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用于新生儿败血症的转化性早产仔猪模型

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DOI：

10.3791/71456

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2026年7月10日

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1Comparative Pediatrics, Department of Veterinary and Animal Sciences, University of Copenhagen, 2BRIDGE Translational Excellence Programme, Faculty of Health and Medical Sciences, University of Copenhagen

* These authors contributed equally

本文内容

摘要

早产新生儿细菌性败血症的模型至关重要，但现有的啮齿类动物模型缺乏临床相关性。本研究建立了一种高度可转化的新生儿败血症模型，采用感染活的Staphylococcus epidermidis的早产仔猪作为模型。

摘要

早产儿极易受到细菌感染，这些感染可能迅速发展为危及生命的败血症，表现为过度炎症反应和器官功能障碍。为了研究疾病机制并推动治疗手段的开发，迫切需要建立能够复制新生儿败血症复杂病理生理过程和临床表现的可靠转化动物模型。本方案介绍了一种具有临床相关性的早产仔猪新生儿败血症模型，该模型通过在出生后不久或出生后第3天经动脉输注活的Staphylococcus epidermidis（表皮葡萄球菌）诱导建立。仔猪在妊娠90%时通过剖宫产分娩，并在新生儿重症监护条件下进行护理，包括使用温度和氧气可控的暖箱，以及留置脐动脉导管，以便进行肠外营养供给和连续采血。在接种S. epidermidis后，对仔猪进行24–48小时的监测。败血症的发生率和严重程度可通过细菌接种剂量和肠外葡萄糖供给量进行调控。较高的肠外葡萄糖供给会加速促炎性免疫反应，导致临床状况恶化。致命性败血症和人道终点的判定依据为动脉血气参数（pH ≤ 7.1）结合血流动力学障碍的临床体征，如嗜睡、皮肤变色和呼吸急促。该模型为研究能量代谢及免疫调节干预如何影响新生儿感染期间的细菌清除、全身炎症反应和组织损伤提供了独特的平台，在指导新生儿败血症预防与治疗的临床策略方面具有重要意义。

引言

新生儿感染是全球范围内导致死亡和长期病患的主要原因，尤其在早产儿中常见，同时也见于低出生体重的足月儿或围产期出现并发症的婴儿1,2。由于临床症状缺乏特异性、免疫反应不成熟且高度可变，以及缺乏能够有效区分感染性炎症与非感染性炎症的敏感且特异的生物标志物，早期诊断仍然具有挑战性3,4。因此，临床医生常在未获得微生物学确诊前即启动经验性的广谱抗生素治疗，这导致了抗生素的过度使用，干扰了生命早期微生物定植过程，并促进了抗菌药物耐药性的产生5。

新生儿败血症是一种由感染引发的宿主反应失调导致器官功能障碍的危及生命的疾病4。尽管感染与败血症在生物学和临床意义上是两个不同的概念，但在新生儿医学文献中这两个术语常被互换使用。临床上，新生儿败血症通常分为早发型和晚发型败血症（EOS、LOS），分别指出生后72小时内和72小时后发生的败血症1。早发型败血症通常由分娩过程中传播的病原体引起，例如Escherichia coli（大肠杆菌）或B族Streptococcus（链球菌）。相比之下，晚发型败血症常表现为非特异性症状，可能血培养阴性，并与侵入性操作、肠外营养和长期住院等危险因素相关。最常见的致病微生物包括凝固酶阴性葡萄球菌，尤其是Staphylococcus epidermidis（表皮葡萄球菌），以及革兰氏阴性菌，尽管真菌性和多微生物感染也时有发生1,2,6。无论病因如何，新生儿感染均可发展为共同的败血症表型1,2。值得注意的是，早产儿的固有免疫和适应性免疫系统均存在发育不成熟，且代谢储备有限，这可能影响其对感染的应答能力7。

现有实验系统的局限性阻碍了诊断和治疗的进步。体外方法可用于免疫通路的机制研究，但无法反映复杂免疫反应的整体生理过程。啮齿类动物模型虽然在新生儿免疫反应的遗传和分子研究中具有重要价值，但在免疫系统发育、代谢和体型方面与人类存在显著差异8,9。由于难以进行严密的监测、反复采血以及临床可行的支持性或治疗性干预措施的测试，这些模型难以用于脓毒症临床管理的研究。

大型动物模型，特别是早产新生仔猪，提供了一种强有力的互补研究方法。猪在解剖学、生理学和免疫学方面与人类具有高度相似性，包括类似的免疫细胞群体、模式识别受体信号通路以及代谢调控10,11,12,13,14。尤为重要的是，猪已被广泛用于成人脓毒症的研究13,15。猪的体型大小允许使用临床相关的仪器设备，实现持续的生理监测、多次生物采样，以及标准化的重症监护干预措施，如肠外营养、液体疗法、抗生素治疗和呼吸支持。此外，还可以在发育不成熟的背景下研究实验性感染，从而在接近临床实际的条件下，探究疾病的发展轨迹、宿主反应及治疗效果。

本文描述了一种为早产仔猪设计的标准化新生儿败血症模型，该模型作为一种灵活的转化研究平台。该模型能够可控地诱导全身性细菌感染，并对临床、免疫和代谢反应进行纵向评估，可用于探索新生儿败血症的发病机制，以及评价新型预防和治疗干预措施的有效性。

