本方案描述了一种微创经皮技术，用于在猪体内置入前部和后部胸膜导管，从而无需开胸即可直接测量局部胸膜压力。
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摘要
摘要
胸膜腔压力测量可实现更高级的生理学评估，包括将呼吸系统力学分解为肺和胸壁两部分、计算跨肺压以及量化区域性的胸膜腔压力梯度。这些信息对于优化机械通气、评估胸壁生理改变的影响以及推进肺损伤领域的转化研究至关重要。然而，目前直接测量胸膜腔压力的技术通常需要通过开胸手术经胸廓切口植入胸膜压力传感器，该方法耗时较长、风险较高，且可能影响胸壁力学特性。为克服这些局限性，我们开发了一种微创、经皮、影像引导的胸膜腔导管置入技术。该操作在麻醉并接受机械通气的猪模型上进行。在超声引导下，将Tuohy针穿刺进入胸膜腔，并注入50–100 mL氧气以建立少量人工气胸，从而分离胸膜层。随后经导丝置入9 Fr鞘管导入器，以便将带球囊导管送入前侧胸膜腔。之后将动物置于半俯卧位，并在原有气胸基础上再注入50–100 mL氧气以扩大气胸范围，继而从背部置入第二根导管。通过计算机断层扫描（CT）和生理波形追踪确认导管位置。在排出气胸、肺复张后，再次通过影像学验证导管位置。在20只动物中，16只成功实现了前侧和后侧导管置入（成功率80%），表明该操作方法具有可行性。失败案例主要源于前侧胸膜穿刺过程中意外发生的气胸，或前侧导管位置偏离目标腹侧区域。该方法为大型动物模型中直接进行区域性胸膜腔压力监测提供了一种创伤更小且可重复的技术方案。由于无需手术入路，这种经皮、影像引导的技术特别适用于在转化研究中探究呼吸力学、肺与胸壁生理学以及机械通气相关机制的实验方案。
引言
胸膜压在实验研究中被广泛用作胸壁力学的关键指标，有助于描述呼吸系统的分隔行为及其在机械通气期间与肺的相互作用1。该变量对于计算跨肺压至关重要，而跨肺压是肺应力的主要决定因素2。在肺损伤情况下，胸膜压还可用于描述呼气末力学特性，并揭示叠加压力梯度，这一现象与作用于依赖区肺组织的负荷相关3,4。这种区域性压力分布导致胸膜压和跨肺压存在腹背侧差异，在控制性机械通气期间，这种差异主要由重力负荷和肺损伤严重程度决定；而在自主呼吸或辅助通气期间，区域性的吸气肌活动可能进一步放大这种差异5。
临床上不进行直接胸膜腔压力监测，因为该操作侵入性过强，难以保证安全性。因此，食管压（Pes）通常被用作胸膜腔压力的最佳替代指标6。然而，Pes 受多种因素影响，可能降低其准确性，包括导管位置、通过 Baydur 比值评估的压力传递效率以及通气模式7。食管气囊位于一个可扩张的结构内部，其测得的信号同时受到食管壁及邻近纵隔器官的影响。导管深度或位置的轻微改变，都可能影响所测压力值或其潮汐波动幅度的大小8。此外，Pes 主要反映的是中段至背侧的胸膜腔压力，因此在肺部损伤分布不均的情况下，其对腹侧区域及整体胸膜腔环境的代表性较差9。
基于这些原因，直接胸膜腔压力测量仍是转化医学和实验生理学中的金标准方法10。已有多种设备被用于直接测量胸膜腔压力。片状胸膜传感器常用于实验模型11,12，而在某些研究中，食管球囊导管也被置入胸膜腔以直接记录胸膜腔压力13,14。尽管已有多种可用于直接测量胸膜腔压力的工具，但其置入传统上需要开胸手术或胸腔镜入路。这些方法具有侵入性，需要高级的外科技术，延长操作准备时间，并会破坏正常的胸壁力学，显著改变所研究的生理条件。
在本方法学文章中，我们介绍了一种新型经皮技术，用于将食管球囊导管置入猪的胸膜腔，以实现对局部胸膜压力的直接监测。该方法具有微创性，无需开胸手术或高级外科培训。前侧胸膜穿刺采用标准的超声引导下穿刺技术，而计算机断层扫描（CT）成像则用于确认胸膜内导丝和导管的位置，并辅助规划后侧胸膜入路。该方法可将导管置入胸膜腔的不同区域，从而实现对分隔呼吸力学的区域性评估。该技术旨在降低操作复杂性和风险，同时保留高质量的胸膜压力记录，适用于生理学及转化医学研究。
方案
在波士顿麻省总医院机构动物护理和使用委员会批准（编号：2020I000073）后，于2025年3月至11月期间对20只体重为30–40 kg的健康约克夏猪进行了实验。
警告：本方案会人为造成气胸并使用100%氧气。操作过程中必须由接受过大型动物麻醉和胸膜腔穿刺培训的人员进行持续的生理监测，并在氧气灌注期间消除所有点火源。
1. 动物准备
- 使用肌肉注射替来他明-唑拉西泮（4.4 mg/kg）、赛拉嗪（2.2 mg/kg）和阿托品（0.04 mg/kg）对动物进行镇静。
- 建立静脉通路，并静脉给予芬太尼（2 µg/kg）和丙泊酚（2 mg/kg），以安全实施气管插管。
