方法文章

建立用于儿童哮喘大鼠模型的脊柱捏压操作标准化方案

0 次观看

⸱

DOI：

10.3791/70623

⸱

2026年10月1日

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1College of Acupuncture and Massage, Nanjing University of Chinese Medicine

本文内容

摘要

本文介绍了一种在幼年大鼠哮喘模型中进行脊柱捏压干预（SP）的标准化操作方案。该方案可减轻卵清蛋白（OVA）诱导的哮喘模型中的气道炎症、高反应性及气道重塑。本研究可能为机制探索和临床转化奠定基础。

摘要

哮喘是儿童中最常见的慢性炎症性气道疾病，其特征为慢性气道炎症、气道高反应性（AHR）和气道重塑。在中医（TCM）中，捏脊疗法（SP）是一种广泛用于治疗哮喘及其他儿童疾病的儿科推拿技术。尽管该疗法已有超过1000年的临床应用历史，但在我国以外地区仍鲜为人知。此外，捏脊疗法的作用机制尚未得到充分阐明。本文介绍了一种可行且标准化的捏脊疗法操作方案，可复现临床实践中的关键操作步骤。在幼年大鼠哮喘模型中应用该方案后，气道炎症、气道高反应性及气道重塑均得到改善。为提高可重复性，本研究对关键操作参数进行了标准化，包括手指压力、操作频率、重复次数和干预持续时间。本研究建立的标准化方案可为今后实验性儿科哮喘研究中捏脊疗法的标准化及其作用机制探索提供参考。

引言

儿童哮喘的特征是慢性气道炎症、气道高反应性（AHR）和气道重塑1,2。该病常始于幼儿期，是学龄儿童中最常见的慢性疾病。目前常规治疗方法包括吸入性糖皮质激素、β₂-受体激动剂、白三烯受体拮抗剂和生物制剂治疗3,4。然而，全球范围内仅有44.1%的哮喘患儿和55.4%的哮喘青少年能够实现良好的疾病控制5。此外，长期反复使用全身性或吸入性糖皮质激素可能导致哮喘控制不佳的儿童出现生长迟缓6。

推拿作为一种传统的外治疗法（在中国也称为推拿），具有成本效益高、耐受性好、对儿童普遍安全的特点。长期以来，推拿在中国及西方国家均被用于小儿哮喘的预防与治疗7。系统评价与荟萃分析报告指出，推拿疗法在小儿哮喘管理中具有良好的疗效7,8。捏脊手法（SP）是中医儿科推拿中一种经典且广泛应用的技术。根据中医理论，刺激背部的督脉（GV）与膀胱经（BL）可调节脏腑功能，从而维持机体系统内环境稳定，并预防或治疗疾病9,10,11。既往研究表明，捏脊不仅可改善儿童的特应性症状与体征，还能减轻幼年哮喘大鼠模型中的慢性气道炎症12,13,14。除临床应用外，捏脊也常作为家庭保健干预措施被广泛实践11,15。尽管捏脊已有逾千年的临床应用历史，但其在海外仍相对鲜为人知，且其潜在作用机制尚未得到充分研究。因此，建立标准化的动物模型对于阐明捏脊的作用机制，推动其更广泛的科学评估与应用至关重要。

多项研究已为动物实验建立了标准化的按摩方案。先前一项研究开发了一种标准化的背部或腹部抚触方案，速度约为 20 cm/s，压力为 100 mm H₂O，可抑制心血管兴奋反应16。最近的研究显示，使用机械刺激器沿督脉（GV）进行重复性单向脊柱触觉刺激，可促进自闭症青少年小鼠模型内侧前额叶皮层的突触重塑。在该方案中，以约 30–50 g 的中等压力、约 15.3 cm/s 的速度施加刺激，未引起不适或损伤。刺激以单向方式从尾部区域向颈背（枕部区域）进行，每日两次，每次 10 分钟，持续 21 天17。然而，手动操作与机械刺激在本质上存在差异，目前尚无任何机械装置能够复制小儿推拿（SP）的特征性动作。此外，尽管已有若干研究探讨了小儿推拿在哮喘及其他儿科疾病大鼠模型中的作用机制18，但在动物实验中，尚未建立明确定义小儿推拿所需刺激力度与速度的标准化方案。因此，建立标准化的小儿推拿方案对于提高实验可重复性并推动机制研究至关重要。

过敏性哮喘是儿童哮喘最常见的表型19。因此，卵清蛋白（OVA）致敏与激发是建立儿童哮喘实验模型最常用的方法20。大鼠特别适用于基于按摩干预的研究，因其体型较大，便于进行手法操作。此外，大鼠模型能够可靠地再现过敏性哮喘的关键病理特征，包括Th2偏移性炎症、气道高反应性（AHR）以及气道重塑21。

既往研究表明，SP可减轻经OVA致敏和激发后幼年大鼠的气道炎症11,14。因此，本研究旨在建立一种用于儿童哮喘幼年大鼠模型的标准化SP方案，以促进未来对SP作用机制的深入研究。该标准化方案为儿童哮喘动物模型中SP的机制研究及未来的转化研究提供了可重复的实验框架。

