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方法文章

用于小鼠和大鼠背主动脉及肠系膜阻力动脉的血管环张力测定法

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DOI：

10.3791/70186

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2026年2月27日

 ,  ,  , 
1Department of Physiology and Pharmacology, Center for Hypertension and Personalized Medicine, University of Toledo, College of Medicine and Life Sciences

* These authors contributed equally

本文内容

摘要

我们提供了一种详细的并联导线肌动图方法，用于评估从小鼠和大鼠分离出的传导动脉与阻力动脉的血管反应性。

摘要

血管环张力测定法是一种广泛使用的离体技术，用于定量评估分离动脉的血管功能。ex vivo。由于大口径传导血管和小阻力血管在结构和生理功能上存在根本差异，通过从同一只小鼠或大鼠获取的动脉并行分析这两类血管，可实现配对比较，减少个体间变异，揭示血管特异性的功能变化。本文提供了一套逐步操作方案，用于利用等长血管环张力测定法评估分离的小鼠传导血管和阻力血管的血管反应性。我们描述了新鲜含氧生理缓冲液的配制；动脉节段的精细解剖、清洗和安装；以及标准化过程，以将血管调整至接近其主动张力生成的最佳长度。文中还提供了故障排除指南，以及一个示例实验流程，用于生成对标准血管收缩剂和血管舒张剂的累积浓度-反应曲线。该方案可定量测量内皮细胞和血管平滑肌功能，并有助于检测与血管疾病（如高血压）相关的血管反应性中血管特异性改变。

引言

高血压的特征是血管反应性改变，例如内皮功能障碍以及血管平滑肌对缩血管物质的过度反应1。这些功能改变，加上微血管重塑和稀疏化，共同导致组织灌注受损和血压调节异常2,3,4。离体血管实验是解析健康与疾病状态下调控血管张力的细胞和分子机制的有力工具，因为此类方法可精确控制血管微环境，并对平滑肌和内皮细胞的信号通路进行选择性药理学干预。

离体动脉血管反应性通常通过两种互补的方法进行评估 离体 技术：钢丝肌动描记法和压力肌动描记法5,6在血管环张力测定中，将血管环或血管段固定在针或金属丝上，记录等长张力7,8在压力血管造影术中，将完整的血管段进行插管并加压至设定的管腔内压力，通过视频显微镜监测血管直径的变化。9与血管环张力测定法不同，压力血管测定法能够控制跨壁压和管腔内流速，因此能更准确地模拟体内血管的生理环境。 体内 阻力动脉的血流动力学环境，常用于研究肌源性张力、血流介导的反应以及血管的结构或力学特性9,10相反，导丝肌张力测定法在技术上更易于实施（无需插管或视频显微镜），可利用商用多腔室系统实现较高的通量，且非常适合用于中小动脉（直径在数十至数百微米范围内）生成可重复的药理学浓度-反应曲线。5,6因此，对于从大鼠或小鼠分离出的传导动脉和阻力动脉的血管反应性进行并行药理学分析时，通常首选导线肌张力测定法。

传导动脉（大弹性动脉）和阻力动脉（小肌性动脉）在结构和功能上存在根本差异，这些差异决定了各自不同的实验设计和观察终点。传导动脉（例如胸主动脉）含有大量的弹性组织和丰富的平滑肌；而阻力动脉（例如肠系膜动脉）的平滑肌与管腔比例相对更高，是外周阻力和局部自身调节的主要决定因素11,12。由于相同的激动剂可在不同类型的血管床中激活不同的分子反应，因此对来自同一动物的传导动脉和阻力动脉进行平行比较，可提供有价值的互补信息。例如，在传导动脉中，内皮源性一氧化氮的释放是乙酰胆碱（ACh）诱导血管舒张的主要舒张通路13,14。相比之下，在小阻力动脉中，ACh通过一氧化氮、前列环素，以及尤为重要的是内皮源性超极化因子（EDHF）诱导舒张15,16。因此，对同一小鼠或大鼠身上分离出的传导动脉和阻力动脉进行平行的 wire myography（丝状肌动描记）实验，可实现配对比较，有助于检测血管特异性的功能变化，同时减少个体间差异带来的影响。

