自发性脑内出血后医院获得性肺部感染相关的细胞因子和炎症基因多态性

摘要

本项回顾性研究提供了一种可重复的操作流程，用于自发性脑内出血患者入院早期的血液采集、血清细胞因子和Toll样受体检测、炎症相关基因多态性的基因分型，以及感染风险评估。

摘要

医院获得性肺部感染是自发性脑内出血后常见的并发症，可能加重神经功能恢复障碍，延长住院时间，并增加临床负担。本项回顾性临床-实验室研究提出了一种可重复的工作流程，用于评估与原发性自发性脑内出血后医院获得性肺部感染相关的炎症生物标志物及宿主免疫遗传特征。根据患者入院后是否发生医院获得性肺部感染对其进行分类。在入院后的早期阶段，在标准化的分析前条件下采集外周静脉血。分离血清，分装后保存，用于酶联免疫吸附测定（ELISA）检测IL-1β、IL-6、IL-10、IL-17、IFN-γ、TNF-α、TLR2、TLR4和TLR9。同时，从抗凝全血中提取基因组DNA，并用于对选定的细胞因子和Toll样受体相关位点进行聚合酶链式反应-限制性片段长度多态性（PCR-RFLP）基因分型。该工作流程还包括样本处理的质量控制程序、ELISA重复检测、DNA纯度评估、基因型判读以及重复基因分型。统计分析包括组间临床特征和生物标志物水平的比较、哈迪-温伯格平衡检验、基因型与等位基因关联的逻辑回归分析、对相关临床协变量进行校正，以及对多个遗传比较进行错误发现率校正。这种结合临床、炎症和免疫遗传因素的工作流程可能有助于刻画自发性脑内出血后的感染风险特征，但在常规临床应用前仍需前瞻性多中心研究加以验证。

引言

自发性脑内出血（ICH）是一种由脑血管非创伤性破裂引起的严重卒中亚型，仍是导致神经系统死亡和残疾的主要原因。临床上，ICH通常分为原发性和继发性两类。原发性ICH占大多数病例，主要与高血压性血管病或脑淀粉样血管病相关¹。相比之下，继发性ICH则与结构性或血液系统病因有关，包括动脉瘤、动静脉畸形、烟雾病以及凝血功能障碍等。尽管ICH在所有卒中事件中所占比例低于缺血性卒中，但其短期死亡率和长期功能负担却显著更高^2,3,4,5。

脑出血（ICH）住院期间的主要并发症中，医院获得性肺部感染尤为常见且具有重要的临床意义。既往研究表明，相当一部分卒中或脑出血住院患者会发生肺部感染，且该并发症与住院时间延长、医疗负担加重、神经功能恢复较差以及死亡率升高相关^6,7,8。这一并发症的临床重要性不仅限于呼吸系统的管理。意识水平下降、吞咽及咳嗽反射受损、活动受限、机械通气支持以及侵入性引流操作等因素均可能增加脑出血急性期感染的风险。同时，肺部感染可能进一步加剧全身性炎症反应、损害氧输送能力，并使神经重症监护更加复杂，从而加重继发性脑损伤过程。

这种关联在生物学上是合理的，因为脑出血不仅是一种局灶性脑血管事件，还会触发全身性免疫失调。急性脑出血可激活炎症级联反应，改变先天免疫信号通路，并破坏神经炎症与外周宿主防御之间的平衡。在此背景下，即使接受相似的临床管理，部分患者仍可能更容易发生医院获得性感染。因此，脑出血后的肺部感染不应仅仅被视为床旁暴露或支持性治疗的后果；它还可能反映了宿主炎症激活状态和免疫应答能力的个体差异。

尽管这一并发症具有重要的临床意义，但目前用于早期风险分层的实用方法仍然有限⁹。现有的脑出血后肺部感染临床风险分层方法通常依赖于床旁评估和入院相关变量，例如神经功能缺损严重程度、年龄、吞咽功能障碍、合并症、侵入性操作以及器械暴露时间。这些工具在临床上具有实用性，因其可在急诊、重症监护或神经重症监护环境中快速应用。然而，仅凭临床变量可能无法充分解释为何具有相似神经功能缺损严重程度和相近医疗暴露的患者会表现出不同的感染结局。因此，炎症生物标志物和宿主免疫遗传因素可能提供有关生物学易感性的额外信息，尤其是在入院后早期这一决定预防性监测和呼吸管理策略的关键时期。