- 对动物进行气管插管，并通过观察双侧胸廓扩张、双肺呼吸音及稳定的呼气末二氧化碳波形来确认气道位置正确。
- 启动容量控制通气（VCV），吸入氧浓度（FiO₂）设为0.4，潮气量为10 mL/kg，呼气末正压（PEEP）为5 cmH₂O，呼吸频率为15–20次/分钟。调整呼吸频率以维持呼气末二氧化碳在35至45 mmHg之间。
- 在整个操作过程中持续静脉输注丙泊酚（10 mg∙kg-1∙h-1）和芬太尼（5 µg∙kg-1∙h-1），以维持持续麻醉和镇痛。在给予神经肌肉阻滞剂前，通过评估下颌松弛、眨眼反射消失、趾间或蹄部夹捏无回缩反应以及对刺激无血流动力学反应，确认麻醉深度足够。使用神经肌肉阻滞剂后，通过心率、动脉压及对操作刺激无自主神经反应等生理指标监测麻醉充分性。麻醉诱导后涂抹眼膏以防止角膜干燥。
- 持续监测心率、血压、血氧饱和度、呼气末二氧化碳和气道压力。尽可能将心率维持在70–140次/分钟，平均动脉压高于60 mmHg，血氧饱和度高于92%，呼气末二氧化碳维持在35–45 mmHg之间，气道峰压低于35 cmH₂O。
- 给予神经肌肉阻滞剂（潘库溴铵 0.1 mg∙kg-1∙h-1），并在开始胸膜腔穿刺前确认无自主呼吸活动。
2. 仪器设备准备
- 根据材料表中所列，准备超声引导下胸膜穿刺及导管置入所需的无菌器械。
- 在无菌条件下，剃除并清洁胸部前侧和后侧表面，铺无菌巾。
3. 前部经皮胸膜穿刺入路
- 将动物置于仰卧位，并向计划进行前侧胸膜导管插入部位的对侧轻微旋转。
- 使用超声识别胸骨线和膈肌圆顶。
- 通过超声确定膈肌圆顶位置，然后从正中线在膈肌水平向外侧移动约 5 cm，向头侧移动约 5 cm，以选定前侧穿刺点。
- 使用超声探头观察前侧胸膜腔。
- 将超声增强型Tuohy针插入所选肋间隙下位肋骨的上缘，针尖弯曲方向朝上。
- 在实时超声引导下，采用平面内（in-plane）技术将针推进至壁层胸膜。
- 在呼气末屏气操作期间，边推进针头1–2 mm边对注射器施加轻柔的正压，直至出现突然的阻力消失感，提示已进入胸膜腔。
- 注入约50–100 mL的100%氧气，以建立一个小的前侧人工气胸。根据胸部CT显示的气胸扩展程度和胸膜分离情况，调整最终的氧气注入量。
- 通过针芯插入弹簧导丝，随后拔出针头。
- 进行CT扫描，确认导丝正确位于因人工气胸而扩大且边界清晰的胸膜腔内。
- CT确认位置后，在导丝进入皮肤处做一小切口。
- 采用Seldinger技术，沿导丝置入9 Fr导入器。
- 撤出导丝，通过导入器将食管球囊导管插入前侧胸膜腔。
- 根据体内（in vivo）球囊压力-容积（PV）曲线15确定的最佳充盈容积充盈球囊，以确保球囊充分扩张并实现可靠的压力传导。
- 使用充气压力传导系统将球囊导管连接至外部差分压力传感器。
- 在连接导管前，将压力传感器调零至大气压，以确保压力测量的准确性。
- 将压力传感器连接至数据采集系统，并使用数据采集软件获取压力信号。
- 以1,000 Hz的采样频率采集所有压力信号，不进行额外的数字滤波。观察到稳定的压力波形后开始记录。
4. 经皮后侧胸膜穿刺入路
- 将动物重新置于半俯卧位，以促进胸膜腔内气体向背部迁移。
- 通过前方导管注入额外的 50–100 mL 100% 氧气，以扩大背部气胸并便于后方穿刺操作。
- 进行 CT 扫描，确认人工气胸向背部迁移，并确定最佳的后方穿刺区域。
- 在皮肤上标记后方穿刺点，位于棘突与腋后线之间中点处。
- 在选定的肋间隙下位肋骨上缘垂直插入Tuohy针，并连接空注射器进行持续抽吸。
- 在呼气末屏气操作期间，边持续抽吸边推进针头穿过肌层，直至抽出气体，确认已进入背部胸膜腔。
- 插入弹簧导丝后撤出针头。
- 进行 CT 扫描，确认导丝正确位于胸膜腔内，该区域因人工气胸而扩大且边界清晰。
- CT 确认后，在导丝进入部位做一小切口。
- 采用Seldinger技术，沿导丝置入9 Fr导入器。
- 撤出导丝，通过导入器将第二个食道球囊插入背部胸膜腔。
- 根据体内（in vivo）球囊压力-容积（PV）曲线确定的最佳充盈容积充盈球囊，以确保球囊充分扩张并实现可靠的压力传导。
- 将导管连接至差分压力换能器，并在监护仪上验证胸膜压力波形形态正确。
5. 最终定位与监测
- 在导管置入期间及之后，确认呼吸机参数（潮气量、吸气流速和气道压力）及血流动力学数值保持稳定。
- 通过后侧和前侧导入器，使用50 mL注射器轻柔抽吸胸膜腔内气体以引流气胸，直至无引流阻力为止。避免在胸膜腔内产生过大的负压。
