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一种用于监测大鼠运动期间心肺适应性的夹套式遥测方法

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DOI：

10.3791/71616

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2026年9月25日

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1TIMC CNRS, UMR 5525, Vet Agro Sup, Grenoble INP, Universite Grenoble Alpes, 2Etisense SAS

本文内容

摘要

这种非侵入式夹克式遥测方案可实现对大鼠运动过程中心肺和运动适应的同步监测。通过避免手术植入，该方法可在同一批动物中重复进行生理学测量，为运动生理学研究与教学提供了一种可靠的工具。

摘要

心肺适应性的评估 运动过程中的生理监测不仅对于研究身体训练的生理适应至关重要，而且对于临床前研究也必不可少，因为静息状态下的测量可能掩盖潜在的生理现象。然而，传统的临床前方法，如手术植入遥测装置或密闭舱室，存在诸多限制。为克服这些局限，本文介绍一种无需手术的遥测夹克系统方法，可实现大鼠在强制跑台运动期间同步监测心率（HR）、呼吸频率（RespR）和活动量（AL）。本方案采用两阶段适应性训练流程，以确保动物具备良好的跑步表现并保障数据完整性：第一阶段为适应佩戴集成有呼吸感应体积描记传感器和体表心电图电极的遥测夹克；第二阶段为为期2周（每周5天）的跑台运动适应训练。我们详细阐述了设备操作流程及关键的质量控制步骤，包括实时信号验证，以最大限度减少动物应激，确保获得可靠且低噪声的生理数据。同时提供典型信号示例，帮助使用者在运动实验及其他实验情境下获取高质量数据。若正确实施，本方案可在跑台速度高达40 cm·s⁻¹的条件下实现稳定监测。⁻1，从而可量化心率（HR）、呼吸率（RespR）和活动水平（AL）相对于基线的变化。 通过避免外科手术干预，该方案严格遵循“3R”原则（减少、优化、替代）的伦理准则。尽管所提供的技术侧重于运动研究，但其在多个领域具有潜在应用价值，包括全面的心肺功能表征、动物操作训练、福利监测，以及生理学、药理学或教育领域。

引言

建立能够深入揭示运动生理学动态特征的模型，在训练与运动表现、疾病预防及康复等多个领域均具有重要意义。在与运动相关的各种生理效应中，理解心脏和呼吸功能的适应性变化，是制定针对性和个体化训练/康复方案的关键环节，无论是在运动科学（训练/表现）还是临床（预防/康复）背景下均至关重要。因此，持续解析心肺功能对运动适应的机制十分必要。为此，包括啮齿类动物在内的动物模型目前已广泛应用于旨在研究运动对心肺功能影响的临床前研究中。这些模型不仅可用于评估运动引起的心肺适应性变化1，而且对于研究静息状态下可能被掩盖的潜在病理生理现象也至关重要2,3。然而，在运动过程中获取可靠的生理数据仍面临重大的技术挑战。为了确保所采集数据具有生理学意义，数据获取过程应尽可能无创。理想情况下，监测过程不应干扰受试者或动物的正常活动，且测量结果不应受到运动伪影的干扰。目前，在临床前研究中，尚无任何单一测量设备能够完全满足这些基本要求。

此外，理想的设备应遵循指导临床前动物研究的“3R”伦理原则（减少、优化、替代）4。这些原则，结合当前科研与教学中使用动物的社会经济背景，凸显了开发能够更高效、更负责任地使用动物的研究工具和实验模型的迫切需求。为此，可穿戴设备与传感器的开发与应用显得尤为重要。

目前，可用于直接评估啮齿类动物心脏和呼吸功能的主要方法由于实际限制，在运动实验方案中难以有效应用。例如，无束缚式全身体积描记室被公认为是一种准确且无创的方法，可用于对清醒动物进行长期、重复的呼吸功能测量5。尽管该方法在静息状态下可提供可靠的测量结果，但主动运动会产生压力伪影和信号噪声，从而影响运动过程中呼吸数据的解读。同样，植入式遥测技术已被确立为研究自由活动啮齿类动物心脏功能的金标准6，可用于监测心电图（ECG）和血流动力学参数2,7。然而，该技术存在重要限制，主要与传感器和发射器的外科植入手术相关。特别是术后疼痛以及手术伤口或植入装置本身造成的功能障碍，必须通过适当的护理方案加以管理6,8,9。近年来，越来越多的研究聚焦于非侵入性方法。例如，已有研究采用外部佩戴的心电遥测设备用于豚鼠10、基于无接触多普勒的呼吸活动检测设备11或可穿戴生物传感器12。然而，这些监测技术目前仍局限于概念验证阶段，尚需进一步开发才能实现大规模应用。 Jacketed遥测系统通常作为犬或灵长类等大型动物心肺功能评估的一种非侵入性解决方案13,14，近年来已被适配应用于实验大鼠15,16,17和幼年小型猪18。如图1A–F所示，该系统由一种非侵入性、低约束的无线电设备组成，设备固定于动物所穿的背心中，可结合体表心电图（ECG）监测心脏活动、通过呼吸感应体积描记法（RIP）评估呼吸功能，并利用加速度计检测运动活动。先前的研究已证明，与侵入性方法相比，该系统能够有效监测心肺功能变量15,16。最近，该系统作为补充性的非手术监测手段，在多种研究背景下得到应用报道，包括在社交化条件下进行药理学评估17,19或心脏疾病模型研究20。

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图1： 带夹套遥测系统主要组件示意图。（A）安装在适配管上的带传感器夹套，（B）用于心电图监测的Ag/AgCl电极贴片，（C）用于数据采集和传输的无线发射器，（D）穿戴夹套和发射器的实验动物，（E）用于数据存储及运行遥测软件的数据采集系统，（F）通过以太网电缆连接的计算机，通过网页用户界面（UI）显示遥测软件。 请点击此处查看该图的放大版本

基于先前的评估研究21和适应性实验方案22，本文提出的方案采用一种经过优化的无创方法，利用带夹克式遥测系统，可在大鼠进行递增负荷运动期间同步监测心率、呼吸频率和运动活动。

