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方法文章

基于影像引导的经皮直接胸膜腔压力测量技术在猪模型中的应用

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DOI：

10.3791/71506

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2026年8月28日

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1Department of Anesthesia, Critical Care and Pain Medicine, Massachusetts General Hospital, Harvard Medical School, 2School of Medicine and Surgery, University of Milano-Bicocca, 3Electronics Engineering Division, Aeronautics Institute of Technology, 4Department of Medicine, Division of Respirology, University Health Network, 5Unidade de Terapia Intensiva Respiratoria, Divisao de Pneumologia, Instituto do Coracao (InCor), Hospital das Clinicas HCFMUSP, Faculdade de Medicina, Universidade de Sao Paulo, 6Department of Pathophysiology and Transplantation, University of Milan, 7Keenan Research Center, Li Ka Shing Knowledge Institute, St Michael's Hospital, Unity Health Toronto

本文内容

摘要

本方案描述了一种微创经皮技术，用于在猪体内置入前部和后部胸膜导管，从而无需开胸即可直接测量局部胸膜压力。

摘要

胸膜腔压力测量可实现更高级的生理学评估，包括将呼吸系统力学分解为肺和胸壁两部分、计算跨肺压以及量化区域性的胸膜腔压力梯度。这些信息对于优化机械通气、评估胸壁生理改变的影响以及推进肺损伤领域的转化研究至关重要。然而，目前直接测量胸膜腔压力的技术通常需要通过开胸手术经胸廓切口植入胸膜压力传感器，该方法耗时较长、风险较高，且可能影响胸壁力学特性。为克服这些局限性，我们开发了一种微创、经皮、影像引导的胸膜腔导管置入技术。该操作在麻醉并接受机械通气的猪模型上进行。在超声引导下，将Tuohy针穿刺进入胸膜腔，并注入50–100 mL氧气以建立少量人工气胸，从而分离胸膜层。随后经导丝置入9 Fr鞘管导入器，以便将带球囊导管送入前侧胸膜腔。之后将动物置于半俯卧位，并在原有气胸基础上再注入50–100 mL氧气以扩大气胸范围，继而从背部置入第二根导管。通过计算机断层扫描（CT）和生理波形追踪确认导管位置。在排出气胸、肺复张后，再次通过影像学验证导管位置。在20只动物中，16只成功实现了前侧和后侧导管置入（成功率80%），表明该操作方法具有可行性。失败案例主要源于前侧胸膜穿刺过程中意外发生的气胸，或前侧导管位置偏离目标腹侧区域。该方法为大型动物模型中直接进行区域性胸膜腔压力监测提供了一种创伤更小且可重复的技术方案。由于无需手术入路，这种经皮、影像引导的技术特别适用于在转化研究中探究呼吸力学、肺与胸壁生理学以及机械通气相关机制的实验方案。

引言

胸膜压在实验研究中被广泛用作胸壁力学的关键指标，有助于描述呼吸系统的分隔行为及其在机械通气期间与肺的相互作用1。该变量对于计算跨肺压至关重要，而跨肺压是肺应力的主要决定因素2。在肺损伤情况下，胸膜压还可用于描述呼气末力学特性，并揭示叠加压力梯度，这一现象与作用于依赖区肺组织的负荷相关3,4。这种区域性压力分布导致胸膜压和跨肺压存在腹背侧差异，在控制性机械通气期间，这种差异主要由重力负荷和肺损伤严重程度决定；而在自主呼吸或辅助通气期间，区域性的吸气肌活动可能进一步放大这种差异5。

临床上不进行直接胸膜腔压力监测，因为该操作侵入性过强，难以保证安全性。因此，食管压（Pes）通常被用作胸膜腔压力的最佳替代指标6。然而，Pes 受多种因素影响，可能降低其准确性，包括导管位置、通过 Baydur 比值评估的压力传递效率以及通气模式7。食管气囊位于一个可扩张的结构内部，其测得的信号同时受到食管壁及邻近纵隔器官的影响。导管深度或位置的轻微改变，都可能影响所测压力值或其潮汐波动幅度的大小8。此外，Pes 主要反映的是中段至背侧的胸膜腔压力，因此在肺部损伤分布不均的情况下，其对腹侧区域及整体胸膜腔环境的代表性较差9。

基于这些原因，直接胸膜腔压力测量仍是转化医学和实验生理学中的金标准方法10。已有多种设备被用于直接测量胸膜腔压力。片状胸膜传感器常用于实验模型11,12，而在某些研究中，食管球囊导管也被置入胸膜腔以直接记录胸膜腔压力13,14。尽管已有多种可用于直接测量胸膜腔压力的工具，但其置入传统上需要开胸手术或胸腔镜入路。这些方法具有侵入性，需要高级的外科技术，延长操作准备时间，并会破坏正常的胸壁力学，显著改变所研究的生理条件。

