早产羔羊肺动脉高压评估中的心导管检查

摘要

本文介绍了一种在早产羔羊支气管肺发育不良相关肺动脉高压模型中，通过心导管术评估肺动脉高压的实验方案。该方法可直接测量平均肺动脉压和肺毛细血管楔压，并计算肺血管阻力。

摘要

支气管肺发育不良合并肺动脉高压（BPD-PH）是早产所致的一种毁灭性并发症，与发病率和死亡率升高密切相关。早产会破坏正常的肺和血管发育，而出生后的机械通气和氧疗等暴露因素可进一步损害肺及肺血管的生长，从而促进BPD-PH的发生。在模拟BPD进展过程的早产羔羊模型中，羔羊于早产后接受机械通气，持续长达21天，该模型结合了肺发育中断以及机械通气和氧化应激所致的损伤，重现了进展性BPD-PH的关键特征。

心脏导管检查方案的目的是直接评估早产和足月新生羔羊的肺部血流动力学。在整个研究过程中，羔羊均接受气管插管、机械通气和镇静处理。在进行心脏导管检查时，将Swan-Ganz导管经由颈外静脉插入，依次推进至 superior vena cava（上腔静脉）、右心房、右心室和主肺动脉。通过记录导管经过右侧心脏各腔室时所获得的特征性压力波形，确认导管位置。利用压力换能器测量平均肺动脉压和肺毛细血管楔压，并通过热稀释法测定心输出量，从而计算肺血管阻力。

该方案可提供与人类新生儿临床心导管检查所获结果相一致的肺血流动力学可重复测量数据。通过实现对肺血管压力和阻力的直接评估，该方法增强了早产羔羊模型在BPD-PH潜在治疗策略机制研究中的转化应用价值。

引言

支气管肺发育不良（BPD）发生在多达45%的妊娠不足28周出生的早产儿中，在美国发病率呈上升趋势，并可能并发肺动脉高压（PH，BPD-PH）^1,2,3。这种慢性心肺疾病过程始于早产中断了正常的肺部成熟过程，并因出生后机械通气和氧化应激所致的损伤而加重。持续的肺损伤导致肺血管重构，并引发PH的发生^4,5。

儿童肺动脉高压定义为儿童的平均肺动脉压（mPAP）≥20 mmHg >3月龄。如果肺血管阻力（PVR）指数也 >3 Wood 单位 (WU) × m² 和肺毛细血管楔压（PCWP） < 15 mmHg，则定义为存在前毛细血管性 PH，推测继发于支气管肺发育不良相关肺血管疾病（BPD-PH）⁶. 肺血管阻力通过心导管术期间获得的血流动力学测量值，利用以下公式计算得出

BPD-PH 的发生率随 BPD 严重程度增加而升高，在重度 BPD 婴儿中发生率为 25–41%^7,8。BPD-PH 与显著增高的发病率和死亡率相关。荟萃分析报告指出，与无 PH 的 BPD 相比，BPD-PH 的死亡风险比为 4.4–6.4，伴有重度且持续性 PH 的新生儿在两年内的死亡率高达 40–47%⁹。BPD-PH 还导致住院时间延长、家庭氧疗需求增加、气管切开风险升高以及神经发育障碍发生率更高^7,10,11。

鉴于支气管肺发育不良相关肺动脉高压（BPD-PH）具有较高的发病率和死亡率，准确评估肺动脉高压对于风险分层、病情监测和治疗管理至关重要，同时也有助于优化临床试验受试者的筛选，以改善患者预后。尽管超声心动图常用于肺动脉高压的初步筛查，但右心导管检查是诊断各年龄组（包括新生儿）肺动脉高压的金标准，因为它能够直接测量平均肺动脉压（mPAP）、肺毛细血管楔压（PCWP）和心输出量（CO¹²）。心脏导管检查可准确、精确地测定肺血管阻力（PVR），因此在临床与转化研究中不可或缺，尤其是在用于测试肺动脉高压潜在治疗药物的大动物模型研究中^12,13。

早产羔羊模型是一种独特的大型动物模型，可用于研究支气管肺发育不良相关肺动脉高压（BPD-PH）的进展过程，增进对疾病机制的理解，并测试新型治疗方法¹⁴。通过剖宫产术分娩的早产羔羊处于肺发育的终末细支气管期至早期囊泡期（相当于人类妊娠约24至28周），术前接受产前糖皮质激素处理。羔羊出生后进行气管插管和复苏，操作技术参照新生儿复苏指南标准化执行。在新生儿重症监护病房中，作为标准治疗措施，羔羊接受外源性肺表面活性物质、咖啡因以及早期肠内营养（此外还给予静脉注射葡萄糖）¹⁵。既往利用该模型的研究表明，在采用与早产儿相似的生理目标进行为期21天的机械通气后，肺血管压力测定结果及死后肺组织病理学检查显示肺血管阻力（PVR）升高、肺泡结构简化以及其他符合BPD-PH进展特征的组织学改变^15,16。然而，早期的研究方法需通过开胸手术将热敏电阻导丝和导管直接插入肺动脉干，而手术本身可能促进了BPD-PH的发生发展。