方案

所有详细的操作程序均按照欧盟动物实验指令 2010/63/EU 进行，并已获得丹麦动物实验监察局批准（许可证号：2020-15-0201-00520）。

1. 分娩相关操作

  1. 在妊娠90%时（妊娠第106–107天）进行选择性剖宫产以娩出早产仔猪。
    1. 获取一头怀孕的母猪（长白猪） × 来自商业无特定病原体农场的大白猪，胎次为第三或第四胎。
      注意：母猪必须通过人工授精（artificial insemination, AI）进行配种× 杜洛克）以确保确切的受孕日期已知。
    2. 过夜禁食母猪（至少 12 h），以 随意摄取 术前提供饮水。通过肌肉注射给予混合麻醉剂以诱导镇静，注射液包含阿托品（每头母猪 2 mL）、丁丙诺啡（2 mL/100 kg 体重；10 mg/mL）、Zoletil 50 Vet（3.3 mL/100 kg 体重；替来他明 25 mg/mL 和唑拉西泮 25 mg/mL）。
    3. 麻醉后，插入耳缘静脉导管，并使用丙泊酚（10 mg/mL）滴定诱导全身麻醉，直至角膜反射和下颌张力消失。
    4. 在直接喉镜引导下进行气管插管以确保气道通畅。通过校准过的挥发罐以100%氧气（1–2 L/min）输送异氟烷，维持剖宫产术期间的外科麻醉深度。
    5. 从5%开始，维持在1.5–2.5%，根据心率和外周血氧饱和度将浓度滴定至最低有效剂量。
      注意：若发生呼吸暂停，应启动机械通气以确保充分氧合。
    6. 将母猪置于右侧卧位。对手术部位进行无菌准备。沿预定的左侧 flank 切口线，通过皮下和肌肉浸润注射总共 120 mL 利多卡因（10 mg/mL）。
    7. 使用手术刀行左侧腹膜切开术，暴露并牵出子宫角。沿子宫角大弯切开子宫壁，逐一娩出仔猪。
    8. 在切断脐带之前，将脐带向仔猪方向挤奶2–3次，以增加血红蛋白浓度和铁储备。在脐带上放置标有A–Z的脐带夹，并配合纱布以防止出血，然后切断脐带。
    9. 仔猪出生后立即放入聚乙烯袋中，仅露出头部。该措施可减少热量散失，从而降低低体温症的风险。
    10. 在颈部肌肉注射固定体积的多沙普拉姆（0.1 mL，20 mg/mL）和氟马西尼（0.1 mL，0.1 mg/mL）。多沙普拉姆可刺激自主呼吸，而氟马西尼作为苯二氮䓬类拮抗剂，可部分逆转剖宫产过程中从母猪转移给仔猪的麻醉作用。
    11. 将仔猪转移到新生儿重症监护室。
  2. 复苏、随机化与导管插入术
    1. 将每头仔猪转入新生儿重症监护室时称重并确定其性别。
    2. 对于无法自主呼吸的仔猪，应进行个体化复苏。根据需要重复给予多沙普仑和/或氟马西尼，并提供正压通气以稳定呼吸。
    3. 待仔猪生理状态稳定后，在母体传递的麻醉作用仍持续期间，采用无菌技术将一根脐动脉导管（4 Fr PVC 饲管）插入切断的脐带中的一条动脉内。将导管尖端推进至背主动脉。用缝线将导管固定于皮肤，并连接输液管路以提供肠外营养。
      注意：在早产仔猪中，与脐静脉给药相比，动脉内给药是既定的标准方法，可避免导管尖端误入肝实质而非静脉导管，从而降低由此引发肝坏死的高风险21.
    4. 根据出生体重和性别对仔猪进行分层，并随机分配至处理组。
  3. 饲养条件
    1. 将每只仔猪单独饲养在具有可控通风系统的加热软垫保温箱中。
    2. 出生后给予1–2 L/min的补充氧气，持续最多12小时，以预防缺氧。
    3. 出生后前12小时内监测直肠温度。根据需要调整加热条件，以维持核心体温在38–39 °C （目标： 38.5 °C).
      注意：出生后立即出现短暂的低体温是预期现象，且在导管置入期间也可能发生。

2. 通过血浆输注进行被动免疫

注意：由于猪不会通过胎盘转移免疫球蛋白，因此对于持续时间超过 24 小时的实验，需提供部分被动免疫以防止自发性感染。

  1. 在剖宫产术后，将母猪的血液采集至无菌的肝素涂层容器中。在4 °C条件下，以2500 × g 离心10分钟，使用无菌Falcon离心管进行，重复一次。分离后，小心将血浆转移至新的无菌Falcon离心管中，并在4 °C下保存直至使用。
  2. 出生后12小时内，以8 mL/kg的剂量通过输液泵进行30分钟的持续动脉内输注。

3. 实验感染的诱导

注意：实验性感染可在出生后3–4小时或出生后第3天诱导。

  1. 细菌悬液的制备
    1. 解冻冻存的 S. epidermidis 储备管（WT-1457，15–25% 甘油）置于室温。涡旋振荡片刻（2–3 秒）以获得均匀悬浮液。
      注意：根据感染性病原体的风险等级分类， S. epidermidis 被归类为世界卫生组织（WHO）生物安全1级微生物。WHO生物安全1级微生物不太可能引起人类疾病，无需特殊防护措施。
    2. 通过将20 mL脑心浸液（BHI）肉汤接种，制备过夜培养物 5 µL 解冻后的 S. epidermidis 无菌100 mL锥形瓶中保存。于 37 °C 在180 rpm转速下振荡培养约16小时，使菌液达到稳定期。同时在相同条件下设置未接种的BHI肉汤对照，以验证培养基的无菌状态。
    3. 通过将20 mL BHI肉汤接种来制备新培养物 200 µL 过夜培养物（1:100 稀释）置于无菌 100 mL 锥形瓶中。准备足量培养物以感染所有仔猪（参见步骤 3.1.4 中的计算方法） – 3.1.6）。于 37 °C 以180 rpm的转速振荡培养2.5小时，直至细菌达到对数生长期初期（补充图1A).
    4. 根据滴定的目标剂量、平均体重、仔猪数量和培养密度，估算感染所有仔猪所需的总培养液体积。
    5. 假设培养物在600 nm处的光密度（OD）将达到≥1补充材料 图1B）之后 2.5 小时孵育，并使用已确立的转化率：OD 1 = 3 × 108 菌落形成单位（CFU）/mL
    6. 加入15%的额外体积以弥补操作过程中的损耗。使用以下公式计算预估培养体积：
      V估算 = [目标剂量（CFU/kg 体重） × BW × BW × N × 1.15] / 3 × 108 CFU/mL   (1)
      其中：
      V估算 = 所需估计的总培养体积（mL）
      BW = 平均体重 仔猪（kg）
      N = 仔猪总数
    7. 孵育结束后，测定培养物的OD值。根据需要稀释样品，以确保读数处于分光光度计的线性范围内。
    8. 使用以下公式计算为达到目标CFU浓度所需的最终培养体积：
      V最终 = OD1 · V估计 / 测定 OD  (2)
      其中：
      V最终 所需最终培养体积（mL）
    9. 转移已计算的 V最终 转移到50 mL Falcon离心管中，在3,000 ×g条件下离心 × g 室温下10分钟
    10. 小心弃去上清液。
    11. 将细菌沉淀重悬于 3 x V最终 加入无菌0.9%生理盐水，配制用于动脉内给药的溶液（按3 mL/kg体重剂量，3分钟内输注完毕）。确保溶液中无任何聚集物。
    12. 准备50 mL注射器，内含细菌悬液。
    13. 为未感染的对照组准备一支单独的50 mL输注注射器，内含无菌0.9%生理盐水。
  2. 感染步骤
    1. 通过脐动脉导管，使用输液泵将细菌悬液或无菌生理盐水注入每只仔猪体内，输注泵设定为在3 min内完成目标剂量的输注。连续两只仔猪之间的操作间隔保持5 min。
    2. 感染后立即开始肠外营养的持续输注，以冲洗导管并确保完全输送预定剂量。
    3. 通过保存细菌悬液来确认剂量 4 °C随后，可将样品稀释并涂布于血琼脂平板上，以测定细菌密度（见步骤8）。