准确解读导丝肌动图数据依赖于对一系列技术变量的仔细把控：生理盐溶液（PSS）的成分与氧合状态、组织处理与解剖方法、血管环安装技术、最佳静息预张力（标准化）、浴槽温度，以及适当药理学对照的选择6。标准化是指设定血管机械工作点的技术过程，以优化其主动收缩力的发挥，并使其接近生理状态下的工作条件5。在实际操作中，对于主动脉环，通常采用固定的预张力，该值常通过经验确定，以避免过度扩张的同时获得稳定的反应。对于小阻力动脉，标准化需首先确定相当于跨壁压为100 mmHg时的内周长（IC100），然后将血管设定为该值的某一特定比例，以建立标准化内周长（IC1）。实践中，许多实验方案将大鼠MRA的IC1设为接近0.9 × IC100，而小鼠MRA则约为1.0 × IC100，但这些数值可根据血管类型、物种及实验目的进行调整5,17。

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方案

以下方案遵循相关规定，并已获得托莱多大学健康科学校区动物护理与使用委员会的批准。

警告：开始实验前，请始终遵循机构动物护理和使用委员会（IACUC）和机构生物安全委员会（IBC）的指导方针；使用适当的个人防护装备（PPE）；使用手术器械或其他尖锐工具时应小心谨慎；处理化学品和生物组织时，请查阅并遵守相关的安全数据表（SDS）；将碳合气作为加压气体钢瓶处理，使用经批准的减压阀并妥善存放；生物和化学废物应按照机构规定进行处置。

1. PSS/改良 Krebs 碳酸氢盐（Krebs）缓冲液的制备

注意：Krebs 缓冲液成分（终浓度，pH 7.4）：130 mM NaCl、4.7 mM KCl、1.17 mM MgSO4、1.18 mM KH2PO4、1.6 mM CaCl2、25 mM NaHCO3、5.5 mM 葡萄糖和 0.03 mM EDTA。

  1. 配制大体积储备液：除 NaHCO₃ 外，将所有成分溶解3, 葡萄糖和 CaCl2 在双蒸水中配制成母液。将此母液于4℃保存 °C.
  2. 实验当天，量取所需体积的储备液（例如 1 L），依次加入 NaHCO₃、3葡萄糖和CaCl2，并持续用碳合气（95% O₂/5% CO₂）供氧25% CO₂2).
    注意：为尽量减少钙盐沉淀，应制备并储存1 M CaCl₂溶液2 4℃保存的储备液 °C，并仅在 NaHCO₃ 完全溶解后，缓慢加入所需体积至缓冲液中3 完全溶解，同时持续搅拌。在 CaCl₂ 溶解过程中持续通入碳合气体（carbogen）并保持鼓泡。2 添加（参见步骤1.3）以减少碳酸钙形成。若出现可见沉淀，则弃用并重新配制新鲜缓冲液。
  3. 为达到pH平衡，用碳合气（carbogen）鼓泡平衡缓冲液至少20分钟，然后测量pH值，必要时调节至pH 7.4。
    注：典型的预通气 pH 值 ≈ 7.7；持续通气可将pH降低至生理水平 ≈7.4.
  4. 通过加入新配制的Krebs缓冲液填充肌动描记室，并开始用碳合气进行轻柔鼓泡。调节鼓泡速率，以确保充分的气体交换，同时避免剧烈搅动。
  5. 预留一份新配制并充氧的Krebs缓冲液，置于冰上冷却，用于组织解剖。将剩余的充氧缓冲液加热至37 °C（实验过程中持续通入碳合气）。