细胞因子是免疫和炎症反应的核心介质，而Toll样受体（TLR）通路在病原体识别和天然免疫激活中发挥关键作用。血清细胞因子和TLR蛋白的检测可提供早期全身性炎症激活的状态快照，而特定免疫相关基因的多态性则可能反映个体在细胞因子产生、受体信号传导或炎症调控方面更为稳定的宿主差异。与仅依靠临床评估相比，联合生物标志物与基因多态性的检测流程能够同时捕捉患者当前的炎症状态及其内在的免疫应答特征。该方法并非旨在取代床旁临床评估，而是通过补充实验室检测和宿主遗传学信息，辅助识别那些在自发性脑出血后需要加强感染监测的患者。

基于此，我们提出假设：与未发生感染的患者相比，发生医院内肺部感染的自发性脑出血患者将表现出独特的炎症特征，以及特定免疫相关基因多态性的不同分布。为验证这一假设，本回顾性临床-实验室研究分析了原发性自发性脑出血患者入院后早期的血清细胞因子、TLR2、TLR4 和 TLR9 的血清蛋白水平，以及选定的炎症相关基因多态性。该研究流程利用急性住院期间采集的外周血样本，采用基于 ELISA 的蛋白定量、基于 PCR-RFLP 的基因分型，并对发生与未发生医院内肺部感染的患者进行统计学比较。研究旨在建立一个可重复的框架，用于表征与感染风险相关的炎症反应和宿主遗传特征，从而有助于在急性住院环境中更早识别高风险患者。

方案

本研究经中国浙江嘉兴嘉兴大学附属医院、嘉兴市第一医院伦理委员会批准（批准号：2025-LP-599）。所有涉及人类受试者的操作均按照机构要求及《赫尔辛基宣言》的原则进行。在采集样本前，已从所有受试者和/或其法定授权代表处获得关于采血及数据使用的书面知情同意书。

本工作流程中使用的所有商用试剂盒、试剂、耗材、仪器、软件、生产厂家、目录号及关键操作参数均列于材料表中。

研究范围、纳入标准及患者分组

本研究是一项单中心回顾性临床-实验室队列分析，纳入了2019年5月至2024年9月期间在中国浙江嘉兴的嘉兴大学附属医院（嘉兴市第一医院）急诊与重症监护中心或重症监护病房收治的原发性自发性脑出血（ICH）患者。ICH的诊断依据头颅计算机断层扫描或磁共振成像结果，并遵循《中国脑出血诊治指南（2019年版）》¹⁰进行确认。

如果患者经影像学确诊为原发性自发性脑出血，发病后3天内入院，并具备完整的临床关键变量，同时拥有可用于炎症生物标志物检测和遗传分析的外周血样本，则符合纳入标准。如果患者存在创伤性颅内出血、继发性脑出血、入院前或入院后48小时内已存在肺部感染、自行出院、入院后48小时内死亡，或有恶性肿瘤或自身免疫性疾病病史，或临床、实验室检查及基因分型记录不完整，则予以排除。经筛选后，共有360例患者符合纳入标准并被纳入最终分析。其中，180例患者在住院期间发生医院获得性肺部感染，另180例患者未发生。根据入院后是否发生医院获得性肺部感染，将患者分为肺部感染组与非肺部感染组。

在最终分组前，需核对影像学诊断、入院时间、感染发生时间、血样可用性以及临床和实验室记录的完整性。该步骤旨在减少误分类，并确保所有纳入病例均具备完整的临床比较、炎症生物标志物检测和基因分型所需数据。

医院获得性肺部感染的定义

医院获得性肺部感染的定义基于影像学证据结合临床标准¹¹。影像学确诊需胸部X线或计算机断层扫描显示新出现或进展性的浸润性、实变性或磨玻璃样病变。此外，以下标准中至少需具备两项：体温 > 38 °C、脓性呼吸道分泌物，或外周血白细胞计数异常（WBC < 4 × 10⁹/L 或 > 10 × 10⁹/L）。

入院前已存在或入院后48小时内诊断的肺部感染不归类为医院获得性肺部感染。感染分类通过影像学报告、体温记录、呼吸道分泌物记录、外周血细胞计数结果以及临床诊断记录进行确认。