本文介绍了一种通过颈外静脉进行右心导管检查的微创方案，用于直接测量早产和足月新生羔羊的肺血流动力学参数，并计算肺血管阻力（PVR）。该技术可重复地测量肺血管压力和心输出量（CO），其结果与临床新生儿心脏导管检查所获得的数据相一致。该方案提高了早产羔羊模型在支气管肺发育不良相关肺动脉高压（BPD-PH）机制研究和临床前治疗试验中的转化应用价值。

方案

所有实验程序均事先获得批准，并严格遵守犹他大学机构动物护理和使用委员会规定的动物操作与培训标准进行。

1. 体位设置

1. 将羔羊俯卧位固定于吊带中，并确保先前放置的血管通路通畅（脐部或颈静脉中心静脉导管）。
2. 以0.2至1.0 mcg/kg/h的速率持续输注右美托咪定以实现镇静，并根据所需镇静深度调整输注速率。
3. 根据需要，通过静脉推注戊巴比妥（1 mg/kg/次）和布托啡诺（5 µg/kg/次）提供起效更快的额外镇静和镇痛。
4. 剃除右侧或左侧颈部外颈静脉走行区域的毛发，在穿刺部位皮下注射0.5 mL 1%利多卡因。使用碘伏和酒精交替擦拭三次进行局部消毒。
5. 穿戴无菌手套及适当的个人防护装备。使用后的所有针头及其他锐器应立即丢弃至经批准的锐器容器中。
6. 用2%肝素化生理盐水预充Swan-Ganz导管，并将远端端口连接至压力传感器，以便在LabChart中进行连续压力记录。
7. 对压力传感器进行调零。
8. 在整个操作过程中持续监测血氧饱和度（SpO2）、动脉血压和心率。若出现以下情况应暂停操作以待生命体征稳定，或终止操作：SpO2 <90%持续2分钟、心率 <60次/分钟、呼吸频率 >100次/分钟，尽管已调整呼吸机参数和吸入氧浓度，或动脉血压较操作前基线值下降 >15%。

2. 导管插入与推进

1. 使用11号刀片在颈外静脉上方做1 cm切口，并暴露该血管。
2. 分离颈外静脉，然后将一根3.0丝线从静脉下方穿过，用于隔离静脉。在插入导管时，若发生出血，可利用此缝线控制近端血流。
3. 将18 G、2.5英寸的针头插入血管。
4. 采用Seldinger技术，通过针头将导丝送入血管。
5. 沿导丝将6 Fr导引鞘（内含肝素化生理盐水）推进血管。
6. 在保持导引鞘位置不变的情况下，撤出导丝。
7. 使用先前放置的丝线缝合固定导引鞘，使其在血管内的深度保持在约3.0 cm至3.5 cm。
8. 通过抽吸确认导引鞘内有回血，随后用肝素化生理盐水冲洗导引鞘。
9. 将预先准备好的Swan-Ganz导管经导引鞘送入，并在监测转换后的压力波形的同时缓慢推进。
   注意：在插入导管前，应反复检查并确认压力传感器的调平与归零。传感器调平的微小误差可能影响肺动脉压、肺毛细血管楔压（PCWP）、平均肺动脉压（mPAP）和肺血管阻力（PVR）。即使1–2 cm的调平误差也可能显著改变测量结果。

3. 压力和心输出量（CO）的测量

1. 推进 Swan-Ganz 导管，直至典型的静脉压波形被典型的右心房压波形所取代（图 1）。注意右心房压通常不会降至零（尽管在严重低血容量情况下可能发生）。记录换能后的压力值。
2. 继续推进 Swan-Ganz 导管，直至出现典型的右心室（心室）压力波形（图 1）。观察到右心室压力可降至零。记录换能后的压力值。
   注意：导管尖端随血流移动可能导致导管摆动伪影，从而产生虚假的收缩期高峰。
3. 缓慢推进 Swan-Ganz 导管，直至获得肺动脉压力波形。注意肺动脉（动脉）压力不会降至零。记录换能后的压力值。
   注意：若导管难以进入肺动脉，可短暂充盈球囊以促使导管尖端朝向肺动脉瓣移动。另一种排除故障的方法是重新调整动物体位。导管管道扭曲可能导致波形阻尼过度，从而产生虚假的低压力读数。
4. 进一步推进导管，并充盈其球囊，使其楔入血管壁，以测量肺毛细血管楔压（PCWP）。一旦确认波形，球囊充气时间应限制在最长 10 秒内。
   注意：充盈球囊时应有阻力感。若无阻力感，应考虑球囊可能已破裂，切勿再注入空气。
5. 通过热稀释法测量心输出量，参照心输出量测定仪的使用说明（具体操作步骤可能因仪器型号略有不同）。
   1. 将心输出量测定仪连接至 Swan-Ganz 导管的端口。
   2. 将热敏电阻导线置于冰水容器中。
   3. 根据导管型号和注入液温度，输入相应的计算常数以计算心输出量。
   4. 用八支 5 mL 注射器抽取 0.9% 生理盐水，并将其置于冰水中冷却。
   5. 通过导管注入 3–5 mL 冷注入液（温度 0–5°C，具体体积取决于所用 Swan-Ganz 导管型号）。
   6. 从仪器上记录心输出量数值。
   7. 根据心输出量测定仪的提示，重复冷注入 5–6 次。
6. 放空气囊并撤出 Swan-Ganz 导管。若心脏导管检查并非在研究最后一天进行，则应移除导入鞘，并使用 3.0 丝线结扎颈外静脉。密切监测动物是否出现并发症。