在本方法学文章中，我们介绍了一种新型经皮技术，用于将食管球囊导管置入猪的胸膜腔，以实现对局部胸膜压力的直接监测。该方法具有微创性，无需开胸手术或高级外科培训。前侧胸膜穿刺采用标准的超声引导下穿刺技术，而计算机断层扫描（CT）成像则用于确认胸膜内导丝和导管的位置，并辅助规划后侧胸膜入路。该方法可将导管置入胸膜腔的不同区域，从而实现对分隔呼吸力学的区域性评估。该技术旨在降低操作复杂性和风险，同时保留高质量的胸膜压力记录，适用于生理学及转化医学研究。

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方案

在波士顿麻省总医院机构动物护理和使用委员会批准（编号：2020I000073）后，于2025年3月至11月期间对20只体重为30–40 kg的健康约克夏猪进行了实验。

警告：本方案会人为造成气胸并使用100%氧气。操作过程中必须由接受过大型动物麻醉和胸膜腔穿刺培训的人员进行持续的生理监测，并在氧气灌注期间消除所有点火源。

1. 动物准备

  1. 使用肌肉注射替来他明-唑拉西泮（4.4 mg/kg）、赛拉嗪（2.2 mg/kg）和阿托品（0.04 mg/kg）对动物进行镇静。
  2. 建立静脉通路，并静脉给予芬太尼（2 µg/kg）和丙泊酚（2 mg/kg），以安全实施气管插管。
  3. 对动物进行气管插管，并通过观察双侧胸廓扩张、双肺呼吸音及稳定的呼气末二氧化碳波形来确认气道位置正确。
  4. 启动容量控制通气（VCV），吸入氧浓度（FiO₂）设为0.4，潮气量为10 mL/kg，呼气末正压（PEEP）为5 cmH₂O，呼吸频率为15–20次/分钟。调整呼吸频率以维持呼气末二氧化碳在35至45 mmHg之间。
  5. 在整个操作过程中持续静脉输注丙泊酚（10 mg∙kg-1∙h-1）和芬太尼（5 µg∙kg-1∙h-1），以维持持续麻醉和镇痛。在给予神经肌肉阻滞剂前，通过评估下颌松弛、眨眼反射消失、趾间或蹄部夹捏无回缩反应以及对刺激无血流动力学反应，确认麻醉深度足够。使用神经肌肉阻滞剂后，通过心率、动脉压及对操作刺激无自主神经反应等生理指标监测麻醉充分性。麻醉诱导后涂抹眼膏以防止角膜干燥。
  6. 持续监测心率、血压、血氧饱和度、呼气末二氧化碳和气道压力。尽可能将心率维持在70–140次/分钟，平均动脉压高于60 mmHg，血氧饱和度高于92%，呼气末二氧化碳维持在35–45 mmHg之间，气道峰压低于35 cmH₂O。
  7. 给予神经肌肉阻滞剂（潘库溴铵 0.1 mg∙kg-1∙h-1），并在开始胸膜腔穿刺前确认无自主呼吸活动。

2. 仪器设备准备

  1. 根据材料表中所列，准备超声引导下胸膜穿刺及导管置入所需的无菌器械。
  2. 在无菌条件下，剃除并清洁胸部前侧和后侧表面，铺无菌巾。

3. 前部经皮胸膜穿刺入路

  1. 将动物置于仰卧位，并向计划进行前侧胸膜导管插入部位的对侧轻微旋转。
  2. 使用超声识别胸骨线和膈肌圆顶。
  3. 通过超声确定膈肌圆顶位置，然后从正中线在膈肌水平向外侧移动约 5 cm，向头侧移动约 5 cm，以选定前侧穿刺点。
  4. 使用超声探头观察前侧胸膜腔。
  5. 将超声增强型Tuohy针插入所选肋间隙下位肋骨的上缘，针尖弯曲方向朝上。
  6. 在实时超声引导下，采用平面内（in-plane）技术将针推进至壁层胸膜。
  7. 在呼气末屏气操作期间，边推进针头1–2 mm边对注射器施加轻柔的正压，直至出现突然的阻力消失感，提示已进入胸膜腔。
  8. 注入约50–100 mL的100%氧气，以建立一个小的前侧人工气胸。根据胸部CT显示的气胸扩展程度和胸膜分离情况，调整最终的氧气注入量。
  9. 通过针芯插入弹簧导丝，随后拔出针头。
  10. 进行CT扫描，确认导丝正确位于因人工气胸而扩大且边界清晰的胸膜腔内。
  11. CT确认位置后，在导丝进入皮肤处做一小切口。
  12. 采用Seldinger技术，沿导丝置入9 Fr导入器。
  13. 撤出导丝，通过导入器将食管球囊导管插入前侧胸膜腔。
  14. 根据体内（in vivo）球囊压力-容积（PV）曲线15确定的最佳充盈容积充盈球囊，以确保球囊充分扩张并实现可靠的压力传导。
  15. 使用充气压力传导系统将球囊导管连接至外部差分压力传感器。
  16. 在连接导管前，将压力传感器调零至大气压，以确保压力测量的准确性。
  17. 将压力传感器连接至数据采集系统，并使用数据采集软件获取压力信号。
  18. 以1,000 Hz的采样频率采集所有压力信号，不进行额外的数字滤波。观察到稳定的压力波形后开始记录。