2. 降胸主动脉和肠系膜弓的解剖

  1. 根据IACUC指南实施动物安乐死。将动物安乐死和组织取材的时间标准化在2小时时间窗内，以尽量减少潜在的昼夜节律影响。
  2. 立即通过正中切口打开胸腔和腹腔，并将胸壁向两侧翻起，暴露心脏和大血管。
    注意：在标准条件下不要进行全身灌注，因为这可能会意外造成内皮损伤。此外，肠系膜血管中残留的血液有助于增强动脉与静脉之间的视觉区分，并便于评估动脉的完整性。然而，在某些病理模型（例如血栓性疾病）中，建议使用含肝素的冰冻生理缓冲液进行轻柔、低压灌注，以清除阻塞性血栓，同时尽量减少内皮损伤。
  3. 切除降胸主动脉。为便于解剖，可移除肺和食管以改善视野。切勿直接抓握降胸主动脉；应轻轻夹持主动脉弓或外膜周围脂肪组织，略微提起，并小心从降主动脉下方切断肋间分支血管。在降主动脉穿过膈肌前将其切断，并将其置于含有冰冻含氧Krebs缓冲液的Sylgard包被培养皿中。
    注意：保持低温以最小化自发性张力并维持组织活性。黑色Sylgard可增强血管解剖时的对比度。
  4. 切除整个肠系膜动脉弓。轻柔提起肠系膜动脉弓，定位从膈肌下方腹主动脉发出的肠系膜上动脉。在近端切断肠系膜上动脉，并在不直接操作血管的前提下，将肠系膜动脉弓从周围结缔组织中游离出来。将肠系膜动脉弓置于另一个含有冰冻含氧Krebs缓冲液的Sylgard包被培养皿中。

3. 在针式肌动图仪上分离和安装主动脉环

  1. 用解剖针将降胸主动脉的近端和远端固定，以拉直血管。避免过度拉伸，以防造成机械性损伤。
    注意：应将针插入外膜周围的脂肪组织中，而不是直接穿过血管壁，以尽量减少损伤。
  2. 在带有外部光源的体视显微镜下，使用精细的Vannas剪刀和镊子小心去除外膜周围的脂肪和结缔组织。避免损伤血管壁。
    注意：通常需要去除外膜脂肪，除非研究目的是探讨血管周围外膜组织在血管张力调节中的作用。
  3. 切割成2 mm长的主动脉环，切口应整齐且垂直。丢弃穿孔或明显受损的血管环。尽可能在不同动物间取位置相近的血管段，以减少变异性。
  4. 将装有氧合Krebs缓冲液的一个腔室从肌动仪上断开，并小心地将其转移至体视显微镜下。
    注意：剧烈晃动腔室可能影响传感器，进而改变实验结果，因此应小心持握并轻柔放置。
  5. 在体视显微镜下，使用千分尺将肌动仪的两根针靠近，然后将主动脉环滑入针上，尽量减少对管腔表面的操作。
  6. 记录血管环完全松弛时的千分尺读数；施加轻微张力以固定组织，便于运输。
  7. 将腔室重新连接至仪器，并将血管恢复至原始千分尺读数。
  8. 所有血管环安装完毕后，将腔室加热至37 °C，并使用配套探头监测温度（通常需要20–30分钟达到37 °C）。
  9. 在用户界面上将力信号归零，启动数据采集软件，并开始记录。
  10. 使用千分尺逐步施加预张力，直至达到适合血管的固定值。
    注意：小鼠主动脉环的典型预张力值为5毫牛顿（mN）5。虽然大鼠主动脉环的预张力值在不同研究中有所差异，但先前的优化实验支持本方案中采用10 mN的预张力18。
  11. 在选定的预张力下，使主动脉环平衡45–60分钟，并重复更换37 °C的Krebs缓冲液。
    注意：主动脉环常会部分丧失张力，因此在张力稳定前，通常需多次使用千分尺微调预张力。
  12. 在开始实验方案前，于用户界面上将力信号重新归零。