4. 肠外营养

  1. 在整个实验期间为仔猪提供全肠外营养（TPN）。例如，使用一种三腔人用TPN袋（如Kabiven 1900 kcal），并根据新生仔猪的宏量营养素需求进行调整。
  2. 在无菌条件下配制肠外营养液。
    1. 从葡萄糖腔中移除300 mL液体。
    2. 从脂肪腔中移除70 mL液体。
    3. 向葡萄糖腔中加入155 mL的50%葡萄糖溶液。
    4. 向葡萄糖腔中加入214 mL的Vamin。
    5. 向葡萄糖腔中加入150 mL无菌水。
    6. 向葡萄糖腔中加入0.1 mL肝素（5000 IE/mL）。
    7. 充分混合三个腔室中的内容物。
      注意：由此得到的肠外营养液其宏量营养素组成如表1所示。在评估替代营养方案对感染反应的影响时，可将此配方作为标准对照饮食使用。
    8. 将配制好的肠外营养液储存于4 °C，待用。应分批配制，且配制后不得超过48小时使用。
      注意：该模型可通过为仔猪安置口胃管以实现肠内喂养和肠道刺激，从而用于评估肠内营养的影响。
  3. 肠外营养的输注
    1. 用肠外营养液填充50 mL无菌输注注射器 ，并通过输注泵经动脉内导管持续输注。
    2. 设定输注速率为6 mL/kg/h。每日称量仔猪体重，并根据最新的体重调整剂量。
      注意：在长期研究中，若观察到外周水肿（过度水合），应将输注速率降低至4 mL/kg/h。
    3. 定期监测输注泵，确保注射器未排空。根据需要及时补充注射器。

5. 临床监测

  1. 定期评估仔猪 在整个研究过程中应持续监测，以确定是否需要采取措施。细菌注入后，应由有经验的人员每1–2小时对动物进行一次监测，直至按计划实施安乐死。
    注意：临床恶化，即从无症状进展至人道终点的过程，可能迅速发生，时间在30–60分钟内。
    1. 观察与呼吸相关的症状，包括呼吸急促、呼吸困难、发绀和临终呼吸。
      注意：在缺氧情况下（血氧饱和度低于90%），应立即采取干预措施以恢复氧合水平。 < 80%），应开始或增加供氧。
    2. 观察与循环相关的症状，包括皮肤变色、四肢发冷、毛细血管再充盈时间延长、心动过速和心动过缓。
    3. 观察与活动相关的症状，包括嗜睡、无法站立或行走（从出生后第3天起相关）以及对疼痛刺激的反应性。
    4. 观察与凝血相关的症状，例如皮肤出现瘀斑或瘀点出血。对变色区域施加轻柔压力；若红斑不褪色，将其归类为皮肤出血。
  2. 若出现临床症状，应进行血气检测，以评估pH值、乳酸、氧饱和度和二氧化碳分压相对于基线值的变化（参见步骤6.3）。
    注意：持续临床监测 （例如血压、心率和呼吸频率）可被使用，但在此类实验中并不常规采用。

6. 血液采样

注意：可通过动脉内导管或颈静脉穿刺对仔猪进行纵向血液采样。采样血液总量不应超过估计总血容量的7.5%（约体重的7%）。所有血液采样操作必须遵守当地伦理指南。

  1. 动脉内导管采血
    1. 使用清洁的手套，小心打开导管端口。在打开前用乙醇对穿刺部位进行消毒。避免输液管路受到污染。
    2. 抽出至少 2 mL 血液并暂存，因为这部分血液可能已被输液管路中的肠外营养液污染。保持所抽取样本的无菌状态。
    3. 采集分析所需的血量。例如，用于血液学分析的血液应收集至 EDTA 涂层试管中，而用于血气分析的样本则应使用肝素涂层注射器采集。
    4. 采样完成后，将最初抽出的 2 mL 血液重新输注回仔猪体内，并小心地将导管重新连接至肠外营养输液管路。
  2. 颈静脉穿刺采血
    1. 将仔猪从保温箱中取出，置于仰卧位以暴露颈部区域。牢固固定仔猪以防止其移动，并确保能够安全接触颈静脉。
      注意：颈静脉穿刺可能存在出血、血肿形成以及气道受压等潜在风险。是否实施该操作应根据研究结果的科学重要性进行审慎权衡。
    2. 确定颈静脉的大致解剖位置，并用乙醇对穿刺部位进行消毒。
    3. 使用真空采血管系统进行颈静脉穿刺，并采集所需血量。例如，采集 0.2 mL 血液，并将样本储存于 4 °C，直至进行细菌涂板。
    4. 在穿刺部位施加压力，直至止血完成。然后将仔猪放回保温箱中。
    5. 继续监测仔猪是否有再出血迹象。若发生明显出血，应实施安乐死。同时需监测是否出现皮下血肿或可能影响气道的内出血。
  3. 血气测量
    1. 检查肝素化注射器中的血液样本是否存在气泡。若存在气泡，应轻柔地通过轻弹注射器将气泡排出或移除，以避免影响气体测量结果。
    2. 将样本送至血气分析仪，并按照制造商的说明进行操作。确保样本及时处理，以维持检测准确性。