4. 经皮后侧胸膜穿刺入路

  1. 将动物重新置于半俯卧位，以促进胸膜腔内气体向背部迁移。
  2. 通过前方导管注入额外的 50–100 mL 100% 氧气，以扩大背部气胸并便于后方穿刺操作。
  3. 进行 CT 扫描，确认人工气胸向背部迁移，并确定最佳的后方穿刺区域。
  4. 在皮肤上标记后方穿刺点，位于棘突与腋后线之间中点处。
  5. 在选定的肋间隙下位肋骨上缘垂直插入Tuohy针，并连接空注射器进行持续抽吸。
  6. 在呼气末屏气操作期间，边持续抽吸边推进针头穿过肌层，直至抽出气体，确认已进入背部胸膜腔。
  7. 插入弹簧导丝后撤出针头。
  8. 进行 CT 扫描，确认导丝正确位于胸膜腔内，该区域因人工气胸而扩大且边界清晰。
  9. CT 确认后，在导丝进入部位做一小切口。
  10. 采用Seldinger技术，沿导丝置入9 Fr导入器。
  11. 撤出导丝，通过导入器将第二个食道球囊插入背部胸膜腔。
  12. 根据体内（in vivo）球囊压力-容积（PV）曲线确定的最佳充盈容积充盈球囊，以确保球囊充分扩张并实现可靠的压力传导。
  13. 将导管连接至差分压力换能器，并在监护仪上验证胸膜压力波形形态正确。

5. 最终定位与监测

  1. 在导管置入期间及之后，确认呼吸机参数（潮气量、吸气流速和气道压力）及血流动力学数值保持稳定。
  2. 通过后侧和前侧导入器，使用50 mL注射器轻柔抽吸胸膜腔内气体以引流气胸，直至无引流阻力为止。避免在胸膜腔内产生过大的负压。
  3. 使用胶带将两根食管球囊导管固定于皮肤，并小心移除两根9 Fr导入器，以防导管移位。
  4. 进行CT扫描以评估残余气胸情况。若存在残余气胸，将动物置于俯卧位，并在生理耐受的前提下将吸入氧浓度（FiO₂）降低至0.25，以促进氧气重吸收。
  5. 通过比较吸入与呼出潮气量并执行吸气末暂停操作，确认无气道或胸膜漏气。验证平台压稳定且气流归零。
  6. 在移除导入器后，重新评估前侧和后侧胸膜压力波形。确认预期的波形形态保持稳定；若波形发生变化，在重新评估导管位置和波形稳定性之前不得开始记录。
  7. 仅在确认气胸已排出或被吸收、通气和血流动力学稳定、无持续漏气以及胸膜压力波形稳定后，方可开始同步记录前侧和后侧胸膜压力。
  8. 调整通气参数，维持潮气量（TV）为10 mL/kg，并将呼气末正压（PEEP）从5 cmH₂O降至3 cmH₂O。稳定呼气末暂停操作期间获得呼气末胸膜压力值，如 图1所示。
  9. 每项实验方案结束时，在动物仍处于全身麻醉状态下，通过静脉注射氯化钾（7%溶液，2 mL/kg）实施安乐死。

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结果

采用经皮技术在20头猪中尝试放置胸膜导管（表1）。在17只动物中，共置入34根胸膜导管（17根前侧导管和17根后侧导管）。其中，33根导管（97%）成功到达目标胸膜区域，仅1根前侧导管进入胸膜腔但未能到达目标腹侧位置。因此，在成功置管的17只动物中，有16只实现了前侧和后侧导管的正确区域定位（94%），相当于全部20只动物中的16只（80%；95% CI，56.3%–94.3%）。

成功操作的典型胸膜腔压力波形显示，前部与后部传感器之间存在清晰且具有生理意义的差异（图1）。前部导管通常表现出明显的心脏搏动振荡，其幅度大于食管气囊所记录的振荡，反映出其更靠近心脏和纵隔的解剖位置。相比之下，后部胸膜信号几乎无心脏伪影，呼吸波形平滑，符合机械活动相对静止的依赖性胸腔区域特征。