4. 采用有丝张力测定法分离并安装小阻力动脉

  1. 以顺时针方向固定肠系膜弓，以拉直肠系膜分支。首先固定盲肠，然后顺时针依次固定小肠段，轻柔牵拉肠系膜血管，避免过度拉伸。根据需要更换为新鲜的Krebs缓冲液，以清除血液或碎屑。
  2. 在培养皿中央找到发出弓状分支的肠系膜上动脉。
  3. 选择适合分离的中等阻力动脉（MRA）；常见目标：内径200-250 µm（在归一化过程中确定）。
    注意：在成年实验动物中，这通常对应于2nd小鼠的三级分支和3rd-4th大鼠中血管分支的分级。分支等级由肠系膜上动脉的连续分支决定。1st-级分支直接起源于肠系膜上动脉，2nd-级分支起源于1st-级分支，依此类推。
  4. 在体视显微镜下，使用Vannas剪刀和精细镊子分离并去除伴行静脉，以及清除外膜周围的脂肪和结缔组织。
    注意：小阻力动脉（MRAs）可通过其较厚的管壁和较小的管腔与静脉区分，管腔内残留的血液可清晰显示这些特征。
  5. 在切除动脉前，先放松拉伸选定血管附近肠壁的肠夹，以防止血管回缩。
  6. 切除所选MRA的全长（应为 >2毫米长），并确保切口干净且垂直。使用精细镊子夹住动脉一端，将其转移至盛有冰冻克雷布斯缓冲液的洁净培养皿中（使用未涂覆硅胶的普通培养皿有助于后续的安装）。检查动脉是否受损；管腔内血液的存在有助于直观评估其完整性。
  7. 从无损伤区域切取一段约2 mm的血管段。丢弃在运输过程中被触碰或显示明显损伤的部位。
    注意：使用透明且未涂覆Sylgard的培养皿，可将尺子置于皿下方，以准确测量血管长度。
  8. 准备两根长度为 2.5 cm 的 40 µm不锈钢丝用于固定。
  9. 使用精细镊子，将金属丝逐根小心穿入血管腔内，确保两端均有足够长度的金属丝伸出以便安装。操作过程中应尽量减少对内皮的损伤。插入两根金属丝后，用直尺精确测量其长度，并记录该数值用于后续标准化步骤（见步骤5.2）。
    注意：这是本实验方案中技术难度最高且最耗时的步骤之一，需要耐心并反复练习以尽量减少对内皮的损伤。插入第一根钢丝后，通常将两根钢丝一起夹住并同步推进血管更为方便。
  10. 将装有充氧 Krebs 缓冲液的一个腔室从肌动仪上断开，并小心转移至体视显微镜下。
  11. 在体视显微镜下，将中等阻力动脉（MRA）（握住两端的金属丝）转移至肌动图仪腔室。使用千分尺将肌动图仪的夹头合拢，使金属丝末端被夹在夹头之间，从而使动脉自由悬挂在两者之间。
    注意：在此阶段，建议将导线夹紧，使其相互重叠放置。这样可以固定导线位置，防止其发生扭转。
  12. 将顶部金属丝末端顺时针缠绕，固定在靠近微米尺一侧的安装螺丝下；同样方法将第二根金属丝固定在换能器一侧。
    注意：应轻柔但牢固地拧紧螺丝。若螺丝过松，血管可能滑脱；若过度拧紧，可能导致钢丝或换能器损坏。固定第一端后，在夹紧另一端前，应略微张开肌动图仪钳口之间的间隙，以确保钢丝张力均匀。
  13. 稍微分开夹具，调整钢丝使其平行且共面，几乎相互接触。
    注意：所有导线调节操作均应在远离已安装血管的位置进行，以尽量减少对血管的损伤。
  14. 对所有小阻力动脉重复安装步骤。
  15. 将培养箱加热至 37 °C，并监测温度（通常20-30分钟）。
  16. 在开始归一化程序之前，先在用户界面上将力读数归零。

5. 小阻力动脉的标准化流程

注意：主动脉环在固定且预设的预张力下安装，因此无需进行单独的归一化步骤。

  1. 在数据采集软件中设置归一化参数：目镜校准 = 1；目标压力 = 13.3 kPa（≈ 100 mmHg）；归一化内周长（IC1）= 大鼠微动脉（MRA）为 0.9，小鼠微动脉（MRA）为 1.0；平均时间 = 2 s；延迟时间 = 60 s。
  2. 按以下方式将血管特异性参数输入归一化模块：
    1. 对于组织终点（mm）：设置 a1 = 0，a2 = 测得的 MRA 长度（单位为毫米，即切除时记录的精确长度）。
    2. 输入导线直径：40 µm。
    3. 千分尺读数：输入血管安装后完全松弛状态下的基线千分尺数值。
  3. 通过以 50 µm 为增量逐步拉伸已安装的 MRA 开始归一化程序。每次拉伸后，将新的千分尺读数输入归一化模块，并在每次增量之间等待 60 秒。
    注：千分尺调整后张力突然下降通常表明血管发生滑脱。应轻柔但牢固地拧紧固定螺钉。
  4. 等待归一化模块绘制静息壁张力（mN/mm）与内周长（µm）的关系曲线，并拟合指数曲线。使用千分尺继续逐步拉伸，直至张力-周长曲线与 100 mmHg 等压线相交。当接近交点时，将步长减小至 10–30 µm，以避免过度拉伸血管。
  5. 当曲线与 100 mmHg 等压线相交时，记录软件计算出的内周长，并将千分尺调节至模块计算出的对应值，使标本处于目标归一化内周长（IC₁）状态。
    注：曲线拟合不良通常表明输入软件的参数有误，例如组织长度、导线直径或千分尺读数。
  6. 对所有已安装的 MRA 重复归一化程序，然后使用 37 °C Krebs 缓冲液更换多次，使血管在 30–45 分钟内达到平衡状态。
  7. 在开始实验前，立即在用户界面上将力读数归零。
    ​注：小鼠与大鼠之间的关键参数差异总结于表 1中。
参数小鼠大鼠
主动脉环预张力值5 mN10 mN
MRA 目标 IC1 比值10.9
内径为 200–250 μm 的 MRA 典型分支级数2nd3rd-4th