方案

所有实验均遵循欧洲（L276-33 2010/63/EU）和法国（AGRG1231951D）关于实验动物保护与使用的法规进行。本研究的体内实验程序已获得法国高等教育与研究部认证的格勒诺布尔阿尔卑斯大学伦理委员会#012批准，批准编号分别为APAFIS#31347-2021042914221915 v2和APAFIS #52237-2024112821304952 v5。

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图2： 实验方案概览。 （A）包括适应期和运动期的完整实验流程。时间安排仅供参考，应根据实验过程中实时观察结果和动物实际适应情况作出调整。值得注意的是，可在“动物设施适应”阶段使动物适应操作处理。（B）典型的运动实验方案，包括设备稳定期60分钟、在跑台上静息3分钟后记录基线数据、热身阶段、递增负荷运动阶段以及恢复阶段。数据采集分析时段以浅红色方框标出。所示速度梯度仅为建议值，应根据具体的动物模型和实验目标进行调整。请点击此处查看该图的放大版本。

1. 动物模型

  1. 使用来自经批准供应商的大鼠，在常规笼具中以每对一组进行饲养，适应饲养条件（1 bar；24 °C；40–70% 湿度；12 小时光照/黑暗循环）一周，自由获取食物和水，并提供环境丰富化物品（筑巢材料、啃咬物、纸板隧道）。
  2. 对动物进行个体标记（在尾巴上用墨水标记）。

2. 仪器操作步骤

  1. 毛发去除：每只动物操作时间1–2分钟
    1. 每周修剪动物的毛发一次，以确保成功记录心电图。
    2. 为尽量减少实验当天的应激和麻醉影响，可在实验前一天进行此操作；也可在实验当天进行。
    3. 方法A（可选麻醉）：给予气态麻醉混合物（1.5–5% 异氟烷、20% 氧气和空气），并将大鼠置于腹卧位（腹部朝下躺卧）。
    4. 将麻醉时间控制在最短，通常为2–5分钟，仅足以完成毛发修剪。
    5. 仔细修剪背部和侧胸部的毛发（图 3A），使用断尾钳，并用墨水标记尾巴。
      注意：停止麻醉后，通常在5–10分钟内即可完全恢复并恢复行走能力。
    6. 确保动物达到此状态后，再将其放回其饲养笼中。
    7. 方法B（不使用麻醉）：或者，手动固定大鼠，仅在完成毛发修剪所需的最短时间内进行，通常少于2 min。
    8. 牢固但轻柔地固定动物，避免对胸腔施加过大压力。
    9. 仔细修剪背部和侧胸部的毛发（图3A），使用剪毛器修剪，并用墨水标记尾部。
      注意：如果动物出现严重痛苦的迹象，应立即释放，并允许其恢复一段时间后再尝试该操作。使用此方法时，建议由另一人协助。
    10. 用水清洁剪毛区域，以去除大鼠产生的皮脂’皮肤并确保该区域完全干燥。用纱布擦干该区域。
  2.  动物实验设备：每只动物操作时间 3–5 分钟
    注意：以下步骤概述了为动物穿戴背心、传感器及遥测装置的过程，旨在尽量减少对动物的物理束缚。
    1. 根据动物的体重、性别和具体品系，参照制造商提供的选型图表和尺寸表选择合适的背心尺寸23.
    2. 小心地将装有仪器的夹克放在夹克安装工具上（注意不要损坏传感器和电缆）。
    3. 将背包放置在安装工具顶部的凹槽处图4A）。将拟合工具置于其矩形底座上（图4B）并将大鼠置于最宽的开口端（漏斗入口侧）前（图4C).
    4. 如果大鼠不愿通过适配工具，可通过在出口前方放置 enrichment 隧道或其饲养笼来激励动物。
    5. 一旦动物的头部从另一侧露出且前爪可见时：用一只手握住大鼠和适配工具；另一只手引导前爪分别穿过背心前部的每个孔洞，以正确固定并牢固地将背心安装在动物身上图 4D).
    6. 轻轻将套管沿动物身体向下滑动，同时逐渐撤出适配工具，并让动物完全穿过工具朝出口方向移出。
    7. 确保背心正确就位，无皮肤褶皱，并根据背心合身验证建议确认尺寸合适。
    8. 如有需要，应更换为合适尺寸的外套。即使调整尺寸后仍无法安全或舒适穿戴的动物，应从研究中排除。
    9. 当动物到达适配工具的预定位置时，若使用了动机元件，则应将其从动物的视野中移除。
      注意：这将防止大鼠继续穿过该工具。
    10. 将大鼠放置于实验台后，解开背包图4E）并展开夹克（图4F).
    11. 将带有红色（正极）贴片的 ECG Ag/AgCl 电极从背心左侧标有红色十字的开口插入图4G），并将黑色（阴性）电极插入右侧孔中。
    12. 将黑色（阴性）电极置于右前肢后方，红色（阳性）电极置于剪毛区域内的左侧胸壁外侧，在肋间胸带下方，以形成II导联连接图3B，C).
    13. 使用注射器和导管将心电图凝胶（0.1 至 0.3 mL）精确涂于每个电极的黑色斑点处。轻轻按压，使电极完全贴附于动物皮肤图4H).
    14. 连接所用传感器（体积描记法/心电图电极）至发射器，并将遥测发射器和电池包放置于动物背部的背包中（图4I–J).
    15. 将夹克背部向下折叠，以保护电子设备/电缆，减少摩擦并确保其安全。将背包向大鼠背部方向折叠（覆盖在已折叠的夹克上），并使用钩子将其固定在夹克的远端/后部。图4K).
      注意：电极插入后，需在电极上涂抹凝胶，以防止电极穿过套件开孔时发生滑动。不建议预先涂抹凝胶，因为这会降低摩擦力，导致电极精确定位变得困难得多。
  3. 信号采集启动与信号质量验证
    1. 将遥测系统放置在与记录相同的房间内（距离不超过10米），并保持直接视线接触，理想情况下将设备置于动物上方或与动物同一水平面上。
    2. 启动系统并打开遥测软件。
    3. 根据制造商的操作程序开始采集24检查心电图和呼吸信号的质量，并进行必要的调整（参见 图5).