- 使用胶带将两根食管球囊导管固定于皮肤，并小心移除两根9 Fr导入器，以防导管移位。
- 进行CT扫描以评估残余气胸情况。若存在残余气胸，将动物置于俯卧位，并在生理耐受的前提下将吸入氧浓度（FiO₂）降低至0.25，以促进氧气重吸收。
- 通过比较吸入与呼出潮气量并执行吸气末暂停操作，确认无气道或胸膜漏气。验证平台压稳定且气流归零。
- 在移除导入器后，重新评估前侧和后侧胸膜压力波形。确认预期的波形形态保持稳定；若波形发生变化，在重新评估导管位置和波形稳定性之前不得开始记录。
- 仅在确认气胸已排出或被吸收、通气和血流动力学稳定、无持续漏气以及胸膜压力波形稳定后，方可开始同步记录前侧和后侧胸膜压力。
- 调整通气参数，维持潮气量（TV）为10 mL/kg，并将呼气末正压（PEEP）从5 cmH₂O降至3 cmH₂O。稳定呼气末暂停操作期间获得呼气末胸膜压力值，如 图1所示。
- 每项实验方案结束时，在动物仍处于全身麻醉状态下，通过静脉注射氯化钾（7%溶液，2 mL/kg）实施安乐死。
结果
采用经皮技术在20头猪中尝试放置胸膜导管（表1）。在17只动物中，共置入34根胸膜导管（17根前侧导管和17根后侧导管）。其中，33根导管（97%）成功到达目标胸膜区域，仅1根前侧导管进入胸膜腔但未能到达目标腹侧位置。因此，在成功置入导管的17只动物中，有16只实现了前侧和后侧导管的正确区域定位（94%），相当于全部20只动物中的16只（80%；95% CI，56.3%–94.3%）。
成功操作的典型胸膜腔压力波形显示，前部与后部传感器之间存在清晰且具有生理意义的差异（图1）。前部导管通常表现出明显的心脏振荡，其幅度大于食管气囊所记录的振荡，反映出其更靠近心脏和纵隔的解剖位置。相比之下，后部胸膜信号几乎无心脏伪影，呼吸波形平滑，符合机械活动相对静止的依赖性胸腔区域特征。
在呼气末阻断期间，位置正确的导管显示出可重复的从背侧到腹侧的胸膜腔压力梯度。呼气末时，后部胸膜腔压力持续为正值，而前部信号则从负值到正值不等（表2）。测得的压力梯度为2至7 cmH₂O，与麻醉状态下机械通气猪模型中预期的重力依赖性跨壁压力分布相符。
共有四项操作（20%）被归类为不成功。在三只动物中，经前侧胸膜穿刺并放置导丝后，由于CT成像显示出现无法控制的气胸，操作被中止；气胸是因意外穿刺肺实质所致，表明肺-胸膜贴合丧失，无法可靠测量胸膜腔压力。因此，这些动物未进行导管置入及压力波形评估。另一次不成功的操作是由于导管前侧置入位置偏离目标区域：球囊虽进入胸膜腔，但未到达目标腹侧区域，导致所记录波形缺乏预期的前-后压力梯度。
CT成像结果证实了生理学发现。在成功置管的案例中，球囊导管位于预期的胸膜腹侧或背侧区域，并紧贴壁层胸膜（图2）。在位置偏差且未成功的案例中，CT显示导管位于目标区域以外的胸膜腔内。在实验方案完成后，尸检进一步确认了导管的位置及胸膜的解剖定位（图3）。
总体而言，这些结果表明，当实现区域定位时，经皮技术能够可靠地获得可解读的胸膜压力信号，且波形形态和CT成像均可作为判断操作成功或失败的实用指标。
图1：气胸排出后的胸膜腔和气道压力波形。 在容量控制通气期间，同步记录气道压（红色）、食管压（蓝色）、前部胸膜压（橙色）和后部胸膜压（青色）信号。阴影区域标记了用于提取呼气末压力值的呼气末暂停阶段。后部压力曲线显示心源性波动较小且呼气末压力值较高，而前部曲线则显示更明显的心脏搏动干扰和较低的呼气末压力。在暂停期间，后部与前部胸膜压之差代表垂直方向的胸膜压力梯度。缩写：cmH₂O = 厘米水柱。请点击此处查看该图的放大版本。
图2：胸膜导管置入位置的计算机断层扫描确认。 黄色箭头指示位于腹侧胸膜区的前部导管，红色箭头指示位于背侧胸膜区的后部导管。显示了受试者P1和P2的横断面（左、中）和矢状面（右）计算机断层扫描图像。图像采集于导管置入后、人工气胸完全排出前。随后通过引流后肺复张及生理压力波形稳定来确认记录准备就绪。导管成功置入的定义为导管位于预期的前部或后部胸膜区域，且波形形态符合要求。缩写：CT = computed tomography。 请点击此处查看该图的放大版本。
图3：胸腔导管置入位置的死后解剖学确认。 在实验方案结束时进行的胸部检查确认了胸膜腔内导管的位置。黄色圆圈标示前部胸膜导管，绿色圆圈标示后部胸膜导管。请点击此处查看该图的放大版本。
| 结果分类 | 动物数量 (n = 20) | 百分比 (%) | 95% 置信区间 (%) | 描述 |
| 前部和后部放置成功 | 16 | 80% | 56.3–94.3 | 腹侧和背侧导管均准确置于目标区域 |