方案

本研究经南京中医药大学动物护理与使用委员会批准（编号：202306A032）。所有操作均遵循美国国立卫生研究院《实验动物护理与使用指南》和ARRIVE 2.0指南。

选用30只3周龄雄性清洁级（SPF）Sprague-Dawley（SD）大鼠，体重为45–55 g。大鼠饲养于SPF屏障环境中，每笼3只，光照/黑暗周期为12小时，温度为22 ± 2 °C，相对湿度为30%–40%，可自由摄取标准饲料和饮水。根据既往使用幼年大鼠哮喘模型的研究11,14，本研究确定样本量以遵循3R原则中的“减少”原则，尽量减少动物使用数量。经过7天的适应性饲养后，记录每只大鼠的基线体重，并为其分配唯一的编号。根据基线体重进行分层后，采用随机数字表在每一层内将大鼠按1:1:1:1:1的比例随机分配至五组（每组n = 6）：对照组（CN）、哮喘组（AS）、哮喘+SP组（AS+SP）、哮喘+甲泼尼龙组（AS+MP）以及哮喘+SP+甲泼尼龙组（AS+SP+MP）。随机序列的生成及分组由未参与后续干预或结局评估的研究人员完成。

纳入标准为3周龄健康雄性SPF级SD大鼠，基线体重为45–55 g，呼吸模式正常，且身体活动规律。若大鼠出现疾病征象或体重偏离正常范围，则予以排除。 >在适应期间，若个体数值偏离队列均值达20%或在干预阶段结束前死亡，则予以剔除。整个操作过程中均穿戴适当个人防护装备，包括实验服、一次性口罩和手套。动物尸体及组织置于双层生物危害袋中，并于−20 °C 处理前。受污染的垫料作为生物危害性固体废物处置，锐器丢弃于经批准的防刺穿锐器容器中。为终末组织采集，腹腔注射20%乌拉坦（5 mL/kg），通过足底回缩反射和角膜反射消失确认深度麻醉状态。

1. 建立幼年大鼠哮喘模型

注意：以下步骤用于建立幼年大鼠哮喘模型12。

  1. 每次注射前立即配制OVA/Al(OH)₃悬浮液。将2 mg V型卵清蛋白直接溶解于1 mL 4% Al(OH)₃凝胶中，涡旋振荡直至形成均匀的悬浮液。
    注意：注射前需确保悬浮液均匀。若出现沉淀，可短暂涡旋重新混悬。将悬浮液置于冰上保存，并在配制后2小时内使用。
  2. 在实验第1、8和15天，每只大鼠腹腔注射1 mL OVA/Al(OH)₃悬浮液。对照组（CN组）大鼠按相同时间表注射1 mL无菌生理盐水（0.9% NaCl）。
  3. 从实验第21天至第42天，使用超声雾化器给予大鼠2% II型卵清蛋白溶液进行激发。在致敏完成后，最后两次连续激发使用3% OVA以诱导病情加重。
  4. 在为期3周的时间内，每隔一天进行一次持续30分钟的雾化处理。将每只大鼠单独置于一个密封的暴露舱内，暴露舱连接超声雾化器（超声频率：1.7 MHz ± 10%；雾化速率：≥3 mL/min；颗粒直径：<5 µm）。
    注意：通过观察喷嚏、呼吸时点头、张口呼吸、腹肌收缩及喘鸣音等表现，确认哮喘模型是否成功建立。

2. 手指 TPS 系统软件的操作与应用

  1. 将传感器插头垂直插入电路板接口。使用长约 40 cm 的 USB-C 线缆将电路板连接至计算机，以确保足够的操作灵活性。
  2. 对手部和手指保护套进行消毒。将操作者右手拇指和食指插入装有传感器的手指套中。将柔性传感器置于手指指腹中心位置，并确保其与皮肤紧密贴合，无褶皱。
  3. 执行系统校准和测力质量控制
    1. 每次操作者培训前检查传感器及连接线缆，确认设备已正确连接。
    2. 选择“N”作为测量单位，并将测量范围设置为 −3.5 至 32 N。
    3. 确保传感器未受到任何外部作用力。执行“去皮”功能以将系统归零。
    4. 记录 30 秒无负载基线。仅当基线波动保持在 0.02 N 以下时，方可开始测力。
    5. 每当调整传感器位置或手指套松紧度，或观察到基线漂移时，均需重复归零操作。
    6. 使用 Finger TPS 系统在操作者培训期间监测施加的力。在回拉操作期间保持 5 ± 0.6 N 的力，在刺激点（SP）操作期间保持 12 ± 2 N 的力，同时维持规定的速度和频率。
    7. 仅当基线稳定、无信号中断或饱和现象，且施加的力保持在规定目标范围内时，方可接受该力曲线。
  4. 在监测动态力曲线的同时执行回拉操作和 SP 操作。根据需要调整手指套的松紧度，直至获得稳定的力曲线。
  5. 在实时监测力曲线的同时练习操作。回拉操作期间维持目标力为 5 ± 0.6 N，速度约为 5 cm/s；SP 操作期间维持目标力为 12 ± 2 N，频率为 6–8 次/分钟。仅当连续五次练习试验均符合操作技术、手指施力和 SP 频率的标准时，方可认定操作者具备资质。
    注：仅当操作者持续达到目标力和运动参数时，方可视为合格。在正式执行 SP 操作前应取下手指保护套，以避免对大鼠造成额外的触觉刺激。然而，在将本方案作为 SP 研究参考时，不应考虑本研究中的任何操作者间重复性测试结果。