生物安全与废物处理

人血、血清及血液来源的DNA均在标准生物安全二级防护条件下操作。实验人员在处理血液、血清分装、ELISA检测、DNA提取、PCR准备、凝胶电泳、限制性酶切以及紫外成像过程中均佩戴手套、实验服、口罩和护目镜。处理前需检查采血管是否有泄漏或破损。离心操作使用带盖试管进行，或在条件允许时采用密封的离心桶。

锐器应立即丢弃至经批准的锐器容器中。被血液污染的试管、移液器吸头、手套、ELISA 板及其他一次性耗材应作为生物实验室废弃物处理。液体生物废弃物在丢弃前须按照机构规定程序进行消毒。琼脂糖凝胶、聚丙烯酰胺凝胶、染色试剂及电泳相关材料应根据机构对化学品和实验室废弃物的要求进行处置。

尽可能分离PCR试剂配制、DNA模板添加、扩增产物处理、限制性酶切和凝胶电泳操作，以减少污染。PCR和DNA操作使用防气溶胶移液器吸头。紫外线观察仅在使用防护罩或凝胶成像系统的情况下进行，避免眼睛或皮肤直接暴露于紫外光下。

外周血采集与样本处理

为减少分析前变异，于入院后次日早晨8:00，在禁食至少12小时后采集10 mL外周静脉血。其中5 mL血液采集至普通真空采血管中用于血清制备，其余5 mL采集至含肝素的采血管中用于基因组DNA提取。

处理前，需检查每支试管的患者标识、采集时间、试管类型、血量、泄漏情况、可见凝块及明显溶血。标签错误、血量不足、试管泄漏或抗凝管中出现可见凝块的样本将被排除，不用于后续分析。普通试管中的血液在室温下静置凝固60分钟，随后在4 °C条件下以1,500 × g离心10分钟。将血清上清液小心转移至无菌低蛋白吸附的聚丙烯试管中，避免扰动细胞层，分装为每份0.5 mL，保存于−80 °C直至分析。

出现明显中度或重度溶血的样本被排除在基于ELISA的定量分析之外。轻度溶血的样本被记录在案，且不用于主要的细胞因子分析。在检测前，对存在可见浑浊、明显脂血、剩余体积不足或多次冻融的样本进行标记。所有血清分装样本在分析前均未经历超过一次的冻融循环。

通过ELISA进行细胞因子定量

采用经验证可用于血清样本的市售人源夹心ELISA试剂盒检测血清中IL-1β、IL-6、IL-10、IL-17、IFN-γ和TNF-α的浓度。在上样前，将血清分装样本解冻，轻轻混匀，并检查是否存在溶血、浑浊、脂血、样本量不足以及冻融历史等情况。

标准品、空白孔和血清样本均设置复孔。根据试剂盒说明书，每块板均使用标准品浓度的系列稀释液和空白对照生成标准曲线。使用校准的酶标仪在450 nm处测定吸光度，并在570 nm处进行参考波长校正。浓度通过四参数逻辑曲线拟合计算得出。

只有当标准曲线显示出适当的浓度-反应模式、空白孔背景值较低，且重复样本的变异系数 ≤ 10% 时，检测结果才被接受。若重复样本的变异系数 > 10%，在原始血清分装样本体积充足的情况下，需重新检测。对于超出可靠标准曲线范围的样本，根据试剂盒说明书进行稀释或重复检测。若酶标板显示标准品结果不一致、背景过高或明显的边缘效应，则需重新检测。

数据接受所用的分析检测下限分别为：IL-1β 2.0 pg/mL，IL-6 1.5 pg/mL，IL-10 2.0 pg/mL，IL-17 3.0 pg/mL，IFN-γ 4.0 pg/mL，TNF-α 2.5 pg/mL。在进行统计分析之前，最终的细胞因子数值已核对样本编号、酶标板布局图、重复读数记录及样本质量备注。

通过ELISA定量检测血清中TLR2、TLR4和TLR9

采用经验证适用于血清样本的市售人ELISA试剂盒检测血清中TLR2、TLR4和TLR9蛋白水平。血清样本解冻后轻轻混匀，并采用与细胞因子检测相同的样本质量标准进行检查。