7. 脓毒症判定标准与人道终点

  1. 当仔猪达到预设的败血症人道终点指标时，实施安乐死。
    注意：对于其他病理状况或医源性损伤，请参照当地伦理指南中规定的人道终点。
    1. 以血液 pH 值作为败血症的主要指标和首要人道终点。当仔猪血液 pH ≤ 7.1 时，立即实施安乐死；对于血液 pH ≤ 7.2 的仔猪，每 15–30 分钟重复一次血气检测，并监测次要人道终点。
    2. 次要人道终点包括出现弥散性血管内凝血（如瘀斑或瘀点性出血）、呼吸停止、严重嗜睡和/或对疼痛刺激无反应（通过使用解剖镊轻轻夹捏指间区域后无回缩反射来确认），一旦出现上述任一表现，无论血液 pH 值如何，均应实施安乐死。
  2. 通过肌肉注射 Zoletil 混合制剂（0.1 mL/kg）对仔猪进行麻醉。
    注意：将一管 Zoletil 50 Vet（替来他明 125 mg，唑拉西泮 125 mg）用 6.25 mL 赛拉嗪（20 mg/mL）、1.25 mL 氯胺酮（100 mg/mL）和 2.5 mL 丁丙诺啡（10 mg/mL）溶解至 10 mL。最终浓度为替来他明、唑拉西泮、赛拉嗪、氯胺酮各 12.5 mg/mL，丁丙诺啡 2.5 mg/mL。
  3. 通过检测对疼痛刺激是否产生回缩反射来确认麻醉深度是否足够（见步骤 7.1.2）。
  4. 通过心内注射过量戊巴比妥钠（3 mL/kg；400 mg/mL）实施安乐死。 
    注意：可在安乐死前使用真空采血管系统进行心内血液采样。

8. 细菌涂布与定量

  1. 使用实验期间采集的颈静脉穿刺样本以及安乐死时采集的心脏穿刺样本，定量血液中的细菌密度。
    注意：请勿使用动脉导管采集的血液，因其可能含有初始实验感染后残留的细菌，从而干扰定量结果。
    1. 为每份血液样本准备一块绵羊血琼脂平板，在平板底部标记四个象限：0、-1、-2 和 -3，并用动物编号和采样时间点标记平板。
    2. 取每份样本中的 50 µL 血液，在 1.5 mL 微离心管中加入 450 µL 无菌 PBS，制备 10-1、10-2 和 10-3 的 10 倍系列稀释液。
    3. 将相应稀释度的菌液以每点 20 µL 滴加三个点至指定象限，各点之间保持间距，避免接触或交叉污染，并防止气溶胶产生。
    4. 将平板在 37 °C 下孵育过夜，随后在 4 °C 下保存直至计数。
    5. 选择每个平板中每点约含 10 个菌落的稀释度进行计数。仅计数S. epidermidis菌落，其典型特征为白色、圆形、边缘光滑。仔细检查并记录任何形态异常的菌落，因其可能提示污染（例如采样过程中引入的污染）。使用以下公式计算每毫升菌落形成单位（CFU/mL）：
      (CFU/mL) = [(菌落数 · 稀释倍数)/(3 · 20 μL)] ·[1000μL/mL] (3)

结果

对早产仔猪进行了一项剂量-反应实验，仔猪饲养至出生后第5天（图1）。在出生后第3天，仔猪分别接受低剂量S. epidermidis（109 CFU/kg，n = 9）、高剂量S. epidermidis（5 × 109 CFU/kg，n = 9）或生理盐水对照（n = 3）的输注，并持续监测44小时。

与低剂量组相比，在给予 S. epidermidis 后，高剂量组仔猪在整个44小时的随访期间血液细菌负荷始终较高（图2A，P < 0.05）。仅高剂量组的仔猪（9只中有3只）发展为败血症，发病时间约为感染后12–15小时（图2B）。与此一致的是，与低剂量组相比，接受高剂量 S. epidermidis 的仔猪在12小时时表现出更低的血液pH值（图2C，P < 0.001），并伴有二氧化碳分压（pCO₂）显著升高（图2D，P < 0.01）。

在感染急性期（6小时），与生理盐水对照组相比，两个感染组均表现出较低的碱剩余和较高的乳酸水平，其中高剂量S. epidermidis组的变化更为显著，并持续至12小时（图2E、F，P < 0.01 – 0.05）。各组之间的血糖水平无显著差异（图2G）。

在感染后6小时，两个感染组的血液中性粒细胞数量均显著低于未感染对照组（图3A，P均＜0.001）。随着感染进程的发展，两个感染组均出现了中性粒细胞的恢复，但低剂量S. epidermidis组的恢复更为明显（图3A，P＜0.05）。实验期间，两个感染组均出现了血小板减少症；然而，与低剂量组和未感染对照组相比，高剂量S. epidermidis组的血小板计数下降更早且更为显著（图3B，P＜0.01–0.05）。与对照组相比，两个感染组在感染后6小时和12小时的血浆TNF-α、IL-6和IL-10水平均升高（图3C，P＜0.001–0.05）。在24小时时，仅高剂量S. epidermidis组的血浆TNF-α和IL-10水平仍高于未感染对照组（P＜0.05）；至44小时时，仅TNF-α水平仍维持升高（P＜0.05）。

在安乐死时，当仔猪达到人道终点或在感染后预定的44小时时间点被实施安乐死时，检测了血浆中负急性期反应物及器官损伤标志物的水平（图4A–G）。其中，仅胆固醇（一种负急性期反应物）在高剂量S. epidermidis感染组仔猪中的水平显著低于低剂量组（图4B，P < 0.05）。肝脏损伤标志物（包括丙氨酸氨基转移酶和天冬氨酸氨基转移酶）以及肾脏损伤标志物（如肌酐和血尿素氮）的平均水平在高剂量S. epidermidis感染组中均高于未感染对照组，但差异无统计学意义（图4D–G）。

早产仔猪败血症实验示意图：插管、肠外营养、表皮葡萄球菌感染。
图1：实验设计。早产仔猪在妊娠期的90%时通过剖宫产分娩。出生后第3天，仔猪经动脉内输注活的S. epidermidis，剂量分别为109或5 × 109 CFU/kg，对照组则输注生理盐水。感染后，对仔猪进行44小时的监测，并在预定时间点进行纵向血液采样。本图由Biorender.com制作。请点击此处查看此图的放大版本。

细菌感染实验；图表：细菌载量、存活率、pH、pCO2、乳酸、葡萄糖数据。
图2：动脉输注生理盐水（CON）或感染活菌后早产仔猪的血液细菌负荷、存活率及血气参数 S. epidermidis. (A密度 S. epidermidis 在感染后6、24和44小时采集的血样中。 (B生存曲线显示感染后44小时达到人道终点或计划性安乐死的时间。C–G感染后0、6、12、24和44小时的动脉血气参数。数据以均值±标准差表示。A），生存曲线（B），或包含中位数（实线）和四分位距（虚线）的小提琴点图（C–G）。每个感染组 n = 9；未感染对照组 n = 3。数据采用包含组别×时间交互作用的线性混合效应模型（A，C–G）或Cox比例风险模型（B）进行分析。*P < 0.05，**P < 0.01，***P < 0.001. 缩略语；CON = 对照；pCO2 = CO的分压2；SE = S. epidermidis. 请点击此处以查看此图的放大版本。