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图3： 麻醉大鼠的体位示意图。（A）背部及胸部侧面区域，指示应去除毛发的部位（步骤2.1）：1）虚线表示去除毛发区域的最小上界；2）双头箭头表示剪毛区域的最小长度。（B）推荐的II导联电极放置位置，黑色（负极）电极置于右前肢后方，红色（正极）电极置于剪毛区域内的左侧胸壁，位于肋间胸带下方。（C）I导联电极放置位置，显示电极水平横跨胸部，红色（正极）置于左前肢后方，黑色（负极）置于右前肢后方。在大鼠中，II导联配置通常可获得最高的QRS波幅以及最清晰的P波分辨效果。请点击此处查看该图的放大版本。

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图4： 为大鼠装配背心、电极和电子设备的逐步操作流程（第2节）。（A-B）将背心套在适配管上。（C-D）引导动物穿过适配管并进入背心内。（E-F）解开背包搭扣，展开背心。（G）将带有红色（正极）贴片的心电图电极从背心左侧开口插入，该开口标有红色十字，并注入0.1至0.3 mL导电凝胶。（H）轻柔按摩，使电极完全贴附于动物皮肤。（I-J）将所用传感器（体积描记/心电图电极）连接至发射器，并将其放入背袋中。（K）使用红色搭扣固定背包。请点击此处查看该图的放大版本。

3. 设备移除与储存流程​持续时间 - 每只动物1分钟

  1. 将大鼠放置在实验台上或用手握住。从背包上取下挂钩，展开背心的背部以接触卡槽和电极，小心将其取下。
  2. 从背包中取出发射器-电池组件，并断开该组件上的电缆连接。
  3. 将前爪从开口中取出，在握住带背包的背心的同时，让大鼠向前移动。
  4. 操作完成后，重新盖上电极的塑料保护盖，防止凝胶干燥。检查电缆传感器；若背心损坏或磨损，应及时更换。在将背心存入独立收纳袋前，应使其完全干燥。
  5. 使用无酒精消毒剂和擦拭布清洁硬件，确保所有部件完全干燥。断开发射器与电池的连接，以防放电。
    注意：若背心尺寸仍适合动物体重且传感器未受损，则可在同一动物上重复使用（详见讨论部分的相关内容）。

4. 遥测背心穿戴适应性训练

注意：实验环节按照以下步骤进行组织。

  1. 按照文中详述的步骤为动物配备设备 "动物实验设备" 部分
  2. 确保夹克合身且舒适。开始记录，然后将动物放回其饲养笼中。
  3. 在第一次适应日，限制动物佩戴设备的时间为数小时。频繁进行临床检查以监测动物状况’处于该状态。逐渐增加动物每日佩戴设备的时间。
  4. 若未观察到不适迹象，可逐步降低观察频率。持续此过程，直至适应时间达到研究预设的目标记录时长。
  5. 停止记录，并按照推荐的操作流程移除动物身上的设备。检查所记录数据的质量，并评估动物状况。’在将其送回饲养室之前，评估其恢复情况和整体健康状况。
    注意：上述步骤提供了一个标准框架，可根据具体研究需求进行调整。

5.  跑台运动适应

  1. 根据前文所述的“动物装备”部分为动物装配设备。开始记录。
  2. 将动物放回其笼子，进行60分钟的装备后稳定期，以确保在按照先前 established 的建议完成背心安装后，动物生理状态完全稳定17,18,19。
  3. 将动物转移至静止的跑步机上，等待3分钟。以5或10 cm·s-1的初始低速阶段开始，持续1.5分钟。
  4. 使动物经历跑步速度的逐级增加，每2分钟增加5 cm·s-1，并在早期阶段使用跑步机的电刺激（典型强度为0.2 mA）促使动物奔跑。
  5. 运动结束后，将动物放回其笼子。等待30分钟后，再拆除动物的装备。
  6. 在2周内重复此跑步机运动适应性训练方案，每周5天，逐步增加跑步速度和运动持续时间。
    注意：该过程的总时长应从适应性训练首日的5分钟逐渐增加至末日的25分钟。
  7. 监测动物达到的跑步速度以及受到电刺激的次数，以在为期2周的适应性训练期间调整运动强度和持续时间。
  8. 作为人道终点，若动物受到的电刺激次数达到10次，或累计电刺激时间达到10秒，则终止该次实验。将动物放回其笼子，并通过肉眼观察其行为表现。
    注意：一只佩戴背心式遥测系统的 rats 在跑步机上奔跑的代表性图像见于 图6。

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图5： 信号质量验证期间典型的ECG和呼吸信号轨迹（步骤2.3）。 ECG以500 Hz/24位采样，呼吸容积以200 Hz/32位采样。（A）图表显示高质量ECG信号（P波、QRS波群、T波清晰，噪声低，3秒窗口内幅度> 0.5 mV）。（B）图表显示高质量呼吸信号（静息状态下呼吸周期清晰，20秒窗口，幅度> 0.5 arb.u.）。（C）图表显示低质量ECG信号（存在强干扰，如50/60 Hz噪声且幅度> 0.5 mV，基线漂移，或QRS波群过小/平坦，1.5秒窗口）。（D）图表显示低质量呼吸信号（基线漂移严重，幅度> 5 arb.u.，影响识别，12秒窗口）。呼吸信号反映通过呼吸电感体积描记法（RIP）测量的胸腹周长的相对变化；由于本方案未进行容积校准，因此以任意单位（arb.u.）表示。 请点击此处查看该图的放大版本。