3. 脊柱捏压操作的详细步骤

  1. 将大鼠轻轻置于一手掌中，保持俯卧位。用拇指和食指轻轻环住前肢腋窝区域以支撑前肢，使前肢自然下垂。确保大鼠保持安静，呼吸平稳。若出现发声、挣扎或排便现象，应立即释放大鼠，让其适应2–3分钟后再重新固定（图1）。
  2. 用右手的食指、中指和无名指沿督脉（GV）从肩部区域至尾根部方向在背部轻抚两次。在进行脊柱推拿（SP）前施加约5 N的力以使大鼠镇静。
  3. 用右手拇指置于尾根背面，食指和中指置于腹面，捏住尾根部皮肤。轻轻提起皮肤，然后沿脊柱向大椎穴（GV14）方向扭转并向前推进手指。操作过程中应避免引起明显不适。保持手指压力约为12 N，操作频率为6–8次/分钟。实验第1天至第21天进行15次重复操作，第22天至第44天进行25次重复操作。
  4. 重复步骤3.2中所述的背部抚摩程序，以结束治疗过程并使大鼠镇静。
    注：根据中医理论，脊柱推拿（SP）沿脊柱进行，以刺激督脉（GV）和膀胱经（BL）经络（图2）。督脉沿背部中线从尾根延伸至大椎穴（GV14），而膀胱经位于中线两侧约3–6 mm处，具体距离取决于个体体型22。大椎穴（GV14）位于第七颈椎与第一胸椎之间的中点。随着大鼠年龄增长，应增加脊柱推拿（SP）的操作次数，以模拟临床治疗方案。在背部抚摩过程中，应确保大鼠保持放松状态，呼吸平稳，无防御行为；在进行脊柱推拿时，可观察到轻微的背部弓起和胡须伸展，但不应出现因应激导致的排尿、排便、剧烈挣扎、发声或逃跑企图。

4. 干预方案

  1. 将对照组（CN组）大鼠不给予任何疾病特异性干预措施。对大鼠进行与AS+SP组相同时间的温和抓握操作，以控制抓握本身可能带来的影响。按照甲泼尼龙注射相同的时间表，给予腹腔注射生理盐水（1 mL/kg）。
  2. 对哮喘模型组（AS组）大鼠实施OVA致敏与激发。采用与CN组相同的抓握操作和生理盐水注射对照措施。
  3. 对AS+SP组大鼠实施OVA致敏与激发。在模型建立前每日实施一次SP干预方案。
  4. 对AS+MP组大鼠实施OVA致敏与激发。在每次OVA激发前30分钟，通过腹腔注射给予甲泼尼龙（10 mg/kg；用生理盐水配制成2 mg/mL）。
  5. 对AS+SP+MP组大鼠实施与AS+MP组相同的操作。在每次甲泼尼龙注射前每日实施一次SP干预方案。
    注意：除AS+SP组和AS+SP+MP组外，其余各组均需接受相同的抓握操作，以控制非特异性抓握效应。所有注射均使用无菌一次性注射器，针头应丢弃于防刺穿的锐器盒中。腹腔注射时，针头应插入腹中线侧方，以尽量降低内脏损伤风险。为控制非SP组的触觉刺激，在每天与SP组相同干预时段内对大鼠背部沿相同方向轻抚4次，操作方式与SP组一致。

结果

体重是评估幼年大鼠生长状况的重要指标。在实验处理前，五组之间的体重未观察到显著差异。哮喘模型建立后，AS组的体重显著低于CN组（P = 0.000；图3A）。与AS组相比，AS+SP组的体重显著增加（P = 0.008；图3A），而AS+MP组则无显著差异（P = 0.975；图3A）。同样，AS+SP+MP组与AS组相比，体重亦无显著增加（P = 0.925；图3A）。结果表明，在幼年大鼠哮喘模型中，SP可促进体重增长，而甲泼尼龙（MP）治疗未表现出相同效果。

OVA激发后，对照组（CN组）大鼠未出现呼吸困难迹象，包括气促、打喷嚏、点头、张口呼吸、腹肌收缩或喘鸣。相比之下，哮喘模型组（AS组）大鼠表现出典型的儿童哮喘症状，包括气促、打喷嚏、点头和张口呼吸。经SP、MP单用或联合治疗后，这些临床症状明显缓解。