| 位于胸膜腔但位置偏离目标 | 1 | 5% | 0.1–24.9 | 前部导管位于胸膜腔内，但未在目标区域 |
| 因无法控制的气胸导致手术失败 | 3 | 15% | 3.2–37.9 | 由于CT成像显示无法控制的气胸，在导丝置入后中止操作 |
表1：20只实验动物的手术结果。 该表格报告了每项结果类别、动物数量及百分比、95%置信区间以及描述。缩写：CI = 置信区间。
| 受试者 | 前部呼气末压力 (cmH₂O) | 后部呼气末压力 (cmH₂O) | 垂直梯度 (cmH₂O) |
| 1 | -1.2 | 2.5 | 3.7 |
| 2 | -0.2 | 3.1 | 3.3 |
| 3 | -3.0 | 3.0 | 6.0 |
| 4 | 1.6 | 4.9 | 3.3 |
| 5 | 0.1 | 4.5 | 4.4 |
| 6 | -1.7 | 3.2 | 5.0 |
| 7 | 4.1 | 6.4 | 2.3 |
| 8 | -1.2 | 5.6 | 6.8 |
| 9 | -0.8 | 4.7 | 5.5 |
| 10 | 1.1 | 5.7 | 4.7 |
| 11 | -1.1 | 6.1 | 7.2 |
| 12 | -0.9 | 6.5 | 7.4 |
| 13 | -1.6 | 2.8 | 4.4 |
| 14 | 0.3 | 3.5 | 3.1 |
| 15 | 0.6 | 3.6 | 3.0 |
| 16 | 0.1 | 2.9 | 2.8 |
| 均值 | -0.2 | 4.3 | 4.5 |
| 标准差 | 1.6 | 1.4 | 1.6 |
| 范围 | -3.0–4.1 | 2.5–6.5 | 2.3–7.4 |
表2：呼气末胸膜压的前部和后部数值及其形成的垂直梯度。 梯度值通过后部压力减去前部压力计算得出。测量在容积控制通气模式下进行，潮气量为10 mL/kg，呼气末正压为3 cmH₂O。缩写：PEEP = 呼气末正压；VCV = 容积控制通气。
| 问题 | 可能原因 | 识别标准 | 纠正措施 |
| 人工气胸排气不完全 | 导管置入后胸膜腔内残留氧气，肺复张不完全 | CT 显示持续存在的残余气胸或胸膜贴合不全；尽管呼吸波动仍存在，但胸膜腔绝对压力值不可靠 | 若生理状况允许，将吸入氧浓度（FiO₂）降至 0.25，将动物置于俯卧位，并等待 30 分钟以促进氧气吸收。在记录压力前重复 CT 成像，确认气胸缩小及肺复张 |
| 失控性气胸 | 胸膜穿刺过程中意外刺破肺实质 | CT 显示大量或失控性气胸；肺复张不完全；呼吸机显示漏气或呼吸力学不稳定 | 不得继续进行压力记录。若无法获得可靠的胸膜腔压力测量值，应将该操作归类为失败 |
| 导管偏离目标位置 | 导丝或导管向侧方推进，偏离预定的腹侧或背侧胸膜区域 | CT 显示导管位于目标区域以外的胸膜腔内；压力波形缺乏预期的前后差异或垂直压力梯度 | 如可行，重新调整导管位置。若无法到达目标区域，应将导管置入归类为次优或失败 |
| 异常胸膜压力波形 | 导管位置不当、球囊充盈不足、导管与胸膜贴合不良、连接处漏气或传感器/调零错误 | 波形呈直线、噪声过大、缺乏呼吸波动、压力绝对值非生理范围，或前后区域预期的波形形态缺失 | 检查所有连接及传感器调零情况。确认球囊充液量。通过影像重新评估导管位置，并在记录前重复波形评估 |
| 持续存在气道或胸膜漏气 | 穿刺导致肺实质损伤，或穿刺后持续存在气道与胸膜腔之间的交通 | 吸入与呼出潮气量之间存在差异；平台压不稳定；吸气暂停期间气流未能回到零值 | 停止数据采集。重新评估呼吸机力学参数及影像学表现。仅在漏气消失且气道与胸膜压力波形恢复稳定后方可继续操作 |
| 拔除导入器后导管移位 | 拔除导入器过程中导管移动，或导管未妥善固定于皮肤 | 拔除导入器后波形形态改变；前侧缺失预期的心脏搏动波形；后侧缺失平滑的呼吸波形；CT 显示导管位置改变 | 在拔除导入器前使用胶带将导管牢固固定于皮肤。拔除导入器后重新评估波形形态。若怀疑导管移位，应通过 CT 确认位置 |
| 无法抽吸到气体 | 人工气胸内的气体已从导入器尖端移开 | 抽拉注射器活塞时未抽出气体，且抽吸过程中产生负压 | 尝试使用较小容量的注射器进行抽吸。若仍无效，进行 CT 成像以确定气体积聚位置，并相应调整动物体位，使气体靠近导入器尖端 |
表3：经皮胸膜导管置入及压力记录的故障排除指南。 常见问题与可能原因、识别标准及纠正措施一一对应。缩写：CT = 计算机断层扫描；FiO₂ = 吸入氧浓度。