6. 三角形方案期间的生理监测

  1. 根据前文所述的“动物装备”部分为动物配备设备。开始记录，并在动物回到饲养笼后等待其生理状态稳定（建议：60 分钟），随后在跑台中静息 3 分钟，再进行基线（BL）测量（图 2B）。
  2. 在运动测试开始前，让动物以低速进行 5 分钟（5 cm·s-1）的适应性热身。
  3. 使动物依次经历多个速度阶段，通常为 10、20、30 和 40 cm·s-1，每个阶段持续 5 分钟。
  4. 运动结束后，将动物连同设备一起放回饲养笼，以便在恢复期间持续监测其心脏和呼吸功能。
    注意：用于评估最大速度的典型运动方案为三角形方案。该方案每 5 分钟逐步增加速度（例如，从 10 增至 40 cm·s-1 最大值），参考自 Qin et al.25。速度阶段的选择，包括阶段数量及其具体范围，必须根据实验者的实验目标和所需生理应激程度进行调整。

7. 生理变量记录与数据分析

  1. 为动物配备带护套的遥测装置，并使用遥测软件监测多种变量，包括但不限于：心率（HR），以每分钟心跳次数（bpm）表示，由心电图（ECG）记录计算得出；呼吸频率（RespR），以每分钟呼吸次数（brpm）表示；或活动水平（AL） mG.  
  2. 在恢复期结束后停止记录。
    注意： mG 对应于 figure-protocol-5  并定义为 figure-protocol-6 与 figure-protocol-7加速度的动态分量。
  3. 遵循先前已验证的方法21，其中自动化工作流程已被证明可在无需人工干预的情况下获得可靠的生理数据。
  4. 检查遥测软件中RR间期（85 ms至6 s）和呼吸周期持续时间（0.15至10 s）的排除阈值是否设置得足够宽，以确保实现完全自动化的数据清洗流程，无需手动编辑，从而减少操作者依赖性决策。
  5. 检查信号质量，如有需要，在软件中调整检测参数，以优化特定动物的周期检测，而无需手动编辑单个周期.
  6. 每只动物每10秒对变量取平均值，并以均值报告结果 ± 扫描电镜。在遥测软件中标记感兴趣的特定时间段。
  7. 将基线定义为将动物放置于跑步机上后3分钟静息期的最后30秒，此时运动活动水平低于10 mG。
  8. 运动方案中，标记每个成功完成的速度等级的最后30秒数据。排除任何未完成等级及其后续所有等级的数据。
    注意：排除失败的层级会导致在较高速度阶段样本量逐步减少。

结果

“代表性结果”部分所述结果来自20只成年Wistar大鼠（雄性；250–400 g）。

图5 展示了从静息动物记录的典型高质量与低质量遥测信号之间的差异。 图 5A 和 图 5B 展示……的示例 高高质量数据。心电图（ECG）在 图 5A 质量较高，P波、QRS波群和T波/波形清晰可辨，基线漂移和电源干扰极小。同样，呼吸信号在 图5B 表现出预期的质量，具有清晰、分辨良好的呼吸周期。相反地， 图5C 和 图 5D 显示低质量信号的示例。质量较差的 ECG 在 图 5C 其特征是具有较高的电干扰，例如 明显的50/60 Hz工频干扰或显著的基线漂移。信号还表现出振幅减低或缺失的波形（微小或平坦的QRS波），使得心脏周期的准确分离变得困难。质量较差的呼吸信号在 图 5D 同样存在基线漂移严重和呼吸周期信号减弱的问题，即使在动物状态稳定时，也会严重阻碍对呼吸周期的可靠识别。

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图6： Wistar大鼠运动时的照片（步骤6）。大鼠在单道跑台上运动（跑台速度 = 20 cm·s-1），并穿戴遥测背心、电极和电子设备。请点击此处查看该图的放大版本。

数据如图所示 图7A–C 已在四只雄性Wistar大鼠上获取数据，大鼠到达时体重介于330至340 g之间，年龄为10周。大鼠连续5天（第1天至第5天）穿戴遥测背心。每次实验包括为动物装备背心，随后在饲养笼内进行3小时记录。通过人工视频分析，识别与生理变化相关的行为。

前两次适应阶段引发了更明显的应激反应，表现为佩戴设备后第一小时内心率（HR）（介于400至500 bpm之间）和呼吸频率（RespR）升高。这种生理激活的高峰期与通过摄像机观察到的强烈探索行为（如嗅探、频繁直立）和理毛行为相吻合。相反，若操作正确，此前描述的为期3–5天的适应方案应可减弱这种初始刺激反应。

在适应期的第三天，心率和呼吸率恢复到基线水平的速度更快，在佩戴后约35分钟分别稳定在约350次/分钟和100次/分钟。

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图7： 连续适应日内的生理稳定情况（步骤4）。 各图显示了佩戴遥测背心后1小时内的心率（HR；bpm）(A)、呼吸频率（RespR；brpm）(B) 和活动水平（AL；mG）(C)。数据来自连续5天的适应期（n=4；雄性，独立队列）。数据以每5分钟计算的均值 ± 标准误表示。粗线突出显示了首次适应日（紫色圆形标记）和最后一次适应日（绿色三角形标记）。请点击此处查看该图的放大版本。

结果来自两组成功完成跑台适应程序的八只大鼠。这些动物被纳入由不同研究人员进行的两个独立实验中。在第一组（第1组；蓝色线条）中，所有动物均能够穿着夹克以最高30 cm·s-1的速度跑步，其中8只动物中有7只达到了40 cm·s-1的最高速度，且未达到电击次数上限。相反，在第二组（第2组；橙色线条）中，8只动物中有7只在20 cm·s-1时被迫停止，因其已达到人道伦理终点标准，即接受了10次电击。

图8展示了两个组别的个体示例。大鼠0的运动实验方案提前终止，其恢复期始于跑步机停止时，此时该动物尚未完成20 cm·s-1速度阶段。相反，大鼠1成功完成了整个运动实验方案，在跑步机运动开始后初期出现生理指标上升，随后表现出逐渐的生理适应。这种适应特征表现为心率（图8A）、呼吸频率（图8B）和活动水平（图8C）在不同速度阶段中逐步升高，并在成功完成40 cm·s-1阶段前持续维持较高的生理活动水平。当跑步机停止后，恢复阶段开始，表现为心率（图8A）、呼吸频率（图8B）和活动水平（图8C）下降，并逐渐恢复至基线水平。