标准品、空白孔和血清样本均进行复孔检测。使用450 nm波长读取吸光度，并以570 nm进行参比校正，浓度通过四参数逻辑回归曲线计算。当标准曲线有效、空白孔处于预期背景范围内且复孔间的变异系数（CV）≤ 10%时，结果方可接受。若样本的复孔CV超过此阈值，且剩余样本量充足，则需重新检测。

结果判定所用的分析检测下限分别为：TLR2 为 0.10 ng/mL，TLR4 为 0.12 ng/mL，TLR9 为 0.15 ng/mL。在进行统计分析之前，最终的 TLR2、TLR4 和 TLR9 数值均已对照样本编号、酶标板布局图、重复读数记录及样本质量备注进行核对。

基因组DNA提取

使用基于硅胶柱的血液基因组DNA提取试剂盒，从肝素抗凝全血中提取基因组DNA。提取前，需检查抗凝血液样本的标签是否正确、体积是否充足、是否存在可见凝块、有无泄漏以及储存条件是否合适。

采用分光光度法评估DNA的纯度和浓度。仅A260/A280比值在1.80至2.00之间的样品可用于后续PCR扩增。若样品超出此范围，则在轻柔混匀后重新测定。若纯度异常持续存在，且仍有足够的全血样本，则重新进行DNA提取。

将DNA用无核酸酶水稀释至50 ng/µL的工作浓度，并于-20 °C保存，直至进行PCR扩增。在设置PCR反应前，需对每个DNA样本的浓度、纯度、样本标识符及冻融历史进行检查。

PCR-RFLP 基因分型与基因型判读

采用聚合酶链式反应-限制性片段长度多态性（PCR-RFLP）方法对IL-1B +3954 C/T、IL-10-1082 G/A、IL-10-819 T/C、TNF-α-308 G/A、TLR2-196至-174插入/缺失、TLR4 Asp299Gly、TLR4 Thr399Ile、TLR9 rs187084、IFN-γ +874 A/T以及IFN-γ +2108 A/G进行基因分型。位点特异性引物序列、预期扩增片段大小、限制性内切酶及基因型特异性酶切模式见补充表1。

PCR扩增在25 µL的终反应体系中进行，体系中包含2.5 µL的10 ×缓冲液、2.0 µL的dNTP混合物（每种2.5 mM）、1.0 µL的上游引物（10 µM）、1.0 µL的下游引物（10 µM）、0.25 µL的Taq DNA聚合酶（5 U/µL）、2.0 µL的基因组DNA（50 ng/µL）以及16.25 µL的无核酸酶水。PCR预混液在洁净的PCR前操作区域配制，DNA模板最后加入。每次PCR运行均设置无模板阴性对照。

热循环程序包括：95 °C 预变性 5 分钟；随后进行 35 个循环，每个循环为 95 °C 变性 30 秒，根据引物对的不同在 58–62 °C 退火 30 秒，72 °C 延伸 30 秒；最后在 72 °C 最终延伸 7 分钟。PCR 产物首先通过 1.5% 琼脂糖凝胶电泳确认，然后进行限制性酶切消化。

只有在观察到预期的扩增条带且无模板对照未出现扩增时，PCR扩增结果才被接受。若反应出现微弱条带、非特异性扩增、引物二聚体干扰或阴性对照中存在污染，则需从原始DNA模板重新进行重复实验。

根据制造商说明书，在37 °C下，用相应的限制性内切酶对PCR产物进行完全消化，反应总体积为15 µL，消化时间为3 h。大多数位点的消化片段通过2.5%琼脂糖凝胶电泳分离。为了提高片段分辨能力，TLR2-196至-174插入/缺失位点的片段则在8%聚丙烯酰胺凝胶上进行电泳分离。

只有当酶切片段模式与预期的基因型特异性消化图谱相符时，才接受该限制性酶切结果。若反应出现消化不完全、条带弥散、片段大小异常或分离不清晰的情况，则需重复实验。核酸染色后，在紫外光照射下观察条带。凝胶图像需保存，并标注样品编号、位点名称、运行日期和凝胶编号。

基因型分配由两名不知分组情况的实验室研究人员独立完成。对于存在分歧或不明确的基因型判定，通过复查原始凝胶图像并在必要时重新进行PCR扩增来解决。为进行质量控制，随机选取10%的样本重新进行基因分型，结果一致率达到99.2%。最终的基因型数据仅在样本编号、位点名称、基因型判定结果及质量控制记录均经过核对后，才被纳入分析数据集。