讨论
该经皮操作方案提供了一种实用且可重复的方法，用于获取局部胸膜压力测量值，无需开胸或胸腔镜进入。操作中的多个方面对于确保导管成功置入和高质量压力记录尤为重要。
该技术的关键在于在直接的胸腔超声引导下进行前路穿刺。超声可用于清晰显示胸膜及选定的肋间隙，实时确认穿刺针的行进路径。由于操作要求在穿刺针接近胸膜表面时对其进行精确且可控的操控，因此我们采用了一种经超声增强的图伊针（Tuohy needle），以提高针尖的可视性，并最大限度降低意外穿刺肺组织或未能进入胸膜腔的风险16。
在整个进针过程中，持续观察针尖位置至关重要。因此，推荐采用平面内超声引导方法，该方法可在针头向胸膜腔推进时全程显示整个针体及针尖，从而提高操作的准确性，并降低意外刺穿肺组织的风险。
正确把握进针时机也至关重要。在呼气末屏气期间进针，可最大限度减少胸膜表面随潮式通气产生的周期性移动，从而提高操作准确性并降低与肺实质接触的发生率。
通过使用纯氧建立气胸，以促进任何未被注射器抽吸清除的残余气体的吸收。由于动物通气时的吸入氧浓度（FiO₂）低于1.0，氧气在胸膜腔与肺泡之间形成扩散梯度，从而实现气体吸收17。该方法可最大限度降低残余胸膜腔内气体对压力测量造成干扰的风险。注入氧气体积应足以分离胸膜层，便于导丝和导入器的安全推进，同时避免人为气胸不必要的扩大。导管置入完成后，在进行压力测量前必须将注入的氧气完全抽出。
正确的体位摆放对于实现后侧入路至关重要。将动物旋转至半俯卧位，可使胸膜腔内的氧气积聚区域向后移动，从而通过盲穿方式进入背侧胸膜腔，其穿刺方法与前侧穿刺相同，均采用Seldinger技术。充分的体位旋转是确保氧气积聚区域向背侧移位的关键。若旋转不足，可能导致后部胸膜层无法有效分离，即使借助CT规划穿刺点，导丝的推进仍会更加困难。
导管置入后，必须验证系统的完整性。通过比较吸入和呼出的潮气量并执行吸气末暂停操作，确认无气道或胸膜漏气。平台压稳定且流量恢复至零，表明不存在持续漏气，胸膜通路未与气道形成持续性连通。此外，应评估压力波形形态，以确认导管功能正常及位置正确。由于前部记录位置靠近心脏和纵隔，预期会显示更明显的心脏振荡；而后部记录通常呈现更平滑的呼吸波形，心脏干扰最小。这些心脏振荡属于预期的生理现象，而非信号伪影，因此支持导管前部位置正确。在拔除导入器之前，应使用胶带将导管牢固固定于皮肤，以最大限度降低移位风险。在清除人工气胸并移除导入器后，应重新评估压力波形，确认波形形态未发生变化，从而排除操作最后阶段发生导管移位的可能。这些检查步骤符合机械通气及监测的基本原则18。最常见的技术问题、可能原因、识别标准及纠正措施的简明故障排除指南见表3。
该方法的一个重要优势在于可通过经皮途径获取胸膜腔通路，而无需打开胸腔。当微创方法能够达到相同的实验目的时，通常更受青睐，因为它们可减轻操作负担，并避免对解剖结构造成不必要的损伤19。在此猪模型中，经皮技术可能缩短准备时间、避免开胸手术，并有助于保持胸壁的原有力学特性，尽管尚未与基于开胸的方法进行正式比较。
然而，该方法仍存在若干局限性。导管置入的成功与否依赖于操作者的技术水平，要求操作者具备胸腔超声、经皮胸膜穿刺及塞丁格技术的经验。在胸膜穿刺过程中意外刺破肺实质是导致操作失败的主要原因，因为由此引发的气胸会妨碍后续导管的置入。可靠的压力测量还取决于球囊的适当充盈。球囊充盈不足或过度充盈均可能影响压力测量结果，因此在数据采集前确定最佳充盈容积至关重要。与所有直接胸膜压力测量技术一样，胸膜压力仅能反映导管所在位置的压力，因而代表的是局部胸膜力学特性，而非整个胸膜腔的压力分布。尽管在操作结束时会抽吸注入的氧气，但在无影像学检查的情况下无法直接确认是否完全清除。因此，胸膜腔内可能残留未被发现的氧气，进而影响胸膜绝对压力的测量值。尽管存在这些限制，在成功置管的情况下，所获得的动态胸膜压力信号仍具有生理学上的可解释性。
总体而言，本方案提供了一种简单、微创且具有生理学基础的技术，可用于转化模型中获取区域性胸膜压力测量值。其经皮通路和区域性压力信号使其适用于研究跨肺压力、区域性压力分布以及呼吸力学的更广泛方面。
披露
作者声明无利益冲突。
致谢
本工作由美国国立卫生研究院（NIH）资助，项目编号为R01HL177025和R01HL171199。
材料
| 姓名 | 公司 | 目录编号 | 评论 |
|---|---|---|---|
| Adhesive Tape | 3M Tegaderm | 1624W | Catheter fixation before introducer |