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图8： 三角形运动方案期间个体生理反应（步骤6）。 各图显示了两名受试大鼠的（A）心率（HR；bpm）、（B）呼吸频率（RespR；brpm）和（C）活动水平（AL；mG）：大鼠1（雄性）完成了最大速度阶段，表明训练充分；大鼠0（雄性）在20 cm·s-1速度阶段停止活动。实线表示动物跑步期间，虚线表示跑台运动停止后的恢复期。热身阶段指跑台启动后、正式测试开始前以5 cm·s-1速度持续5分钟的阶段。数据以每30秒计算的平均值表示。 请点击此处查看该图的放大版本。

如图9所示，第1组的基线测量值在跑步机上记录为：心率（HR）395±14 bpm，呼吸频率（RespR）177±15 brpm，活动水平（AL）15±2 mG。监测设备测得跑步机启动相对于基线引起的初始生理升高为：HR（+26%，+101 bpm）（图9A），RespR（+46%，+82 brpm）（图9B），以及 AL（+1210%，+189 mG）（图9C）。第1组在跑步机速度为40 cm·s-1时运动引起的生理升高测量值为：HR（+28%，+110 bpm）（图9A），RespR（+71%，+126 brpm）（图9B），以及 AL（+2839%，+443 mG）（图9C），与基线（BL）相比。第2组记录到相似的基线值：HR 为 399±18 bpm，RespR 为 150±15 brpm，AL 为 11±3 mG。监测设备测得该组运动至20 cm·s-1时引起的生理升高为：HR（+23%，+90 bpm），RespR（+81%，+122 brpm），以及 AL（+1555%，+171 mG），与基线相比。由于仅有一只动物达到更高的速度阶段，因此未对该组更高速度下的数值进行比较（图9D）。

尽管存在这些差异，两组在跑步机使用初期均表现出心率、呼吸频率和活动水平的显著升高，随后随着跑步机速度的增加，这些参数均呈进行性且相似程度的上升。

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图9： 不同独立实验组的生理参数及恢复情况。 各图显示了在三角形方案（步骤6）的强制运动速度阶段及随后的恢复阶段中，（A）心率（HR；bpm）、（B）呼吸频率（RespR；brpm）和（C）活动水平（AL；mG）的变化。数据来自两组独立实验（由不同研究人员在不同时间进行），其中第1组（蓝色；n = 8只雄性动物）和第2组（橙色；n = 8只雄性动物）。（D）完成速度阶段的动物数量。除D图以动物计数表示外，其余数据均以均值±标准误（SEM）表示。请点击此处查看该图的放大版本。

讨论

本方案介绍了一种简单、非侵入性的方法，用于监测啮齿动物在递增负荷运动测试期间心肺系统的适应性25。这种方法不仅对研究运动生理学特别相关，而且对于旨在揭示在静息状态下可能不明显的、由病理模型引起的功能改变的方案也具有重要意义2,3。

尽管本方案设计便于实施，但必须特别注意选择合适的背心尺寸。对背心和跑步机的适应阶段是最关键的步骤。此外，在开始记录前检查信号质量至关重要。为确保数据可靠性，这些不同环节可能需要调整或故障排除。以下将详细说明这些检查点。

夹克合身性验证

如果动物在适应期内设法挣脱了马甲，或表现出不适，请重新检查其合身度，参照制造商的尺寸建议23，以确保选择了正确的尺寸。如果可以为动物穿上马甲，但仍对其合身度存疑，可尝试将一根手指伸入马甲与动物肩部之间，检查胸部绑带是否过度压迫动物身体。手指应能轻松穿过，并且在轻轻拉伸马甲时，织物应保持柔软。如果插入手指困难或感觉到织物施加了过大压力，则应取下马甲，因为动物很可能正受到压迫。相反，过大的马甲在穿上后无法长时间保持在原位，动物很容易将其挣脱。即使能穿上过大的马甲，它也往往会向后滑到肩胛骨后方。如果马甲发生哪怕轻微的移动，动物都可能将爪子穿过其外缘，最终将整个装置挣脱。

适应 &；夹克试穿

适应期是最大限度减少实验当日应激的关键步骤。事实上，即使是非侵入性操作或常规处理也可能诱发短暂的应激反应26,27。适应期使动物和实验操作者都能熟悉流程，并使动物能逐步适应遥测设备（约15 g）的额外重量，该重量在推荐体重范围内成年大鼠体重的10%以下。

虽然本方案采用了五天的适应期，但这仅为一个指示性时长，可根据需要进行调整。实际上，图 7A–C 中的结果显示，稳定 1 小时后记录的心率、呼吸频率和活动水平值在三天后趋于稳定，这证实了先前成功采用三天方案的研究17,19,21。无论如何，在一次适应期内，心功能和呼吸功能未能正常化，应被视为动物不适的强烈指标，从而表明适应不充分。如果无论马甲是否合身都出现这种现象，强烈建议检查大鼠的环境和饲养条件，以消除潜在的压力源28,29。此外，必须区分由接触陌生情境主要诱发的短暂行为（例如试图啃咬马甲或分泌卟啉（红泪））26，与持续不愿穿戴马甲的行为，后者情况较为罕见。在前一种情况下，这些行为的频率应随着适应过程的推进而降低，表明动物逐渐接受了该操作。在后一种情况下，对穿戴马甲的抵触不会减弱，反复接触可能构成负强化。在本文介绍的实验中，16 只大鼠中仅有一只在适应第一天试图啃咬马甲，且此行为在后续阶段未被观察到。虽然所有动物最终都耐受马甲，但仍存在特定个体可能持续拒绝穿戴的情况，此时需将其排除。