表1：小鼠与大鼠之间的关键参数差异。

6. 实验方案（示例流程）

  1. 活性检测：使用去极化高K⁺溶液诱导收缩反应⁺ 刺激（例如，120 mM KCl）。
    注意：高K⁺ 缓冲液（KPSS）通过用等摩尔浓度的 KCl 取代标准 Krebs 缓冲液中的 NaCl 以维持渗透压，并持续用 95% O₂ 氧合25% CO₂2. 为避免冷休克，将KPSS预热至37 °使用前需将KPSS缓冲液预热至37°C。KPSS缓冲液成分（终浓度，pH 7.4）：120 mM KCl，14.7 mM NaCl，1.17 mM MgSO₄4，1.18 mM KH2PO₄，1.6 mM CaCl2，25 mM NaHCO₃35.5 mM 葡萄糖和 0.03 mM EDTA。
  2. 用新鲜的37℃生理缓冲液连续冲洗至少三次 °C 的含氧 Krebs 缓冲液中，直至恢复稳定的被动基础张力。
    注意：所有洗涤步骤均需完全移除浴液，并更换为新鲜的37℃生理缓冲液。 °C 氧化的 Krebs 缓冲液。商用肌动描记仪通常具有内置的冲洗功能，可排空肌动描记室。
  3. 生成去氧肾上腺素（PE）的累积浓度-反应曲线（CRC），逐步加入递增浓度（示例范围 10⁻9 至 10⁻4 M）。每次加入下一浓度前，需等待当前浓度反应达到平稳期，直至获得稳定的最大平台期。
  4. 用新鲜的37℃生理缓冲液连续冲洗至少三次 °C的含氧 Krebs 缓冲液中，直至恢复稳定的被动基础张力。
  5. 评估内皮功能：用去氧肾上腺素（PE）的次最大浓度预先收缩血管，待收缩反应稳定后，加入乙酰胆碱（ACh）评估内皮依赖性舒张（示例浓度范围 10⁻9 至 10⁻5 M）。⁻⁹ 至 10⁻⁵ M）。每次给药后待反应达到平台期，再给予下一浓度，直至获得稳定的最大舒张效应。记录相对于预收缩张力的舒张百分比（见步骤 7.4）。对于表现出 <70% 松弛的情况被排除。
    注意：血管壁疾病（如高血压）通常与内皮功能障碍相关，后者常导致对乙酰胆碱（ACh）的内皮依赖性血管舒张反应受损19. 在这些条件下，表现出 <70% 的舒张反应不应被自动排除，因为这可能反映了与疾病相关的真正内皮功能障碍，而非技术性失败。
  6. 用新鲜的37℃生理缓冲液连续冲洗至少三次 °C 的充氧Krebs缓冲液中，直至恢复稳定的被动基础张力。
  7. 根据实验问题的需要，测试其他血管活性物质，可选择性地联合或不联合通路特异性抑制剂.
  8. 实验结束后，取下所有已安装的血管，用8%乙酸清洗所有浴槽，随后用清水冲洗三次，最后关闭气罐和仪器。
  9. 根据机构规定处理生物和化学废弃物。