为了评估SP对患有实验性哮喘的幼年大鼠的抗炎作用，按照先前描述的方法12，使用20%乌拉坦（5 mL/kg，腹腔注射）进行深度麻醉后采集肺组织。采用苏木精-伊红（HE）染色及促炎基因表达分析来评估慢性气道炎症，而采用马松染色评估气道重塑。通过整体身体体积描记法（WBP）测定增强呼气暂停（Penh）来评估气道高反应性（AHR）。

按照常规的苏木精-伊红（HE）和马松染色步骤23，对肺组织切片进行染色，并采用改良的0–4评分系统对支气管周围炎症程度进行评分24。哮喘模型组的炎症评分显著高于对照组（P = 0.000）。与AS组相比，AS+SP、AS+MP和AS+SP+MP组的炎症评分均显著降低（P = 0.005、P = 0.006 和 P = 0.000，分别）；三种治疗组之间的差异无统计学意义（图4A，表1）。

通过Masson染色定量支气管周围胶原沉积来评估气道重塑。胶原沉积以胶原阳性面积与基底膜周长的比值表示（µm2/µm）。AS组的胶原沉积显著高于CN组（P = 0.000）。与CN组相比，AS+SP组和AS+MP组的胶原沉积中度升高（P = 0.050 和 P = 0.051，分别），但显著低于AS组（两种比较的 P 值均为 0.001）。AS+SP+MP组与CN组之间无显著差异（P = 0.105），但与AS组相比，胶原沉积显著减少（P = 0.001）。三个干预组之间未观察到显著差异（图4B，表1）。

使用 Finger TPS 系统获得的代表性力曲线如图5所示。在操作者培训过程中，反向划动时记录的力曲线稳定在约 5 N（图5A），而在 SP 操作期间记录的力曲线则显示出与捏取操作相对应的重复性力峰值，且施加的力保持在预设的目标范围内（图5B）。这些力曲线特征表明了操作者培训期间所采用的标准化力特性。

整个实验时间线总结见图6。在为期7天的适应期后，按照指定时间表进行OVA致敏，随后进行多次OVA激发。在指定的干预期间，SP被给予AS+SP组和AS+SP+MP组，而甲泼尼龙则在相应治疗组的OVA激发前给予。末次激发后进行全身体积描记（WBP）评估和组织采集（图6）。

全身体积描记法被广泛用于评估清醒且无束缚啮齿类动物的气道阻力指数（Penh），该方法不会造成显著损伤或痛苦25。尽管Penh是一种受呼吸时相和环境因素影响的间接指标，但气道阻力的直接测量需要麻醉和气管切开术，这可能会改变气道生理状态26。然而，已有研究报道Penh与肺阻力的侵入性测量值具有相关性27。在末次OVA激发后24小时，将大鼠置于无束缚的检测舱内，依次暴露于雾化的PBS和乙酰胆碱（Ach），Ach浓度分别为3.125、6.25、12.5、25和50 mg/mL。每次雾化刺激持续2分钟，随后进行5分钟的记录期28。AS组的Penh值显著高于CN组，而SP、MP单用或联合应用均显著降低了Penh值（P = 0.005；图3B）。该结果表明SP可改善哮喘大鼠的呼吸功能，但此结论仍需结合直接气道阻力（Raw）测量结果进一步验证。

白细胞介素-4（IL-4）启动由Th2介导的嗜酸性粒细胞炎症，而肿瘤坏死因子-α（TNF-α）则参与气道高反应性（AHR）和气道重塑，两者在儿童哮喘的发病机制中发挥核心作用29。为进一步评估气道炎症，采用定量反转录聚合酶链反应（qRT-PCR）检测肺组织中IL-4和TNF-α的表达水平。与对照组（CN组）相比，哮喘组（AS组）中IL-4和TNF-α的表达显著升高（P = 0.000 和 P = 0.000， respectively；图3C、D）。经SP或MP治疗后，两种细胞因子的表达均显著降低，而SP联合MP治疗的抑制效果最为显著（P = 0.001 和 P = 0.000， respectively；图3C、D）。

figure-results-1
图1：大鼠脊柱捏压操作（SP）的详细步骤。 （A）将大鼠俯卧于操作者手掌中。（B）捏住尾根部的皮肤。（C）提起被捏住的皮肤。（D）沿脊柱向头侧方向扭转并推进手指，直至大椎穴（GV14）。请点击此处查看该图的放大版本。

figure-results-2
图2：大鼠督脉（GV）、膀胱经（BL）及大椎穴（GV14）的示意图。 该图展示了督脉（GV）、膀胱经（BL）以及大椎穴（GV14）的解剖位置，这些部位是捏脊操作的靶向作用位点。请点击此处查看该图的放大版本。

figure-results-3
图3脊柱捏压操作对幼年大鼠体重、气道高反应性及肺部炎症因子的影响 (A) 实验组间体重的比较。 (B增强暂停（Penh）值的比较。C) 肺组织中白细胞介素-4（IL-4）的相对基因表达。D肿瘤坏死因子相对基因表达水平α （TNF-α) 在肺组织中的表达水平。数据以均值表示 ± SD*P < 0.05 和 **P < 0.01 与CN组相比； #P < 0.05 和 ##P < 0.01 与 AS 组相比。 请点击此处以查看此图的放大版本。