跑台适应与三角方案

尽管 所提出的习惯化方案被广泛采用。30,31两次独立实验得出的对比结果，反映了不同个体及群体间反应的自然变异性。尽管接受了相同的标准化适应训练，第二组在较低速度阶段即达到伦理允许的冲击极限，表明其未能充分适应以达到目标运动速度。值得注意的是，在20 cm·s⁻¹速度下，第二组的平均心率高于第一组。⁻1 尽管基线值相似，但该阶段的心率反应存在差异，这可能反映了应激反应增强、心血管适能较低或个体变异性；然而，有限的样本量（在此速度之后，第2组仅n=1）排除了任何明确的解释。 这强调了在适应期进行持续监测的必要性，以便动态调整方案，并考虑导致实验间变异性的环境因素或群体特异性特征。为确保充分准备，应在整个适应期跟踪每只动物在十天内的进展及所接受的电击次数，从而能够基于对个体在增量测试中向目标最大速度进展的定期重新评估来调整方案。作为一般性指标，动物通常需要前两到三次训练来适应低速（低于10–20 cm·s⁻¹）的跑台跑步。⁻1），然后逐渐耐受更高的速度（20–30 cm/s⁻1) 在中间阶段（第3至6天）期间。到最终的适应阶段结束时，适应良好的动物应能持续维持目标速度（约40厘米/秒）。⁻1) 在第十天前完成全部时长的训练，且未达到电击限制。建议进行一次预测试增量训练，以验证每只动物达到目标速度的能力。此步骤可作为最终检查，为未能满意完成适应期的动物延长适应时间。最终，确保适应训练保持在次最大强度至关重要；它们不应构成体能训练，也不应影响后续递增负荷测试中的表现。30,31此处同时呈现两种结果并非方法学上的失败，而是有意为之，旨在为用户提供一个实际实践中可能出现的反应范围的真实示例。本方案具有双重目的：使动物适应设备，并识别那些无法完成规定运动的个体。尽管已发表报告中常不提及“非跑动者”，但文献表明超过10%的大鼠可能无法完成适应训练。32因此，应尽早识别这些个体并将其排除在研究之外。鉴于动物可能因不配合跑步机训练或拒绝穿戴夹克而被排除，建议每个队列额外纳入一至两只动物，以维持具有统计学效力的样本量。

信号质量

另一个常见的故障排除场景涉及处理记录信号质量差的问题（如图 6“代表性结果”所示）。如果心电图质量在 2–3 分钟后（凝胶在皮肤与电极之间建立良好接触所需的时间）仍然不佳，可以采取以下纠正措施：1. 检查干扰：确保没有皮肤褶皱、马甲褶皱或毛发再生干扰电极接触。2. 改善导电性：轻轻按摩电极上方的皮肤。如有必要，直接在电极粘合面中心的黑点上涂抹额外的导电凝胶。3. 检查设备：仔细检查电极和导线是否有任何损坏迹象，如果信号质量持续不佳或出现明显损坏，请考虑更换电极。如果呼吸感应体积描记信号有噪声，首先检查马甲尺寸和内部缝制传感器的完整性。如果尺寸不合适或传感器损坏，必须更换马甲，因为这是恢复信号质量的唯一有效解决方案。与基线记录相比，在较高速度下，由于运动引起的机械噪声表现为基线漂移和运动伪影增加，整体信号质量可能会下降。这些伪影的影响及相应的缓解策略已在其他文献中详细描述21。

本研究采用啮齿动物专用背心，在跑步机递增负荷运动期间进行多模态生理评估（心功能、通气功能和活动记录）。既往研究已证实，该设备在评估心功能16,33,34和通气功能15方面获得的结果与有创方法相当，后者被视为金标准。然而，这些有创方法大多通常无法与自由活动动物进行的运动方案兼容。唯有使用植入式遥测传感器（综述见35）才能使此类实验成为可能。但植入这些传感器需要进行大范围手术，可能因术后疼痛、手术伤口位置或设备体积引起的 discomfort 而损害动物福利，并最终可能改变动物的表型或运动能力8,9,36。在此背景下，在调查期间保持动物的躯体完整性是本方法的一大优势。此外，虽然专用代谢跑步机能够测量耗氧量（figure-discussion-1）和二氧化碳产生量（figure-discussion-2），但它们无法提供心功能或呼吸功能的直接功能指标。本方案中使用的外部遥测系统与此类设备兼容，通过有效补充这些方法可获取的终点指标，弥补了这一不足。最后，尽管跑步机速度常被用作递增负荷运动期间机械功的替代指标，但集成加速度计可直接测量活动记录，从而提供更丰富的动物活动数据，并允许进行超越简单运动速度的运动分析。

除了运动生理学领域，这种夹克式遥测系统在需要非手术动态心肺监测的实验环境中可能具有更广泛的应用。经过适当的适应期后，已实现长达48小时的长时间记录33，从而为昼夜节律或睡眠相关生理学研究以及纵向监测方案开辟了前景。除了本文介绍的运动方案外，该技术已在其他场景中得到应用，包括疾病模型中的心血管表型分析，其中最近已在缺血性心肌病20和慢性肾病相关心血管功能障碍37的大鼠模型中报道了心电图衍生参数和心率变异性，说明了其在急性运动环境之外的适用性。这种方法也可能对其他涉及自发或挑战诱导活动的临床前应用具有价值，包括癫痫发作或癫痫模型、安全药理学研究17,19以及术后恢复监测38。尽管本研究未专门评估这些应用，但它们说明了这种非手术监测平台的通用性和转化潜力。当前方法存在一些需要考虑的局限性。首先，所提出的方案是通用性的，专为健康动物设计。因此，夹克的贴合度和耐受性可能因动物体型、身体成分、品系、性别和生理状况而异，可能限制其在体型过小、肥胖或患病动物中的适用性。此外，使用特定模型（例如肥胖动物）的研究人员必须独立于测量系统调整运动方案。