统计学分析

采用适当的统计分析软件进行统计分析。使用去标识化的患者编码合并临床、ELISA 和基因型数据集。在分析前对患者编码进行重复、错配和缺失值的检查。由于所有纳入的患者均具有完整的临床、炎症和基因分型关键数据，因此采用完整病例分析策略。

在适当的统计分析软件中，肺部感染状态被编码为分组变量，以无肺部感染组作为参考类别。连续变量首先使用Shapiro-Wilk检验进行正态性检验。符合正态分布的连续变量以均值±标准差表示，并采用独立样本Student t检验进行比较。不符合正态分布的连续变量以中位数及四分位间距表示，并采用Mann-Whitney U检验进行比较。分类变量以频数和百分比表示，根据情况采用卡方检验或Fisher精确检验进行比较。

在进行关联分析前，对无肺部感染组的基因型分布进行了哈迪-温伯格平衡检验。基因型和等位基因频率以 n（%）的形式进行汇总。采用多变量逻辑回归模型估计肺部感染风险的比值比及95%置信区间。肺部感染状态作为因变量，基因型、等位基因或生物标志物变量则根据各分析的具体要求作为自变量纳入模型。

年龄和性别被预先纳入主要模型。体重指数（BMI）、慢性阻塞性肺疾病、心脏病、脑脊液漏、引流管留置时间以及入院时格拉斯哥昏迷评分（GCS）分级被同时纳入完全校正模型，因为这些变量具有临床相关性或在组间基线存在不平衡。采用方差膨胀因子（VIF）评估多重共线性，VIF <5.0 被认为可接受。

由于检测了多个位点的多态性，对遗传关联分析采用了Benjamini-Hochberg错误发现率校正方法¹²。遗传关联检验的P值按从小到大排序，并根据Benjamini-Hochberg程序确定校正后的显著性水平。所有检验均为双侧检验，除非在多重比较校正后另有说明，否则以P <0.05作为具有统计学显著性的标准。

在撰写手稿前，最终结果已与源数据集、ELISA 质量控制记录、基因型 calling 记录及表格数值进行了核对。由于本研究采用回顾性观察设计，结果应解释为关联性，而非因果效应。

结果

临床指标

基线临床特征总结见表1。最终分析共纳入360例自发性脑内出血患者，其中包括住院期间发生医院获得性肺部感染的患者180例和未发生肺部感染的患者180例。两组在年龄（62.4年 ± 6.8年 vs 63.6年 ± 7.0年，P > 0.05）、性别分布（142/180，78.9% vs 137/180，76.1%，P > 0.05）、吸烟史（94/180，52.2% vs 99/180，55.0%，P > 0.05）、饮酒史（99/180，55.0% vs 106/180，58.9%，P > 0.05）、糖尿病（18/180，10.0% vs 21/180，11.7%，P > 0.05）或高血压（21/180，11.7% vs 24/180，13.3%，P > 0.05）方面均无显著差异。相比之下，肺部感染组的体重指数显著高于无肺部感染组（24.9 kg/m^...

讨论

自发性脑内出血（ICH）仍然是最严重的卒中亚型之一，持续导致较高的早期死亡率和长期残疾负担¹³。在临床实践中，ICH患者尤其容易发生院内并发症，因为神经功能损伤可削弱气道保护能力、降低咳嗽有效性、限制活动能力，并增加接受侵入性支持治疗的机会。在这些并发症中，医院获得性肺部感染尤为重要，因其可能延长住院时间、增加医疗资源消耗，并通过损害氧合功能和引发全身性炎症应激，进一步影响神经功能恢复¹⁴。这些临床现实凸显了在急性期护理阶段更早识别感染风险升高患者并加强针对性监测的必要性¹⁵。

本研究中，发生医院内肺部感染的患者基线临床特征较差，包括更频繁的慢性阻塞性肺疾病、心脏病、脑脊液漏、引流管留置时间更长以及入院时格拉斯哥昏迷评分更低。这一模式在临床上是合理的，因为心肺储备功能下降可能削弱机体对呼吸应激的耐受能力，而意识障碍和长期器械暴露则可能增加误吸风险并促进气道定植¹⁶。这些因素并非孤立的指标，而是...