figure-results-4
图 4：肺组织代表性组织病理学改变。（A）苏木精-伊红（HE）染色显示支气管周围炎症。（B）Masson 三色染色显示胶原沉积和气道重塑。图像以 200× 放大倍数获取。比例尺 = 100 µm。请点击此处查看该图的高清版本。

figure-results-5
图5：使用Finger TPS系统进行刺捏脊柱操作期间记录的代表性力曲线。 （A）后向刮擦操作期间记录的力曲线。（B）脊柱刺捏操作（SP）期间记录的力曲线。请点击此处查看该图的放大版本。

figure-results-6
图6：实验时间线。 请点击此处查看此图的放大版本。

组别HE炎症评分胶原面积/基底膜周长 (μm²/μm)
CN1.10 ± 0.252.50 ± 0.43
AS2.32 ± 0.50**4.23 ± 0.53**
AS+SP1.66 ± 0.27##3.12 ± 0.56*##
AS+MP1.67 ± 0.31##3.12 ± 0.50*##
AS+SP+MP1.34 ± 0.27##3.01 ± 0.33##

表1：肺组织病理学评分 采用苏木精-伊红染色评估支气管周围炎症，气道重塑通过胶原蛋白阳性区域面积与基底膜周长的比值进行定量分析µm2/µm）。数据以均值表示 ± SD（n = 每组5个。*P < 0.05 和 **P < 0.01 与 CN 组相比； #P < 0.05 和 ##P < 0.01 与 AS 组相比。

讨论

卵清蛋白（OVA）致敏与激发是研究儿童哮喘最常用的实验模型之一30,31。本研究表明，标准化的捏脊操作（SP）方案可减轻慢性气道炎症、气道高反应性（AHR）以及气道重塑。既往临床研究显示，包括捏脊在内的传统小儿推拿可改善儿童哮喘及其他过敏性疾病11,13,32。此外，既往动物研究也表明，SP通过调节肠道菌群，减轻了幼年哮喘大鼠模型的气道炎症12,15。本研究进一步证实，在幼年哮喘大鼠模型中应用标准化的SP方案，可改善慢性气道炎症、AHR及气道重塑。此外，SP还能增强甲泼尼龙（MP）的治疗效果，同时减轻其对生长的抑制作用。

捏脊疗法在中国已有1000多年的应用历史，至今仍是预防和治疗哮喘及其他儿童疾病的最常用小儿推拿技术之一12,15,33,34,35。尽管其临床应用历史悠久，但在中国以外地区，捏脊疗法仍相对鲜为人知。根据中医理论，督脉和膀胱经沿脊柱或其邻近区域走行，并与内脏器官相联系。因此，刺激督脉和膀胱经被认为可调节内脏功能、调节免疫活动并增强抗病能力。捏脊操作包括沿脊柱方向捏、提、捻、推皮肤，从而同时刺激督脉和膀胱经。该手法对皮肤及皮下筋膜施加了适度的压应力和张应力，产生中等程度的机械刺激。在临床实践中，通常在捏脊操作前后常规进行轻柔的抚背操作，以减轻刺激强度并提高患者的舒适度。抚背操作是指沿背部轻柔地向下抚摩，广泛应用于小儿推拿中。因此，基于临床相关性、可行性、简便性和可重复性的原则，本标准化操作规程同时纳入了捏脊和抚背操作。

既往研究表明，SP 通过免疫调节机制减轻肺部和海马体的炎症反应12,36。儿童哮喘的特征是 Th2 偏向性炎症，与免疫失调密切相关37。既往实验研究报道，在 100–150 mmH₂O（7–11 mmHg）的压力和约 3 cm/s 的速度下进行手部或刷子抚触，可调节小鼠的免疫反应38。此外，一项临床研究指出，以约 1–10 cm/s 的速度进行抚触被认为更令人愉悦39。基于这些发现，标准化方案采用 5 ± 0.6 N 的背部抚触力和 5 cm/s 的速度，以达到适当的舒缓效果。抚触的压力、频率及 SP 重复次数均依据既往研究12,15及其他研究团队的相关研究40,41确定。尽管既往研究已对人工背部抚触（20 cm/s；约 100 mmH₂O）或机械性 GV 刺激（30–50 g；约 15.3 cm/s）进行了标准化，以实现对啮齿类动物的心血管抑制或促进突触重塑，但人工 SP 是一种依赖触觉和本体感觉反馈的独特生物力学干预方式，现有机械装置无法完全复制。这一差异凸显了在针对过敏性哮喘的触觉干预未来转化研究中，建立操作者标准化方案的重要性。