在呼气末阻断期间，位置正确的导管显示出可重复的从背侧到腹侧的胸膜腔压力梯度。呼气末时，后部胸膜腔压力持续为正值，而前部信号则从负值到正值不等（表2

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讨论

该经皮操作方案提供了一种实用且可重复的方法，用于获取局部胸膜压力测量值，无需开胸或胸腔镜进入。操作中的多个方面对于确保导管成功置入和高质量压力记录尤为重要。

该技术的关键在于在直接的胸腔超声引导下进行前路穿刺。超声可用于清晰显示胸膜及选定的肋间隙，实时确认穿刺针的行进路径。由于操作要求在穿刺针接近胸膜表面时对其进行精确且可控的操控，因此我们采用了一种经超声增强的图伊针（Tuohy needle），以提高针尖的可视性，并最大限度降低意外穿刺肺组织或未能进入胸膜腔的风险16。

在整个进针过程中，持续观察针尖位置至关重要。因此，推荐采用平面内超声引导方法，该方法可在针头向胸膜腔推进时全程显示整个针体及针尖，从而提高操作的准确性，并降低意外刺穿肺组织的风险。

正确把握进针时机也至关重要。在呼气末屏气期间进针，可最大限度减少胸膜表面随潮式通气产生的周期性移动，从而提高操作准确性并降低与肺实质接触的发生率。

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披露

作者声明无利益冲突。

致谢

本工作由美国国立卫生研究院（NIH）资助，项目编号为R01HL177025和R01HL171199。

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材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
胶带3M Tegaderm1624W导管固定于导引器前
动物剃毛器3M Clipper9661L胸部脱毛
阿托品（注射剂）Sparhawk Laboratories 公司NDC:58005-354肌肉注射术前用药
计算机断层扫描仪 NeuroLogica Omnitom Elite PCD; 1-NL5100-060导丝/导管定位与气胸评估；
数据采集软件 ADInstrumentsLabChart Pro 8.1.31采集软件，采样频率 1000 Hz，无数字滤波
数据采集系统 ADInstrumentsML865用于胸膜压采集
差压传感器哈佛仪器 / 雨果·萨克斯73-3882用于记录胸膜压的压力传感器
一次性手术室铺巾Cardinal HealthCAT 28700-004无菌操作区准备（步骤2.1）
心电图 & 脉搏血氧监测仪迈瑞 BeneView T5生命体征监测
气管插管，7.0 毫米 Teleflex MedicalREF 5-10314气管内插管
食管球囊导管库珀外科REF 47-9005用作胸膜内压力导管（步骤2.1）
芬太尼（注射剂）HikmaNDC 0641-6030-01静脉镇痛
无菌纱布垫MedlineREF NON21430LF场地准备（步骤 2.1）
导丝 0.025" × 33 厘米Teleflex MedicalREF AW-04025针对 Seldinger 技术（步骤 2.1）
输液泵 Smiths MedicalMedfusion 4000持续麻醉给药
导引鞘，9 Fr科迪斯REF 402-609X对于胸膜内导管置入（步骤 2.1）
机械呼吸机Maquet – 洁定Servo-I，容量控制通气
眼用软膏洛迪兽医护理NDC 17033-211-38麻醉诱导后的角膜保护
氧气 100%（医用级）Airgas不适用用于可控性气胸
泮库溴铵（注射剂）Selleck ChemicalsS2497神经肌肉阻滞
聚维酮–碘溶液BICCACAT 3955-16皮肤消毒
丙泊酚（注射用）NorthStarNDC 16714-977-01诱导与维持
呼吸回路（呼吸机回路）MedlineREF NON026370标准电路
11号手术刀片Bard-ParkerREF 372611皮肤切口（步骤 2.1）
无菌铺单MedlineREF MDT2168286无菌操作区准备
无菌手套（乳胶）生物凝胶REF 31280无菌防护手套
无菌手术衣HalyardREF 95121无菌手术衣
10 毫升注射器MedlineREF SYR110010用于抽吸/注射（步骤 2.1）
50 mL 注射器BDREF 309680对于胸腔空气抽吸（步骤 2.1）
替来他明–唑拉西泮（注射剂）威隆NADA 71805-06Telazol；肌肉注射镇静
回声增强型18G Tuohy针 × 100 毫米PajunkREF 521185-31C进行胸腔穿刺（步骤2.1）
超声探头 (Butterfly iQ+)蝴蝶网络950-20002-00配合 iPad 版 Butterfly iQ 应用程序使用（步骤 2.1）
超声软件/应用 蝴蝶网络 Butterfly iQ 2.46；iPad 11 iPadOS 26Butterfly iQ 平板电脑应用程序
赛拉嗪（注射剂）Cronus PharmaLLC

参考文献

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