7. 数据分析与报告

  1. 基线定义与记录。在任何血管收缩剂刺激（即高K⁺刺激、血管收缩剂累积浓度-反应曲线或血管舒张剂累积浓度-反应曲线前的预收缩）开始之前，立即记录基线张力。
    注意：为了便于后续分析，可在前一次刺激充分洗涤后、任何血管收缩剂刺激开始前，将用户界面上的力读数归零（即显示的基线张力 = 0）。
  2. 高K⁺刺激。主动力计算公式为：主动力 = KCl刺激后的最大张力 − 基线张力（单位：mN）。将主动力标准化为血管段单位长度（mN/mm）或横截面积（mN/mm2）。测量横截面积需要对安装好的动脉段进行后续组织学分析以确定管壁厚度。
    注意：由于主动脉环常产生非平台期反应，为减少变异性，应在所有制备样本中于预设时间内（例如10分钟内）测量最大高K⁺反应。在小阻力动脉（MRAs）中，最大高K⁺反应通常在刺激后数秒内达到。
  3. 收缩性累积浓度-反应曲线（CRCs）。对于每一浓度的收缩性累积浓度-反应曲线（例如PE），按以下方法计算主动力。将每个浓度下的主动力表示为高K⁺刺激所引发反应的百分比。使用这些百分比值拟合收缩性累积浓度-反应曲线（见步骤7.5）。
    主动力 = 药物作用后的最大张力 − 基线张力（单位：mN）
    注意：某些条件可能导致不同制备样本间最大高K⁺反应的变异性（例如病理引起的平滑肌质量或分化状态的变化）。在此情况下，应将每个浓度下的主动力标准化为安装动脉段的单位长度（mN/mm）或横截面积（mN/mm2）。
  4. 舒张性累积浓度-反应曲线。在亚最大预收缩（预收缩张力）后进行舒张性累积浓度-反应曲线测定，按以下方法计算每个浓度下的舒张百分比。使用这些百分比值拟合舒张性累积浓度-反应曲线（见步骤7.5）。
    舒张率 = （预收缩张力 − 药物作用后的张力）/（预收缩张力 − 基线张力） × 100。
  5. 曲线拟合。对于收缩性或舒张性累积浓度-反应曲线，以对数[激动剂浓度]为横坐标（x轴），标准化反应为纵坐标（y轴）作图。使用非线性回归法，采用四参数逻辑模型拟合曲线。提取Emax（最大效应）和pEC50（−logEC50）用于统计比较，其中EC50为产生50% Emax效应的激动剂浓度。
  6. 数据呈现： 展示标准化的累积浓度-反应曲线。曲线上每个数据点使用组均值 ± 均值标准误（SEM）或标准差（SD）表示。应包括代表性原始记录图迹，并提供参数表，总结Emax和pEC50值（均值 ± SEM或SD）。
  7. 统计分析：
    1. 使用双因素重复测量方差分析（ANOVA）结合适当的事后检验（如Bonferroni法）比较实验组间的累积浓度-反应曲线。但需检验假设条件（球对称性、正态性），当数据缺失或不平衡时，应采用替代方法（如混合效应模型）。
    2. 使用非配对t检验比较两个实验组之间的pEC50和Emax，若比较两个以上实验组则使用单因素ANOVA。当方差齐性和正态性假设不满足时，可选用非参数检验方法。统计显著性设定为p < 0.05。

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结果

示意图展示了从小鼠或大鼠分离出的传导动脉和阻力动脉进行导丝肌张力测定的整体工作流程 图1代表性的小鼠胸主动脉环分离与制备图像以及2nd-order MRA 显示在 图2 和 图3分别展示了使用大鼠主动脉环和微血管环（MRA）进行预张力施加和归一化处理的软件截图 图4A，B分别。

按照方案，处死一只成年雄性C57BL/6J小鼠（图5A，B）或一只成年雄性Wistar Kyoto大鼠（图5C，D），以评估血管功能。采用内皮完整的降胸主动脉环和显微血管张力测定仪（MRA），通过等长金属丝肌动描记法同时进行研究。每...

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讨论

血管环张力测定法仍是一种强大的高分辨率技术，用于在ex vivo条件下研究血管功能。若操作得当，该方法可提供可靠的定量终点指标，既能回答特定的生物学问题，又能实现同一动物体内大血管与微血管床之间的严格比较。大动脉（传导动脉）研究可揭示与脉压和主动脉僵硬度相关的整体动脉力学特性及大血管反应性的变化，而阻力动脉实验则用于探究直接调控外周阻力和组织灌注的微血管张力及其机制12,20。除了在结构和生理功能上的关键差异外，传导动脉与阻力动脉在功能上也表现出重要区别，例如在不同血管床和物种中，一氧化氮、前列腺素类物质以及内皮源性超极化因子（EDHF）在内皮依赖性血管舒张中的作用各不相同13,14,15,16。因此，利用同一动物获取的血管平行开展张力测定实验，可在...