大量发表于中文期刊的研究表明，推脊（SP）可调节免疫功能并抑制炎症反应42,43,44。然而，据目前所知，除作者研究团队外，尚无其他研究在儿童哮喘动物模型中针对特定疾病对推脊的压力和速度进行标准化。以往研究探讨了推脊在幼年哮喘大鼠模型中的作用机制，包括调节肠道菌群、增加短链脂肪酸的产生、增强呼吸肌功能（如膈肌力量），以及减轻气道炎症和肺功能障碍11。本研究主要聚焦于建立标准化操作流程，而非全面阐明其潜在作用机制。本研究采用高精度触觉压力测量与记录系统，对背部推擦和推脊过程中施加的力度进行标准化，同时根据既往研究对操作的速度和频率进行统一。选择大鼠作为实验动物，因其体型适中，便于稳定抓握和手动实施推脊操作，并能较好地模拟临床操作过程。背部推擦操作使用单手手指完成，与儿科临床实践一致。由于大鼠体型较小，推脊操作采用单手三指进行，而非双手操作，但仍保留了临床技术的核心生物力学特征。该改良方法可在大鼠模型中有效模拟对督脉（GV）和膀胱经（BL）的刺激。由于不同触觉压力测量系统的参数可能存在差异，基于大鼠在背部推擦和推脊过程中的行为反应来标准化手法操作，可能比单纯依赖设备特异性的力值测量具有更高的可重复性。既往研究还表明，背部推擦在CUMS诱导的幼年大鼠中具有抗抑郁效应9，尽管推脊产生的治疗效果更为显著。因此，本研究中观察到的有益效应可能部分归因于背部推擦操作的贡献，而不仅仅是推脊本身的主效应。

应承认本研究存在若干局限性。首先，样本量相对较小，可能限制研究结果的稳健性和普适性。其次，本研究主要聚焦于建立并验证一种标准化的SP方案；因此，仅考察了有限的一组机制性结局指标，而未全面阐明其潜在的生物学机制。因此，未进行机制验证——包括支气管肺泡灌洗液（BALF）中炎性细胞计数、OVA特异性IgE水平、Th2型细胞因子谱分析（如IL-5、IL-13）以及细胞内信号通路分析。该结果表明SP可改善哮喘大鼠的呼吸功能，但此发现仍需结合直接的气道阻力（Raw）测量进行进一步验证。第三，所有操作均由一名经过培训的操作员完成，未评估不同操作员之间的可重复性。最后，研究未设置仅进行背部叩击的干预组，因而无法区分背部叩击与SP各自独立的作用。未来的研究应纳入更大的样本量，评估不同操作者间的可重复性，增加额外的对照组，并进一步探究SP治疗效应背后的分子机制。

披露

作者声明无任何利益冲突。在稿件撰写过程中，未使用任何人工智能工具来准备本稿件。作者对最终稿件的完整性和准确性负全部责任。

致谢

本工作由国家自然科学基金（项目负责人熊颖，编号81973970，依托南京中医药大学）资助。作者感谢江苏省儿童健康与中药学重点实验室儿科研究所及教育部针灸与医学研究重点实验室提供实验场所、仪器和设备。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
4%Al(OH)3 凝胶山西中惠创科生物科技有限公司，中国BS010N/A
Ach（乙酰胆碱）Sigma，美国A2251N/A
黏附性载玻片启尔测，江苏，中国REF.188105
P/N.80312-3161		N/A
生物危害废物袋南京新源塑料有限公司HJ421-2008N/A
生物组织烘片机科迪，浙江，中国KD-HIIN/A
生物组织包埋机科迪，浙江，中国KD-BMN/A
生物组织展片机科迪，浙江，中国KD-PIN/A
Buxco 研究系统DSI Buxco，威尔明顿，北卡罗来纳州，美国PFTN/A
可调式混匀仪（MX-S）大龙，北京，中国8031102000N/A
微孔板离心机Scilogex，美国SCI-CF2800M E050S11B000798N/A
洁净工作台 三发，上海，中国SF-CJ-1AN/A
普通离心机大龙，北京，中国D100BE: 9031001011N/A
一次性无菌手套上海科邦医用乳胶器材有限公司22010739https://www.sh-kebang.com/products_detail/6.html
电子天平精海，上海YP3001NN/A
电子天平精海，  上海，中国YP3001NN/A
手指TPS系统Pressure Profile System, Inc，美国适用软件版本：Chameleon 2018https://pressureprofile.com/body-pressure-mapping/finger-tps
 荧光光学显微镜奥林巴斯，东京，日本DP70N/A
高压蒸汽灭菌器Tomy，日本SX-500N/A
高速冷冻离心机Eppendorf5418RN/A
Masson 三色染色试剂盒索莱宝，上海，中国G1340N/A
移液器及无菌吸头eppendorfJ48931Lhttps://www.eppendorf.com/hk-en/Products/Liquid-Handling/All-Pipettes-Dispensers-Automated-Liquid-Handlers/Eppendorf-Reference2-p-PF-222171
切片机Leica，德国RM2145N/A
MP（琥珀酸钠甲泼尼龙）上药新亚，上海，中国H20070007N/A
NanoDrop Lite 分光光度计赛默飞世尔科技，美国nd-ndl-pr-2yrw-cccN/A
 雾化控制器Emka，法国VENT4:14554N/A
不透明密封信封南京孔都印刷有限公司201701N/A
OVA（II级）Sigma，美国A5253N/A
OVA（V级）Sigma，美国A5503N/A
PCR 试剂盒翊圣，上海，中国11201ES08N/A
防刺穿锐器盒南京新源塑料有限公司KMT-15YN/A
逆转录试剂盒百奥维，南京，中国R323N/A
小型离心机Hettich，德国MIKRO 220R D-78532N/A
无菌干棉球振德，浙江，中国202203121Bhttps://www.zhende.com/index.php?g=product&m=index&a=info&id=13
Trizol百奥维，南京，中国R771N/A
超低温冰箱赛默飞世尔科技，美国950GP-ULTSN/A
超声波雾化器江苏鱼跃医疗设备有限公司，中国402AIN/A
ViiATM7 实时荧光定量 PCR 系统Life TechnologiesTM ，新加坡278882021N/A
全身体积描记仪Scrieq，加拿大1185162,1184031,1185898FV-FXM1-01,FX1 呼气滤芯：FV-FXM1 ET,FX1 吸气滤芯：FV-FXM1-IA