感染后不同时间点的细胞计数和细胞因子的小提琴图；炎症反应数据。
图3：经动脉输注生理盐水（CON）或接种活体S. epidermidis后早产仔猪体内的循环炎症标志物。（A, B）感染后6、12、24和44小时的循环中性粒细胞和血小板计数。（C）感染后6、12、24和44小时血浆中TNF-α、IL-6和IL-10的水平。数据以小提琴点图形式展示，包含中位数（实线）和四分位距IQR（虚线）（A–C）。每组感染组n = 9；未感染对照组n = 3。采用包含组别×时间交互作用的线性混合效应模型对数据进行分析（A–C）。*P < 0.05，**P < 0.01，***P < 0.001。缩写：CON = 对照；IL = 白细胞介素；SE = S. epidermidis；TNF = 肿瘤坏死因子。请点击此处查看该图的放大版本。

白蛋白、胆固醇、ALP、ALAT、ASAT、肌酐、尿素氮的箱线图；实验结果。
图4：早产仔猪经动脉输注生理盐水（CON）或接种活体 S. epidermidis（109 或 5 × 109 CFU/kg）后的血浆生化参数。（A–G）在人道终点或感染后44小时计划性安乐死时测定的白蛋白、胆固醇、ALP、ALAT、ASAT、肌酐和尿素氮（BUN）血浆水平。数据以须线图形式展示，显示完整范围（最小值至最大值）（A–G）。深紫色的单个数据点表示发展为败血症的仔猪。每组感染组 n = 9；未感染对照组 n = 3。数据采用多元线性回归模型进行分析（A–G）。*P < 0.05。缩写：ALAT = 丙氨酸氨基转移酶；ALP = 碱性磷酸酶；ASAT = 天冬氨酸氨基转移酶；BUN = 血尿素氮；CON = 对照组；SE = S. epidermidis。请点击此处查看该图的放大版本。

总量浓度
能量 7762kJ3525kJ/L
宏量营养素
氨基酸92g42g/L
脂肪66g30g/L
葡萄糖221g100g/L
微量营养素
Na64mmol29mmol/L
K48mmol22mmol/L
Mg8mmol4mmol/L
Ca4mmol2mmol/L
PO418mmol8mmol/L
SO48mmol4mmol/L
Cl93mmol42mmol/L
乙酸盐78mmol35mmol/L

表1：改良全肠外营养液的成分。 肠外营养溶液中能量、宏量营养素（氨基酸、脂肪和葡萄糖）及微量营养素的总含量与浓度。

补充图1：S. epidermidis WT-1457的生长动力学。 将细菌在脑心浸液肉汤中于37 °C、180 rpm振荡培养。随时间测定600 nm处的光密度。数据以对数尺度（A）和线性尺度（B）显示（n = 3次独立实验）。请点击此处下载该文件。

讨论

一种标准化的早产仔猪败血症模型被设计用于在符合新生儿发育不成熟临床相关条件下研究全身性细菌感染。该模型结合了对妊娠龄、复苏措施、重症监护支持、感染时机以及纵向血液采样的控制。此方法旨在弥合啮齿类动物与临床研究之间的差距。 体外 实验系统及感染新生儿中所见的复杂生理状况。重要的是，该模型已用于验证性别、低出生体重和胎龄与人类早产儿败血症敏感性之间的已知关联16,17,18.

猪作为感染研究中高度相关的大型动物模型，因其在免疫功能和生理学方面与人类具有显著相似性。先天免疫系统的关键组分，包括白细胞亚群、模式识别受体信号传导以及细胞因子反应，在猪与人类之间表现出高度对应性。新生仔猪与人类之间主要的免疫学差异在于适应性免疫应答。由于在猪的妊娠期间不存在免疫球蛋白G（IgG）的胎盘转移，新生仔猪出生时在此方面处于免疫初始状态19。同样，婴儿的B细胞在3–6个月龄之前不会发生从IgM到IgG的同型转换，而猪的B细胞则能够在出生后不久即启动IgG应答20。

在此模型系统中，通过在出生后不久即诱导感染（此时适应性免疫反应尚未发生），并经血浆输注提供母源免疫球蛋白，从而减轻了上述差异。该方法使循环IgG水平与因早产导致胎盘IgG转运中断的极早产新生儿相似17。此外，与新生小鼠（约3 g）相比，该模型出生时相对较大的体型（约800 g）进一步增强了其适用性。因此，环境因素如温度、湿度和氧张力更接近人类新生儿所经历的条件。该体型规模还使得临床级设备、侵入性监测和各种支持性治疗手段（如血管通路、呼吸支持和持续生理监测）得以应用，而这些在新生啮齿类动物模型中是不可行的。具体而言，在早产猪模型中，通过脐动脉导管建立血管通路，用于输注（如肠外营养）。尽管这与临床新生儿学中标准的静脉通路不同，但这是由于早产仔猪的解剖学限制所致：脐静脉导管极少能自发通过静脉导管，反而常错位于肝实质内21。动脉内给药提供了一条可靠且可重复的持续输注途径，避免了因脐静脉导管错位所致的高发肝坏死风险。同样，这也允许通过动脉采血进行血气分析。

通过动脉内输注活菌诱导该模型的全身感染 S. epidermidis新生儿重症监护病房中迟发性败血症的主要病因之一1,2然而，新生儿败血症可由多种不同的病原体引起，其中凝固酶阴性葡萄球菌，例如 S. epidermidis，同样被认为比其他更具毒力的病原体（如）引起的感染更轻微，且脓毒症风险更低 E. coli1,2尽管该模型使用了低毒力病原体，但观察到的临床恶化、炎症激活及生理不稳定均反映了新生儿败血症的关键特征。本研究中的未感染对照组（n = 3）在相同的重症监护条件下，作为“健康”早产仔猪生理状态的基线参照。尽管这导致了实验设计上的不平衡，但这些比较旨在反映宿主对感染的应答反应。如图所示 图2，存在明显的剂量-反应关系，随着剂量增加 S. epidermidis 剂量，与此前在出生第1天感染的仔猪中的研究结果一致22. 仅接受最高剂量的仔猪 S. epidermidis 剂量恶化至需实施安乐死的人道终点。然而，两个感染组均出现了代谢性酸中毒，同时伴有显著的呼吸性成分（pCO₂升高）₂仅在高剂量组中观察到 S. epidermidis 组。类似地，两组在感染后6小时均表现出明显的中性粒细胞减少，随后在24小时出现中性粒细胞回升，其中低剂量组的回升更为显著。两组均出现血小板减少症，并伴有血浆细胞因子和器官损伤标志物的升高，接受最高剂量的仔猪表现出更明显的反应 S. epidermidis 剂量