材料

本文使用的材料清单

姓名	公司	目录编号	评论
人TNF-α ELISA试剂盒	Invitrogen / Thermo Fisher Scientific	KHC3011	用于定量检测血清中人TNF-α的ELISA试剂盒。
人TLR2 / Toll样受体2 ELISA试剂盒	Sigma-Aldrich / Merck	RAB0744-1KT	96孔ELISA试剂盒，用于检测血清或血浆样本中的人TLR2。
人TLR4 ELISA试剂盒，比色法	Novus Biologicals / Bio-Techne	NBP3-11807	比色法夹心ELISA试剂盒，用于检测血清、血浆或其他生物液体中的人TLR4。
人TLR9 ELISA试剂盒，比色法	Novus Biologicals / Bio-Techne	NBP2-76574	比色法ELISA试剂盒，用于检测血清样本中的人TLR9。
吸光度微孔板读数仪	Agilent BioTek	800 TS	用于在450 nm波长下测定ELISA光密度，并在570 nm处进行参考校正的微孔板读数仪。
QIAamp DNA血液小型试剂盒	QIAGEN	51104	基于硅胶膜的试剂盒，用于从抗凝全血中提取基因组DNA。
NanoDrop One微量紫外-可见分光光度计	Thermo Scientific	ND-ONE-W	微量分光光度计，用于测定DNA浓度及A260/A280纯度评估。
SimpliAmp热循环仪	Applied Biosystems / Thermo Fisher Scientific	A24811	用于PCR-RFLP基因分型中终点PCR扩增的热循环仪。
PCR预混液，2X	Thermo Scientific	K0171	包含Taq DNA聚合酶、dNTPs、MgCl2和反应缓冲液的预混PCR试剂；用于常规PCR扩增。
重组Taq DNA聚合酶	Thermo Scientific	EP0401	在使用独立PCR组分而非2X预混液时，作为位点特异性PCR反应的替代酶来源。
无核酸酶水	Thermo Scientific	R0581	分子生物学级用水，用于PCR体系构建、DNA稀释以及无模板对照。
定制DNA引物	Sangon Biotech	定制合成	用于PCR-RFLP基因分型的位点特异性引物；引物序列列于补充表S1中。
用于PCR-RFLP的限制性内切酶	Thermo Scientific / New England Biolabs	补充表S1中列出的位点特异性酶	用于基因型特异性消化PCR产物的限制性内切酶。每个位点所选酶应与补充表S1中列出的消化模式相匹配。
琼脂糖I，分子生物学级	Thermo Scientific	17850	用于制备1.5%和2.5%凝胶，以确认PCR产物并分辨大多数RFLP片段。
GeneRuler 50 bp DNA标准品	Thermo Scientific	SM0371	用于PCR扩增子和RFLP片段大小估算的DNA分子量标记。
SYBR Safe DNA凝胶染料	Invitrogen / Thermo Fisher Scientific	S33102	用于在琼脂糖或丙烯酰胺凝胶中可视化DNA的核酸凝胶染料；作为比溴化乙锭危害更低的替代品使用。
水平琼脂糖凝胶电泳系统	Bio-Rad	Mini-Sub Cell GT系统 / 1704360底座	用于PCR和RFLP产物的琼脂糖凝胶分离电泳系统。
垂直PAGE电泳系统	Bio-Rad	Mini-PROTEAN Tetra Cell / 1658001	当需要更高分辨率的片段区分时，用于8%聚丙烯酰胺凝胶分离的垂直电泳系统。
配备紫外或蓝光透射照明的凝胶成像系统	Bio-Rad / 等效实验室系统	Gel Doc XR+ 或等效型号	用于在凝胶电泳后记录染色DNA条带的成像系统。建议使用紫外防护装置或蓝光模式（如具备）。
制冷离心机	Eppendorf / 等效实验室离心机	5424 R 或等效型号	用于在1,500 × g和4 °C条件下进行血清分离的制冷离心机。
−80 °C超低温冰箱	Thermo Scientific / 等效实验室冰箱	Forma 900系列或等效型号	用于ELISA分析前血清分装样本的储存。
IBM SPSS Statistics	IBM	版本 25.0	用于描述性统计、正态性检验、组间比较、逻辑回归及模型输出导出的统计软件。
电子表格软件	Microsoft	Microsoft 365 Excel	用于数据核查、微孔板布局组织、重复值审查以及在SPSS分析前整合分析文件的准备工作。