强烈建议在进行主要实验前，先对一小群动物进行预试验，以全面评估潜在的制约因素。还需注意的是，本方案是使用一款专有的夹克式遥测系统开发的。尽管此处描述的一般原则具有广泛的适用性，但信号质量、夹克适配度和数据输出格式等性能特征可能与其他遥测平台有所不同。因此，鼓励研究人员在进行主要实验前，先验证其特定系统的性能。此外，考虑到临床前研究的伦理和社会层面，如本文所述使用轻度厌恶刺激（低强度电刺激）来控制运动的方式可能会受到质疑。尽管监管审查日益严格，这种方法仍然是目前应用最广泛的方法。正如 Okamoto et al.39 最近综述所指出的，当需要精确控制运动强度和持续时间时，这仍是首选方案。相反，当严格控制运动并非必需时，一些研究建议用潜在厌恶性更低的刺激来替代电刺激，包括压缩空气、触觉提示或噪音（综述见40）。同样，基于奖励的范式作为厌恶刺激的替代方案已被探索了十多年41；然而，完全依赖正强化的标准化运动方案尚未建立。此方法的潜在应用相当广泛，涵盖特定的研究背景和教育场景。在研究场景中，此方法广泛适用于需要受控运动方案以评估心肺功能的研究。其主要应用包括：i) 执行与人类测试类似的运动测试，以准确评估健康和病理状态下心肺系统的适应能力；ii) 在各种实验性疾病的动物模型中，标准化训练或康复方案；iii) 促进对长期训练或康复诱导的生理效应进行纵向监测；iv) 检测在静息动物中可能不明显的生理改变，例如与心力衰竭相关的改变。从教学角度来看，该模型为大学实践训练提供了显著优势，从而直接或间接地遵循了动物使用中的 3R 原则4：“优化”、“减少”和“替代”。它通过其完全非侵入性的特性促进了“优化”，从而保护了动物的身体完整性，这与研究心肺生理学的传统方法不同。此外，这种多模态方法允许学生在一次实验中使用单一系统研究心脏和呼吸生理学，提供了生理稳态的综合示例。这间接有助于“减少”动物数量。在教育背景下，该系统还可以支持“替代”，因为它能够创建真实的生理数据库，以补充生理学教育中的实践训练和基于模拟的学习，从而阐明广泛的生理场景42。确实，出于教育目的，本方案中描述的故障排除场景尤其有价值，因为它们提供了源自真实实验条件的示例，其中可以阐明个体间差异和技术挑战。随着大学越来越多地用模拟工具补充或替代动物使用，获取此类示例具有重要意义。此外，用本方案期间获得的视频数据丰富生理记录，可以为学生提供视觉背景，包括无反应动物的示例，从而增强解读和学习效果。

披露

Timothé FLENET 和 Charles EYNARD 是 ETISENSE SAS 的员工及股东。Agathe CAMBIER 是 ETISENSE SAS 的员工。ETISENSE SAS 是本实验方案中所使用的夹克式遥测系统的制造商。

致谢

这些结果是在 LEARN 项目（23FC3R-001）过程中获得的，该项目得到了 FC3R“数字工具”资助计划的支持42。该资金由 GIS FC3R 提供，并由法国国家健康与医学研究院（Inserm）管理，用于支持开发一个面向高等教育的实验生理学数字平台。

采用生成式人工智能进行语言润色和稿件优化，以提高清晰度和可读性。作者根据需要对输出内容进行了审阅和修改，并对稿件的最终内容负全部责任。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
6 MPX 鱼眼相机Reolink，中国香港FE-W用于观察动物在适应期间的行为。
剪切器Aesculap Schermaschinen，Suhl，德国Clipper Aesculap Exacta GT416用于脱毛。可选用带电源线或电池供电的剪毛器，剪毛长度可达0.1 mm。
配备网络浏览器的计算机任何供应商N/A用于启动遥测软件并录制视频。任何配备较新网页浏览器的计算机均可使用。
一次性粘贴式表面心电图电极ETISENSE，法国里昂ELEC-R-1PAIR用于心电图记录的表面 Ag/AgCl 电极，需插入夹克下方。 
心电图导电凝胶 ASEPT INMED，QUINT-FONSEGRIVES，法国Uni Gel ECG，251005用于改善心电图电极的接触和黏附性。可使用任何心电图接触凝胶。
气体麻醉工作站TEM SEGA，圣马丹é法国达尔当雅勒Portico 兽用气体麻醉工作站，配备 ISOTEC 3 蒸发器用于动物剪毛过程中的麻醉。可使用任何等效的啮齿类动物麻醉工作站。
纱布任何供应商N/A用于清洁后擦干剪毛区域。任何无菌或非无菌的吸水纱布均可使用。
仪器化夹克 ETISENSE，法国里昂JKT-RAT-T1带有呼吸传感器的遥测背心，用于固定电极和发射器。根据动物体重和品系提供不同尺寸，具体尺寸选择请参考制造商的选型表23.
无针静脉导管TERUMO，菲律宾拉古纳SURFLO 22G 0.85x25 SR+OX2225C1用于精确的凝胶加样。可重复使用。可使用任何等效的注射器和导管组合。
异氟烷Virbac，Santé 阿尼马勒，法国Vetflurane, 401346用于剪毛过程中气体麻醉的异氟烷兽用制剂（1.5–5%（在20%氧气与空气混合气体中）。可使用其他等效的兽用异氟烷，具体使用应遵循当地法规。
夹克适配工具 ETISENSE，法国里昂FTUB-R-BD可选工具，用于在最小限制条件下协助将外套固定到动物身上。
电动跑步机 BIOSEB，法国维特罗勒BX-TM单通道或多通道电动跑台，可提供0.2 mA的电刺激。
永久性记号笔任何供应商N/A用于标记动物尾部以进行个体识别。任何无毒、防水的永久性记号笔均可使用。
表面消毒剂Franklab，法国蒙蒂尼勒布雷顿努瓦FB喷雾，10515用于使用后清洁设备。可使用任何不含酒精的表面消毒剂。
无针注射器（1 或 5 mL）BD，Pont-de-Claix，法国BD Plastipak, 303172用于精确的凝胶加样。可重复使用。可使用任何等效的注射器和导管组合。
遥测软件ETISENSE，法国里昂LASA 软件 v2.17 或更高版本基于网络的生理数据采集与分析软件
用于生理数据采集的遥测系统ETISENSE，法国里昂DECRO 系统：SYS-NANOACQ4、SYS-S2、SYS-S1 或同等产品 根据动物数量的不同，提供多种配置。
遥测发射器及用于生理数据采集的电池组ETISENSE，法国里昂EMET-HD-ACQ-REVG可充电遥测发射器，用于记录心电图、呼吸信号和三维加速度，电池续航时间为连续工作12小时。 
视频录制软件Reolink，中国香港Reolink Client v8.17.6 或更高版本用于录制视频。提供 Windows 或 Mac 版本