在早产仔猪中，出生后第1天感染S. epidermidis可引起与新生儿败血症相同的亚临床症状（代谢性酸中毒、白细胞减少、血小板减少、炎症），以及嗜睡、凝血功能障碍和补体消耗17,22,23。该感染还会导致全身能量代谢紊乱，尤其是线粒体氧化磷酸化能力下降，同时血浆蛋白质组和代谢组的改变也与新生儿败血症患者中所报道的结果相似24,25,26。此外，早产仔猪（妊娠90%）比足月出生的仔猪更容易发展为败血症17。营养成分进一步影响临床和免疫学反应。以葡萄糖为基础的全肠外营养（TPN） 促进糖酵解代谢，从而增强促炎性免疫反应，同时损害外周组织对疾病的耐受能力24,26。这些反应的综合作用与器官损伤及向败血症表型进展相关27。通过降低TPN中的葡萄糖含量，或将葡萄糖替换为其他宏量营养素（如半乳糖、生糖氨基酸或β-羟丁酸）来调节TPN组成，可减轻炎症反应并维持组织对疾病的耐受性28,29。通过TPN补充高剂量葡萄糖还会导致高血糖（≈10–20 mM）。然而，目前尚不清楚上述与糖酵解相关的炎症反应在多大程度上直接受到血糖水平升高的介导。

实验观察表明，根据出生后感染时间的不同，临床反应存在明显差异。当感染在出生后立即被诱导时，发生败血症的风险以及临床症状的严重程度均最高。在出生后第3天诱导感染则导致较轻的败血症表型，表现为诱导后前24小时内出现疾病相关行为、呼吸性和代谢性酸中毒，随后尽管器官损伤标志物升高，但仍出现临床恢复。目前尚不清楚早期与晚期诱导感染之间差异的潜在机制，这也是当前持续研究的领域。然而，在早产仔猪中，出生后前三天内肠外营养开始后的葡萄糖稳态逐渐改善，即使葡萄糖摄入量相似，高血糖也有所减轻。总体而言，通过调整感染的出生后时间和葡萄糖供给，该模型能够模拟急性重度、危及生命的败血症以及较轻表型的特征。这些调整共同使得针对特定疾病表型的靶向干预措施得以测试。通过将该模型与已建立的新生儿败血症相关评分系统（如新生儿序贯器官衰竭评估评分，nSOFA）相匹配，可进一步增强其临床适用性。本研究未实施基于实时nSOFA的评分系统，原因是无法实现心血管和血液学评分所必需的连续动脉血压监测和即时血小板计数。未来对该方案的改进可纳入经过调整的nSOFA框架，以更准确地对疾病严重程度进行分类。

尽管该模型具有较强的转化优势，但仍存在若干重要局限性。这些实验资源消耗较大，需要专门的设施和经过高度培训的人员来进行剖宫产、新生仔猪复苏、出生后饲养及早产仔猪的护理。感染实验还需两到三名经验丰富的工作人员持续进行手动监测，以确保动物福利和可靠的数据采集，而长期随访则会增加成本。与啮齿类动物模型相比，物种特异性试剂的可获得性较为有限，尤其是在免疫组织化学和流式细胞术方面，尽管许多人类抗体在经过适当验证后可成功使用。此外，猪属于远交系动物，导致窝内和窝间存在较大的生物学变异，因此需要更大的样本量才能检测出感染反应中的微小差异。虽然这种变异性增加了实验的复杂性，但也更真实地反映了临床新生儿群体中观察到的异质性，从而增强了该模型的转化相关性。总之，这一经过验证的新生儿败血症实验方案，将成为未来新生儿医学研究以及新型预防和治疗干预措施测试的有力工具。