| Animal Clipper | 3M Clipper | 9661L | Thoracic hair removal |
| Atropine (Injectable) | Sparhawk Laboratories inc. | NDC:58005-354 | Intramuscular premedication |
| Computed tomography scanner | NeuroLogica | Omnitom Elite PCD; 1-NL5100-060 | Guidewire/catheter position and pneumothorax assessment; |
| Data acquisition software | ADInstruments | LabChart Pro 8.1.31 | Acquisition Software at 1,000 Hz without digital filtering |
| Data acquisition system | ADInstruments | ML865 | For pleural pressure acquisition |
| Differential pressure transducer | Harvard Apparatus / Hugo Sachs | 73-3882 | Pressure transducer for pleural pressure recording |
| Disposable OR towel | Cardinal Health | CAT 28700-004 | Sterile field preparation (Step 2.1) |
| ECG & pulse oximetry monitor | Mindray | BeneView T5 | Vital Parameters monitoring |
| Endotracheal tube, 7.0 mm | Teleflex Medical | REF 5-10314 | Endotracheal Intubation |
| Esophageal balloon catheter | Cooper Surgical | REF 47-9005 | Used as intrapleural pressure catheter (Step 2.1) |
| Fentanyl (injectable) | Hikma | NDC 0641-6030-01 | IV analgesia |
| Gauze pads (sterile) | Medline | REF NON21430LF | Site preparation (Step 2.1) |
| Guidewire 0.025" × 33 cm | Teleflex Medical | REF AW-04025 | For Seldinger technique (Step 2.1) |
| Infusion pump | Smiths Medical | Medfusion 4000 | Continuous anesthetic delivery |
| Introducer sheath, 9 Fr | Cordis | REF 402-609X | For intrapleural catheter insertion (Step 2.1) |
| Mechanical Ventilator | Maquet – Getinge | Servo-I, Volume-controlled ventilation | |
| Ophtalmic ointment | Lodi Veterinary Care | NDC 17033-211-38 | Corneal protection after anesthesia induction |
| Oxygen 100% (medical grade) | Airgas | N/A | For controlled pneumothorax |
| Pancuronium (injectable) | Selleck. Chemicals | S2497 | Neuromuscular blockade |
| Povidone–Iodine Solution | BICCA | CAT 3955-16 | Skin antisepsis |
| Propofol (injectable) | NorthStar | NDC 16714-977-01 | Induction and maintenance |