参考文献

  1. Bateman ED, et al. Global strategy for asthma management and prevention: GINA executive summary. Eur Respir J. 2008;31(1):143-178.
  2. Lizano-Barrantes C, et al. Impact of treatment adherence and inhalation technique on asthma outcomes of pediatric patients: A longitudinal study. Front Pharmacol. 2024;15:1340255.
  3. Vähätalo I, et al. Long-term adherence to inhaled corticosteroids and asthma control in adult-onset asthma. ERJ Open Res. 2021;7(1).
  4. Yılmaz İ, et al. Biological therapy management from the initial selection of biologics to switching between biologics in severe asthma. Tuberk Toraks. 2023;71(1):75-93.
  5. García-Marcos L, et al. Asthma management and control in children, adolescents, and adults in 25 countries: A Global Asthma Network phase I cross-sectional study. Lancet Glob Health. 2023;11(2):e218-e228.
  6. Kelly HW, et al. Effect of inhaled glucocorticoids in childhood on adult height. N Engl J Med. 2012;367(10):904-912.
  7. Wu J, Yang XW, Zhang M. Massage therapy in children with asthma: A systematic review and meta-analysis. Evid Based Complement Alternat Med. 2017:5620568.
  8. Yue QJ, et al. Effect of pediatric massage in the treatment of chronic persistent asthma in children: A systematic review and meta-analysis of randomized controlled trials. J Hainan Med Univ. 2019;25:1260-1266.
  9. Wu R, et al. Traditional pediatric massage enhanced hippocampal GR, BDNF, and IGF-1 expressions and exerted an antidepressant effect in an adolescent rat model of CUMS-induced depression. Neuroscience. 2024;542:47-58.
  10. Lin L, Yu L, Zhang S, Liu J. The positive effect of mother-performed infant massage on infantile eczema and maternal mental state: A randomized controlled trial. Front Public Health. 2022;10:1068043.
  11. Lin L, et al. Traditional pediatric massage enhanced skeletal muscle mass in OVA-exposed adolescent rats via regulating the SCFAs-FFAR2-IGF-1/AKT pathway. Front Microbiol. 2024;15:1492783.
  12. Xiong Y, Noraas AU, Yang X. The effect of chiropractic manipulation on atopic symptoms and gut microbiota in children with atopy. J Li Shizhen Tradit Chin Med. 2017;28:2440-2442.
  13. Liu Y, Gu Y, Xiong Y. Wrist-ankle acupuncture combined with spine-pinching manipulation for allergic rhinitis in children: A randomized controlled trial. World J Acupunct Moxibustion. 2019;29:259-263.
  14. Zhu Y, et al. Chiropractic therapy modulated gut microbiota and attenuated allergic airway inflammation in an immature rat model. Med Sci Monit. 2020;26:e926039.
  15. Lu W, Fang M, Yang X. Observation on the influence of parent-child massage on children's psychological and behavioral problems. Chin Med Mod Distance Educ China. 2025;23(4):75-78.
  16. Lund I, Lundeberg T, Kurosawa M, Uvnäs-Moberg K. Sensory stimulation (massage) reduces blood pressure in unanesthetized rats. J Auton Nerv Syst. 1999;78(1):30-37.
  17. Chen YN, et al. Repetitive unidirectional spinal tactile stimulation engages microglial BMAL1 pathways to promote synaptic remodeling in the medial prefrontal cortex of adolescent VPA-exposed mice. J Neuroinflammation. 2025;23(1):23.
  18. Gorrell LM, et al. Spinal manipulation characteristics: A scoping literature review of force-time characteristics. Chiropr Man Therap. 2023;31(1):36.
  19. Papadopoulos NG, Miligkos M, Xepapadaki P. A current perspective of allergic asthma: From mechanisms to management. Handb Exp Pharmacol. 2022;268:69-93.
  20. Nials AT, Uddin S. Mouse models of allergic asthma: Acute and chronic allergen challenge. Dis Model Mech. 2008;1(4-5):213-220.
  21. Martin JG, Tamaoka M. Rat models of asthma and chronic obstructive lung disease. Pulm Pharmacol Ther. 2006;19(6):377-385.
  22. QDV, et al. Construction of an acupoint atlas for experimental rats. Acupunct Res. 2025;50(11):1339-1351.
  23. Dong L, et al. Hypoxic hUCMSC-derived extracellular vesicles attenuate allergic airway inflammation and airway remodeling in chronic asthma mice. Stem Cell Res Ther. 2021;12(1):4.