披露

作者无任何利益冲突需要披露。

致谢

本工作得到了哥本哈根大学比较儿科学组工作人员的支持，并由诺和诺德基金会（NNF23OC0085457 和 NNF22OC0078747）资助。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
 0.1–10 μL 移液器吸头 “Optifit”赛多利斯790010
1 mL 一次性注射器（无菌）e-power150001S
1 mL注射器配25 G × 16 mm针头（无菌）B. Braun Melsungen AG9161465V
1.5 mL 离心管Eppendorf30125215
10 mL 一次性注射器（无菌）e-power150010S
100 mL 锥形瓶Duran Wheaton Kimble212162403
1000 μL 移液器赛多利斯 46880171
12 G “Intraflon 2” 针头（无菌）Vygon122.27
16 G X 40 mm “Microlance 3” 针头（无菌）Becton Dickinson300637
18 G X 40 mm “Microlance 3” 针头（无菌）Becton Dickinson303262
19 G X 40 mm “斯特里坎” 针头（无菌）B. Braun Melsungen AG466 5112
2 mL 一次性注射器（无菌）e-power150002S
2-0 70 cm 缝合线 “ Vicryl plus” （无菌）Johnson & Johnson  VCP453
20 G X 25 mm “Microlance 3” 针头（无菌）Becton Dickinson304827
20 mL 一次性注射器（无菌）e-power150020S
20 μL 移液器赛多利斯46886095
200 μL 移液器赛多利斯39486615
20G Venflon "Pro" 1.1 × 32 毫米贝克顿·迪金森393255
21 G x 25 mm 真空采血管配套采血针（无菌）Becton Dickinson301746
21 G X 40 mm “Sterican” 针头（无菌）B. Braun Melsungen AG4665643
22 G X 50 mm “Microlance 3” 针头（无菌）Becton Dickinson300094
23 G X 25 mm “Medoject” 针头（无菌）奇拉纳 T. 注射剂CH23100
25 G X 16 mm “Microlance 3” 针头（无菌）贝克顿·迪金森300600
25 G X 25 mm “斯特里坎” 针头（无菌）B. Braun Melsungen AG9186158
25 mL 塑料移液管（无菌）LP意大利有限公司162510
30 mL 一次性注射器（无菌）e-power150030S
4L 塑料冷冻袋Cater.LineABN-105004
5–350 μL 移液器吸头 “Optifit”赛多利斯790350
5 mL 一次性注射器（无菌）e-power150005S
5 mL 注射器（无菌） B. Braun Melsungen AG4617053V
50–1200 μL 移液器吸头 “Optifit”赛多利斯791200
50 mL 鲁尔锁式原装输注器注射器 B. Braun Melsungen AG8728844F-06
50 mL 离心管（无菌）Sarstedt AG 和 Co. KG62.547.254
82%乙醇 + 0.5%氯己定消毒湿巾Mediq527497
阿托品 "ATROpin" 1 mg/mLAmgros741124
医用剪刀，不锈钢，180 mmB. Braun Melsungen AGBC849R
血气分析仪 ABL90放射计994-667（服务手册）
脑心浸液肉汤（BHI/B）内部生产N.A. 市售等效产品：脑心浸液肉汤（Merck，货号 53286）
布托啡诺 "Butomidor vet" 10 mg/mLVetViva Richter53 19 43
细胞培养箱 “HeraCell 150i”赛默飞世尔科技51032719
离心机，Rotina 380 RHettich 1701
临床化学系统 “Advia 2120i”西门子医疗有限公司10488923
闭合的球果 “Combi-Stopper” （无菌）B. Braun Melsungen AG4495101
哥伦比亚琼脂 + 5% 羊血平板BioRad63784
一次性软垫，Abri-Soft classicAbena4115
Doxapram-V 20 mg/mLDechra34144/G
EDTA 3 mL 采血管（无菌）Becton Dickinson368856
气管插管（12 mm × 55 cm，150 cc），硅胶材质，带套囊MilaGVPmL-METC955
肠内喂养管 04Fr-L.40cm - 聚氯乙烯（无菌）Vygon310.04用作脐动脉导管
70% 乙醇 VWR83801.36
延伸线 “Q-Style” （无菌）Becton Dickinson385151
氧气流量计DamecaP/N 32018-00
氟马西尼 0.1 mg/mLHamelm pharmacy gmbh33659
手套, “温和肌肤” （无菌）Meditrade9021
葡萄糖 500 mg/mLFresenius Kabi469480
肝素 5000 IE/mLPanpharma482480
摇床培养箱 “新不伦瑞克 Innova 40”EppendorfM1299-0092
输液管路 “Connecta PE 管线” （无菌）Merit Medical 682192
输液管路 “Original Infusomat Line”B. Braun Melsungen AG8700036T
输液泵 A：Perfusor Space B. Braun Melsungen AG8713032U
输液泵 B：Perfusor Secura FTB. Braun Melsungen AG871822/9
输液泵 C：Perfusor CompactB. Braun Melsungen AG87139112
输液泵，Alaris Guardrails plus GH，CareFusionBecton Dickinson80023UN00-G
异氟烷 "Attane Vet" 1000 mg/mL (250 mL)ScanVet55226
氯胺酮， “Ketiminol Vet”100 mg/mL默克 & 有限公司 511519
肾形盘，不锈钢，可重复使用B. Braun Melsungen AGJG504R
喉镜 "自制装置"N.A.N.A. 刮勺，不锈钢，37 cm 长，带缠绕手电筒 "Coast, G20" 凹槽内，光线朝向较宽的一侧
利多卡因 "Xylocain" 10 mg/mL杨树44 31 22
2 mL 锂肝素采血管（无菌）Becton Dickinson368494
润滑剂Equivet180544
鲁尔接头分隔隔膜 “Q型” （无菌）Becton Dickinson385100
多向止流阀 “Discofix” （无菌）B. Braun Melsungen AG4095111
腈纶手套 “x-soft” 大ImteX1013
腈类手套 “x-soft” 培养基ImteX1012
腈基手套 “x-soft” smallImteX1011
无纺布拭子 “Mesoft”Mölnlycke156340
手术剪，不锈钢，14 cm 弯型Medshop.dk933007
手术剪，不锈钢，14 cm直型Medshop.dk933006
肠外营养，Kabiven 1900 kcal 2053mLFresenius Kabi831222221
巴斯德吸管 “Pastette”Alpha Laboratories LimitedLW4111
戊巴比妥 “安乐死动物” 400 mg/mLAlfasan88672
磷酸盐缓冲液 pH 7.4（经无菌过滤）gibco10010-023
移液控制器 “Stripettor，Ultra”康宁4099
妊娠90%阶段的母猪  中国台湾本地猪种 × 大白猪 × 杜洛克杂交计划剖宫产前2周由厂家提供  无
Propfol "B. Braun" 10 mg/mL（50 mL）B. Braun Melsungen AG17492
R 统计软件R 统计计算基金会4.5.0 版本
重复呼吸袋，0.5 升Kruuse271600
复苏器面罩McCulloch Medical 55340X
罗切斯特钳，不锈钢，14 cm 直型 Kruuse140220
S/5 Avance 麻醉系统 通用电气（Datex-Ohmeda）1009-3206-000
量程，最大容量 7.5 kgKernFOB-NL-4mL
血气分析仪用传感器盒（300次测试）血气分析仪946-010
氯化钠 9 mg/mL（50 mL）B. Braun Melsungen AG420079
表皮葡萄球菌菌种储备瑞典哥德堡大学WT-1457，PMID 28572323由中国台湾的 Xiaoyang Wang 捐赠，从败血症患者中分离获得
无菌水瓦尔比特雷克罗纳药店805541
外科覆盖物 "BUSTER" (120 x 120 cm) Kruuse141840
外科一次性手术刀 “Aesculap” （无菌）（11号）B. Braun Melsungen AG5518040
外科一次性手术刀（无菌）（23号）Kruuse140964
外科镊子，不锈钢，15 cmKruuse140732
缝合针持，不锈钢，15 cm My Medical A/S300540
缝合剪刀，不锈钢，13 cmMedshop.dk933008
T型管复苏 “Lullaby Resus Plus”通用电气 2070100-001
胶带 “Durapore”3M1538-1
温度计Geratherm Medical AGGT-195-1 快速
脐带夹Kruuse142131
Vamin 18g N/l 无电解质Fresenius Kabi15977
通风式新生儿培养箱Arrowmight定制产品（已不再提供）关键规格与性能参数：封闭式设计（60 x 40 x 28 cm），可控制湿度与温度；集成供氧系统；强制空气循环系统（通过专用进/出气口），确保持续的气体更新与稳定的旋转气流
可见分光光度计，Genesys 30 赛默飞世尔科技840-277300
涡旋混合 “实验室舞者 S040”VWR444-0020
Xysol Vet 20 mg/mLCP PharmaCP 054899
Zoletil “50 Vet” ,替来他明 25 mg/mL, 唑拉西泮 25 mg/mLVirbac 83046806