| Respiratory circuit (ventilator circuit) | Medline | REF NON026370 | Standard circuit |
| Scalpel No. 11 | Bard-Parker | REF 372611 | For skin incision (Step 2.1) |
| Steril Drape | Medline | REF MDT2168286 | Sterile field preparation |
| Sterile gloves (latex) | Biogel | REF 31280 | Sterile protective gloves |
| Sterile gown | Halyard | REF 95121 | Sterile surgical gown |
| Syringes 10 mL | Medline | REF SYR110010 | For aspiration/injection (Step 2.1) |
| Syringes 50 mL | BD | REF 309680 | For pleural air aspiration (Step 2.1) |
| Tiletamine–zolazepam (Injectable) | Virbac | NADA 71805-06 | Telazol; intramuscular sedation |
| Tuohy needle, echogenic 18G × 100 mm | Pajunk | REF 521185-31C | For pleural puncture (Step 2.1) |
| Ultrasound probe (Butterfly iQ+) | Butterfly Network | 950-20002-00 | Used with Butterfly iQ App for iPad (Step 2.1) |
| Ultrasound software/application | Butterfly Network | Butterfly iQ 2.46; iPad 11 iPadOS 26 | Butterfly iQ app for iPad |
| Xylazine (Injectable) | Cronus Pharma | LLC |
参考文献
- Dornhorst AC, Leathart GL. A method of assessing the mechanical properties of lungs and air-passages. Lancet. 1952;260(6725):109-11.
- Rezoagli E, Laffey JG, Bellani G. Monitoring lung injury severity and ventilation intensity during mechanical ventilation. Semin Respir Crit Care Med. 2022;43(3):346-68.
- Gattinoni L, et al. Regional effects and mechanism of positive end-expiratory pressure in early adult respiratory distress syndrome. JAMA. 1993;269(16):2122-7.
- Spina S, et al. The pleural gradient does not reflect the superimposed pressure in patients with class III obesity. Crit Care. 2024;28(1):306.
- Yoshida T, et al. Spontaneous effort causes occult pendelluft during mechanical ventilation. Am J Respir Crit Care Med. 2013;188(12):1420-7.
- Akoumianaki E, et al. The application of esophageal pressure measurement in patients with respiratory failure. Am J Respir Crit Care Med. 2014;189(5):520-31.