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披露

作者声明无利益冲突。

致谢

本工作得到了美国国家心肺血液研究所（NHLBI）资助（R00 HL153896，授予 I.O.）以及托莱多大学启动资金的支持。

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材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
15 mL 圆锥形离心管Thermo Fisher Scientific14-959-70C
50 mL 圆锥形离心管Thermo Fisher Scientific14-959-49A
乙酸Thermo Fisher ScientificA490-212
乙酰胆碱Millipore SigmaA6625-100G
分析天平Mettler ToledoMX304
CaCl2Thermo Fisher ScientificC79-500
碳酰气（95% O2/5% CO2）AirgasCD USP50
解剖显微镜 ZEISSZEISS Stemi 305
解剖用培养皿Living Systems InstrumentationDD-90-S-BLK
解剖针Danish Myo Technology400626
解剖工具包Danish Myo Technology101017工具包包含解剖剪（1 把）、多用途剪刀（1 把）、培养皿（5 个）、镊子（3 把）和解剖针。
Dumont #5 细尖镊Fine Science Tools11254-20
EDTAThermo Fisher ScientificBP2482-500
冷冻冰箱（-20 °C）Thermo Fisher ScientificTSG2325FA
冷冻铰链盒USA Scientific2310-5848
手套（大号）Thermo Fisher Scientific19-041-171D
手套（中号）Thermo Fisher Scientific19-041-171C
手套（小号）Thermo Fisher Scientific19-041-171B
葡萄糖Thermo Fisher ScientificD16-500
量筒Thermo Fisher Scientific08-572G
GraphPad PrismGraphPad SoftwareN/A数据分析与图形呈现
盐酸溶液Thermo Fisher ScientificSA48-1
冰桶Thermo Fisher Scientific03-395-156
KClThermo Fisher ScientificP217-500
KH2PO4Thermo Fisher ScientificP380-500
LabChart 8 软件AD InstrumentsN/A数据采集软件
实验室冰箱Thermo Fisher ScientificFBG49RPGA
LED 光源Thermo Fisher ScientificAMPSILED21
磁力搅拌器Thermo Fisher ScientificFB30786159
磁力搅拌子（大号）Thermo Fisher Scientific14-513-68
磁力搅拌子（中号）Thermo Fisher Scientific14-513-61
MgSO4Thermo Fisher ScientificM63-500
微型药匙和刮勺取样套装Thermo Fisher ScientificS43322
微量离心管USA Scientific1615-5510
迷你微量离心机Thermo Fisher Scientific07-203-954
迷你螺丝刀Thermo Fisher ScientificNC1349489
多丝肌张力测定系统Danish Myo TechnologyDMT 620M
NaCl Thermo Fisher ScientificS271-3
NaHCO3Thermo Fisher ScientificS233-500
pH 计Thermo Fisher Scientific01-912-351包含 pH 计、LE420 传感器、安装快速指南和 pH 缓冲液起始套装
去氧肾上腺素 Millipore SigmaP6126-5G
移液控制器Thermo Fisher Scientific01-001-023
带架移液器吸头（10 µL）USA Scientific1111-3810
带架移液器吸头（1000 µL）USA Scientific1111-2830
带架移液器吸头（200 µL）USA Scientific1111-1810
PYREX 可重复使用培养基储存瓶Thermo Fisher Scientific06-414-1D
血清移液管（10 mL）Thermo Fisher Scientific02-923-204
血清移液管（25 mL）Thermo Fisher Scientific02-923-205
单通道移液器多件装Thermo Fisher Scientific13-684-2503 支移液器（0.5–10 μL，10–100 μL，100–1000 μL）
不锈钢丝（40 μm）Danish Myo Technology400447
计时器Thermo Fisher Scientific02-261-840
超纯水系统SartoriusH2O-MM-UV-SET-US
Vannas 弹簧剪Fine Science Tools15000-00
容量瓶Thermo Fisher Scientific13-756-400
涡旋混合器Thermo Fisher Scientific10-320-807
水浴锅Thermo Fisher Scientific07-202-155
称量皿Thermo Fisher Scientific02-202-101

参考文献

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