  24. Muhamad SA, et al. Intranasal administration of Lignosus rhinocerotis (Cooke) Ryvarden (Tiger Milk Mushroom) extract attenuates airway inflammation in a murine model of allergic asthma. Exp Ther Med. 2019;17(5):3867-3876.
  25. Vaickus LJ, Bouchard J, Kim J, Natarajan S. Assessing pulmonary pathology by detailed examination of respiratory function. Am J Pathol. 2010;177(4):1861-1869.
  26. Glaab T, Taube C, Braun A, Mitzner W. Invasive and noninvasive methods for studying pulmonary function in mice. Respir Res. 2007;8(1):63.
  27. Lomask M. Further exploration of the Penh parameter. Exp Toxicol Pathol. 2006;57(Suppl 2):13-20.
  28. Leung SY, et al. Effect of transforming growth factor-beta receptor I kinase inhibitor 2,4-disubstituted pteridine (SD-208) in chronic allergic airway inflammation and remodeling. J Pharmacol Exp Ther. 2006;319(2):586-594.
  29. Ogulur I, et al. Type 2 immunity in allergic diseases. Cell Mol Immunol. 2025;22(3):211-242.
  30. Lee JH, Son SH, Kim NJ, Im DS. NJK14047 suppression of the p38 MAPK pathway ameliorates OVA-induced allergic asthma during sensitization and challenge periods. Biomol Ther (Seoul). 2023;31(2):183-192.
  31. Li J, et al. Establishment of a juvenile mouse asthma model induced by postnatal hyperoxia exposure combined with early OVA sensitization. Heliyon. 2024;10(1):e23291.
  32. Wei J, Yang X. Efficacy of pediatric tuina on spleen deficiency syndrome and allergic constitution in children with bronchial asthma during the remission period: A study of 29 cases. J Pediatr Tradit Chin Med. 2023;19(3):86-89.
  33. Gao J, He J. Fifty-eight cases of allergic rhinitis treated with spine-pinching manipulation and acupuncture in Switzerland. World J Acupunct Moxibustion. 2010;20(3).
  34. Hu Y, et al. Clinical study of Yupingfeng Powder combined with spine-pinching manipulation for cough variant asthma in children. Heilongjiang J Tradit Chin Med. 2024;53(2):369-371.
  35. Yao D, Zhang Y, Deng L. Effect of spine-pinching manipulation on asthma control in children. Heilongjiang J Tradit Chin Med. 2020;49(2):157-158.
  36. Zhang X, et al. Traditional pediatric massage exerted an antidepressant effect and activated the IGF-1/NRF2 pathway in CUMS-exposed adolescent rats. J Neuroimmunol. 2025;400:578554.
  37. Lan J, McCray A, Brown E, Eddens T. Early-life viral infections and asthma: New cells and ideas. Curr Opin Pediatr. 2025;37(6):597-605.
  38. Major B, et al. Massage-like stroking boosts the immune system in mice. Sci Rep. 2015;5:10913.
  39. Ackerley R, Carlsson I, Wester H, Olausson H, Backlund Wasling H. Touch perceptions across skin sites: Differences between sensitivity, direction discrimination, and pleasantness. Front Behav Neurosci. 2014;8:54.
  40. Li Q, et al. Experimental study on the effects of different durations of spine-pinching manipulation on immune function in rats with Wei Qi deficiency. Jiangsu J Tradit Chin Med. 2017;49(9):75-77.
  41. Tang Q, Shen L, Lin L. Effects of spine-pinching manipulation with different stimulation intensities on hippocampal inflammation-related factors and behavioral disorders in autistic rats. J Hunan Univ Chin Med. 2025;45(7):1264-1270.
  42. Li Z, et al. Effects of spine-pinching therapy on thoracic duct lymph flow and mesenteric lymphatic microcirculation in rats with spleen deficiency. China J Tradit Chin Med Pharm. 2025;40(8):4246-4250.
  43. Ma W, et al. Effects of spine-pinching intervention on anorexia in young rats based on the 2-AG/CB1/AMPK1 pathway. Shaanxi J Tradit Chin Med. 2025;46(2):159-164.
  44. Tang Q, et al. Effects of spine-pinching manipulation on BDNF and CREB protein expression in different brain regions of rats with autism spectrum disorder. J Hunan Univ Chin Med. 2025;45(2):259-266.

重印与许可

标签

大鼠哮喘模型气道炎症气道高反应性气道重塑小儿推拿中医方案标准化实验性哮喘

本文已发表

视频即将推出

联系我们
向图书馆推荐

隐私政策

使用条款

政策

版权所有 © 2026 MyJoVE Corporation。保留所有权利。