- Restivo A, et al. Impact of Baydur ratio correction on the reliability of esophageal pressure measurement. J Appl Physiol (1985). 2026. doi: 10.1152/japplphysiol.00364.2026.
- Hedenstierna G. Esophageal pressure: benefit and limitations. Minerva Anestesiol. 2012;78(8):959-66.
- Milic-Emili J, Mead J, Turner JM, Glauser EM. Improved technique for estimating pleural pressure from esophageal balloons. J Appl Physiol. 1964;19(2):207-11.
- Cherniack RM, Farhi LE, Armstrong BW, Proctor DF. A comparison of esophageal and intrapleural pressure in man. J Appl Physiol. 1955;8(2):203-11.
- Terzi N, et al. Comparison of pleural and esophageal pressure in supine and prone positions in a porcine model of acute respiratory distress syndrome. J Appl Physiol (1985). 2020;128(6):1617-25.
- Yoshida T, et al. Esophageal manometry and regional transpulmonary pressure in lung injury. Am J Respir Crit Care Med. 2018;197(8):1018-26.
- Bastia L, et al. Role of positive end-expiratory pressure and regional transpulmonary pressure in asymmetrical lung injury. Am J Respir Crit Care Med. 2021;203(8):969-76.
- Katira BH, et al. Positive end-expiratory pressure, pleural pressure, and regional compliance during pronation: an experimental study. Am J Respir Crit Care Med. 2021;203(10):1266-74.
- Mojoli F, et al. In vivo calibration of esophageal pressure in the mechanically ventilated patient makes measurements reliable. Crit Care. 2016;20:98.
- Lichtenstein D. Lung ultrasound in the critically ill. Curr Opin Crit Care. 2014;20(3):315-22.
- Northfield TC. Oxygen therapy for spontaneous pneumothorax. BMJ. 1971;4(5779):86-8.
- Bellani G, editor. Mechanical Ventilation from Pathophysiology to Clinical Evidence. Springer International Publishing; Cham; 2022.
- Roberts ME, et al. British Thoracic Society guideline for pleural disease. Thorax. 2023;78(11):1143-56.
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