto, J., Fabbri, M. Exosomal microRNAs in breast cancer towards diagnostic and therapeutic applications. Cancers (Basel). 9 (7), 71(2017).
  23. Sempere, L. F., Azmi, A. S., Moore, A. MicroRNA-based diagnostic and therapeutic applications in cancer medicine. Wiley Interdiscip Rev RNA. 12, e1662(2021).
  24. Nakisa, A., et al. Tumor-associated carbohydrate antigen 19-9 (CA 19-9), a promising target for antibody-based detection, diagnosis, and immunotherapy of cancer. ChemMedChem. 19 (24), e202400491(2024).
  25. Miller, A. L., Garcia, P. L., Yoon, K. J. Developing effective combination therapy for pancreatic cancer: an overview. Pharmacol Res. 155, 104740(2020).
  26. Dreyer, S. B., Beer, P., Hingorani, S. R., Biankin, A. V. Improving outcomes of patients with pancreatic cancer. Nat Rev Clin Oncol. 22 (6), 439-456 (2025).
  27. Nevala-Plagemann, C., Hidalgo, M., Garrido-Laguna, I. From state-of-the-art treatments to novel therapies for advanced-stage pancreatic cancer. Nat Rev Clin Oncol. 17 (2), 108-123 (2020).
  28. Koltai, T., et al. Resistance to gemcitabine in pancreatic ductal adenocarcinoma: a physiopathologic and pharmacologic review. Cancers (Basel). 14 (10), 2486(2022).
  29. Casper, E. S., et al. Phase II trial of gemcitabine (2,2′-difluorodeoxycytidine) in patients with adenocarcinoma of the pancreas. Invest New Drugs. 12 (1), 29-34 (1994).
  30. Moore, M. Activity of gemcitabine in patients with advanced pancreatic carcinoma: a review. Cancer. 78 (3 Suppl), 633-638 (1996).
  31. Ho, T. T. B., et al. Combination of gemcitabine and anti-PD-1 antibody enhances the anticancer effect of M1 macrophages and the Th1 response in a murine model of pancreatic cancer liver metastasis. J Immunother Cancer. 8 (2), e001367(2020).
  32. Kempinska, K., et al. Genetic ablation of microRNA-10b improves treatment outcomes in mouse models of pancreatic cancer. Cancer Res. 84 (6 Suppl), Abstract 467 (2024).
  33. Fan, J., et al. Species-specific hepatic uptake of [64Cu]Cu-EOB-NOTA, a newly designed hepatospecific PET agent. Mol Imaging Biol. 27 (3), 305-312 (2025).
  34. Ramirez, M. S., Esparza-Coss, E., Bankson, J. A. Multiple-mouse MRI with multiple arrays of receive coils. Magn Reson Med. 63 (3), 803-810 (2010).

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