参考文献

  1. Shane, A. L., Sánchez, P. J., Stoll, B. J. Neonatal sepsis. The Lancet. 390 (10104), 1770-1780 (2017).
  2. Strunk, T., Molloy, E. J., Mishra, A., Bhutta, Z. A. Neonatal bacterial sepsis. The Lancet. 404 (10449), 277-293 (2024).
  3. Wynn, J. L., et al. Time for a neonatal-specific consensus definition for sepsis. Pediatric critical care medicine : a journal of the Society of Critical Care Medicine and the World Federation of Pediatric Intensive and Critical Care Societies. 15 (6), 523-528 (2014).
  4. Schlapbach, L. J., et al. International Consensus Criteria for Pediatric Sepsis and Septic Shock. JAMA. 331 (8), 665-674 (2024).
  5. Fleiss, N., Hooven, T. A., Polin, R. A. Can we back off using antibiotics in the NICU?. Seminars in Fetal and Neonatal Medicine. 26 (3), 101217 (2021).
  6. Strunk, T., et al. Impaired Cytokine Responses to Live Staphylococcus epidermidis in Preterm Infants Precede Gram-positive, Late-onset Sepsis. Clinical infectious diseases : an official publication of the Infectious Diseases Society of America. 72 (2), 271-278 (2021).
  7. Collins, A., Weitkamp, J. H., Wynn, J. L. Why are preterm newborns at increased risk of infection?. Archives of Disease in Childhood - Fetal and Neonatal Edition. 103 (4), F391-F394 (2018).
  8. Kowalski, G. M., Bruce, C. R. The regulation of glucose metabolism: implications and considerations for the assessment of glucose homeostasis in rodents. Am J Physiol Endocrinol Metab. 307 (10), E859-E871 (2014).
  9. Bailey, M., Christoforidou, Z., Lewis, M. C. The evolutionary basis for differences between the immune systems of man, mouse, pig, and ruminants. Veterinary Immunology and Immunopathology. 152 (1-2), 13-19 (2013).
  10. Mair, K. H., et al. The porcine innate immune system: An update. Developmental & Comparative Immunology. 45 (2), 321-343 (2014).
  11. Ezquerra, A., et al. Porcine myelomonocytic markers and cell populations. Developmental & Comparative Immunology. 33 (3), 284-298 (2009).
  12. Gerner, W., Käser, T., Saalmüller, A. Porcine T lymphocytes and NK cells – An update. Developmental & Comparative Immunology. 33 (3), 310-320 (2009).
  13. Meurens, F., Summerfield, A., Nauwynck, H., Saif, L., Gerdts, V. The pig: a model for human infectious diseases. Trends in Microbiology. 20 (1), 50-57 (2012).
  14. Pabst, R. The pig as a model for immunology research. Cell and Tissue Research. 380 (2), 287-304 (2020).
  15. Goldfarb, R. D., Dellinger, R. P., Parrillo, J. E. Porcine models of severe sepsis: emphasis on porcine peritonitis. Shock (Augusta, Ga). 24 Suppl 1 (SUPPL. 1), 75-81 (2005).
  16. Bæk, O., Ren, S., Brunse, A., Sangild, P. T., Nguyen, D. N. Impaired neonatal immunity and infection resistance following fetal growth restriction in preterm pigs. Frontiers in Immunology. 11, 1808 (2020).
  17. Bæk, O., et al. Diet Modulates the High Sensitivity to Systemic Infection in Newborn Preterm Pigs. Frontiers in Immunology. 11, 1019 (2020).
  18. Bæk, O., et al. Sex-Specific Survival, Growth, Immunity, and Organ Development in Preterm Pigs as Models for Immature Newborns. Frontiers in Pediatrics. 9, (2021).
  19. Porter, P. Transfer of immunoglobulins IgG, IgA, and IgM to lacteal secretions in the parturient sow and their absorption by the neonatal piglet. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Protein Structure. 181 (2), 381-392 (1969).
  20. Butler, J. E., et al. The piglet as a model for B-cell and immune system development. Veterinary immunology and immunopathology. 128 (1-3), 147-170 (2009).
  21. Sangild, P. T., et al. The preterm pig as a model in pediatric gastroenterology. Journal of Animal Science. 91, 4713-6359 (2013).
  22. Brunse, A., Worsøe, P., Pors, S. E., Skovgaard, K., Sangild, P. T. Oral Supplementation with Bovine Colostrum Prevents Septic Shock and Brain Barrier Disruption During Bloodstream Infection in Preterm Newborn Pigs. SHOCK. , 1 (2018).
  23. Krogh, A. K. H., Brunse, A., Thymann, T., Bochsen, L., Kristensen, A. T. Staphylococcus epidermidis sepsis induces hypercoagulability in preterm pigs. Research in veterinary science. 127, 122-129 (2019).
  24. Bæk, O., et al. Altered hepatic metabolism mediates sepsis preventive effects of reduced glucose supply in infected preterm newborns. eLife. 13, (2024).
  25. Wu, Z., et al. Regulation of host metabolism and defense strategies to survive neonatal infection. Biochimica et biophysica acta. Molecular basis of disease. 1870 (8), (2024).
  26. Muk, T., Brunse, A., Henriksen, N. L., Aasmul-Olsen, K., Nguyen, D. N. Glucose supply and glycolysis inhibition shape the clinical fate of Staphylococcus epidermidis–infected preterm newborns. JCI Insight. 7 (11), (2022).
  27. Zhong, J., et al. Reduced parenteral glucose supply during neonatal infection attenuates neurological and renal pathology associated with modulation of innate and Th1 immunity. Biochimica et biophysica acta. Molecular basis of disease. 1871 (4), (2025).
  28. Wu, Z., et al. Harnessing systemic glycolysis-TCA cycle axis to boost host defense against neonatal infection. EMBO Molecular Medicine. , (2026).
  29. Bæk, O., et al. Rethinking parenteral nutrition as supportive therapy for neonatal sepsis. Med. , (2026).

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