结果

右心房、右心室、肺动脉和肺毛细血管楔压部位的预期压力波形如图1所示。当导管进入中心静脉时，压力波形应显示为低压力的波动性曲线（未图示），可能存在呼吸相关变异，不应出现陡峭的上升支（此为动脉波形特征）。进入右心房后，波形变得规律且有节律，每个心动周期出现两个小的波峰（心房收缩产生的“a”波和心房充盈时的“v”波）。进入右心室后，收缩压出现突然升高，波形表现为高大、陡峭上升支、狭窄的收缩期尖峰，并在舒张期迅速下降至接近零，不应出现重搏切迹。在肺动脉内，波形特征为收缩压与右心室相近，舒张压较右心室升高，并出现特征性的重搏切迹，标志肺动脉瓣关闭。当球囊充气后导管位于正确的肺毛细血管楔入位置时，动脉样波形消失，压力下降为低振幅的动脉型波形。平均压力反映左心房压力，“a”波和“v”波重新出现，形成平滑、小幅的波形，类似于右心房波形。

12只商业培育的杂交品种新生羔羊（雄性占50%）的代表性心导管检查结果见表1。羔羊包括早产（妊娠110–129天）和足月（妊娠145–150天）个体。心导管检查在出生后第...

讨论

心脏导管术可直接测量早产羔羊模型中逐渐发展的支气管肺发育不良相关肺动脉高压（BPD-PH）的平均肺动脉压（mPAP），并计算心输出量（CO）。该操作技术要求较高，且需要专用设备，但其测量结果准确且可重复，因此在人类临床诊断中被视为首选方法，并被认为是更优的临床试验终点指标。在早产羔羊模型中进行心脏导管术时，操作的关键步骤包括：成功将导管推进至右心、在压力测量过程中准确判断导管位置、仔细校准换能器归零，以及正确放置并充盈球囊以测量肺毛细血管楔压（PCWP）。

由于个体解剖结构的差异，将导管从穿刺点（外颈静脉）推进至右心的过程可能具有挑战性。导管有时会优先进入奇静脉、内乳静脉或对侧头臂静脉。通过外颈静脉而非颈内静脉（在绵羊中颈内静脉非常细小）插入导管，可避免导管进入同侧锁骨下静脉的可能性。导管位置异常的提示包括导管无法推进、压力波形异常以及压力读数升高。当导管未沿预期解剖路径行进时，必须将其回撤并重新推进。若困难持续存在，其他故障排除方法包括调整导管方向和重新安置羔羊体位。尽管采取了这些 troubleshooting 措施，有时导管仍无法沿理想路径前进，此时必须终止操作。

<...

材料

本文使用的材料清单

姓名	公司	目录编号	评论
0.45% 氯化钠注射液 USP	Baxter	2B1313
带旋转公鲁尔锁的三通旋塞阀	Medex	MX5311L
48 英寸（121.9 厘米）延长管套装	Medex	MX048
5 mL 注射器	Terumo	SS-05L
桥式放大器	ADInstruments	FE221/CS
带 CONTROL-A-FLOW 调节器的 CONTINU-FLO 输液套装	Baxter	2C6895
DB9M - DB9F 电缆（400 mm）	ADInstruments	MLAC02
DIN(8) 转 MLT0699 或 MLT0670 电缆（3.9 m）	ADInstruments	MLAC06
一次性血压换能器（旋塞阀）	ADInstruments	MLT0670
注射液温度探头	Edwards Lifesciences	9850A
适用于 Windows 的 LabChart 8.1.30	ADInstruments		专业版升级
患者 CCO 电缆	Edwards Lifesciences	70CC2
带一体化止血阀/侧端口的经皮鞘管导入套件，适用于 4 - 6 Fr 导管	Arrow	AK-09601
Power Lab C	ADInstruments	PLC01
Swan-Ganz 标准尺寸热稀释导管	Edwards Lifesciences	132F5	6 Fr，10 cm，球囊容积 0.7 mL
Vigilance II 监护仪	Edwards Lifesciences	VIG2