参考文献

  1. Yan Z, et al. Cardiac effects of treadmill running at different intensities in a rat model. Front Physiol. 2021;12:774681.
  2. Kuczmarski JM, Unrath K, Thomas GD. Exaggerated cardiovascular responses to treadmill running in rats with peripheral arterial insufficiency. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2018;314(1).
  3. Dellavechia-De-Carvalho C, Rebelo MA, De-Moraes C, Papoti M. Aerobic capacity evaluation of Sprague Dawley rats in treadmill running: comparison between protocols. Braz J Med Biol Res. 2025;58.
  4. Russell W, Burch R. The principles of humane experimental technique. Methuen & Co. Ltd.; London; 1959.
  5. Hoymann HG. Lung function measurements in rodents in safety pharmacology studies. Front Pharmacol. 2012;3:156.
  6. Kramer K, Kinter LB. Evaluation and applications of radiotelemetry in small laboratory animals. Physiol Genomics. 2003;13(3):197-205.
  7. Brown MB, et al. Novel assessment of haemodynamic kinetics with acute exercise in a rat model of pulmonary arterial hypertension. Exp Physiol. 2015;100(6):742-754.
  8. Hale E, et al. The rat telemetry assay and venous catheter access buttons for use in cardiovascular safety pharmacology assessments - surgical methods, refinements and colony maintenance. J Pharmacol Toxicol Methods. 2024;127:107517.
  9. Schuler B, et al. Optimized surgical techniques and postoperative care improve survival rates and permit accurate telemetric recording in exercising mice. BMC Vet Res. 2009;5:28.
  10. Amrani A-IE, et al. Jacketed external telemetry in the guinea-pig. Toxicol Lett. 2012;211.
  11. Zeng T, Mott C, Mollicone D, Sanford LD. Automated determination of wakefulness and sleep in rats based on non-invasively acquired measures of movement and respiratory activity. J Neurosci Methods. 2012;204(2):276-287.
  12. Cotur Y, et al. Bioinspired stretchable transducer for wearable continuous monitoring of respiratory patterns in humans and animals. Adv Mater. 2022;34(33):2203310.
  13. Chui RW, et al. Assessment of two external telemetry systems (PhysioJacketTM and JETTM) in beagle dogs with telemetry implants. J Pharmacol Toxicol Methods. 2009;60(1):58-68.
  14. Authier S, et al. Safety pharmacology investigations in toxicology studies: an industry survey. J Pharmacol Toxicol Methods. 2013;68(1):44-51.
  15. Flenet T, et al. High-resolution respiratory inductive plethysmography in rats: validation in anesthetized conditions. Physiol Meas. 2017;38(7):1362-1372.
  16. Fontecave-Jallon J, et al. Inductive plethysmography in rats: towards a new standard for longitudinal non-invasive cardiac output monitoring in preclinical studies. Physiol Meas. 2018;39(9):095006.
  17. Fares R, et al. Non-invasive jacketed telemetry in socially housed rats for a combined assessment of respiratory system, electrocardiogram and activity using the DECRO system. J Pharmacol Toxicol Methods. 2022;117:107195.
  18. Penard L, et al. Implementation of cardiorespiratory monitoring in the juvenile minipig using a noninvasive jacketed telemetry system. Birth Defects Res. 2021;113(10):806.
  19. Fares R, Champeroux P. Simultaneous assessment of central nervous and respiratory systems using jacketed telemetry in socially housed rats: application of the 3Rs principles in core battery safety pharmacology studies. J Pharmacol Toxicol Methods. 2023;121:107268.
  20. Detrait M, et al. Cardiac sympathetic denervation mitigated ischemic cardiomyopathy progression in a rat model of sleep apnea. J Am Heart Assoc. 2025;14(11).
  21. Tanguy S, et al. Jacketed telemetry in rats: a novel non-invasive method for cardiorespiratory phenotyping during treadmill exercise. Lab Anim. 2025;59(2):215-225.
  22. Fares RP, Boire A, Eynard C, Flenet T. Simultaneous non-invasive telemetric electrocardiogram and respiratory measurement with a connected jacket (DECRO system) in rats. Research Square. 2020:10.21203/rs.3.pex-860/v1.
  23. ETISENSE. DECRO - Rat jacket specification and size selection. Lyon: ETISENSE; 2026:https://support.etisense.com/portal/en/kb/articles/rat-table-selection-of-jackets.
  24. ETISENSE. DECRO - How to start and stop a data acquisition. Lyon: ETISENSE; 2026:https://support.etisense.com/portal/en/kb/articles/make-and-stop-a-data-acquisition.
  25. Qin F, et al. Maximum oxygen consumption and quantification of exercise intensity in untrained male Wistar rats. Sci Rep. 2020;10(1):11520.
  26. Mason G, et al. Non-invasively assessing disturbance and stress in laboratory rats by scoring chromodacryorrhoea. Altern Lab Anim. 2004;32(1 Suppl):153-159.
  27. Delaunois A, Dedoncker P, Hanon E, Guyaux M. Repeated assessment of cardiovascular and respiratory functions using combined telemetry and whole-body plethysmography in the rat. J Pharmacol Toxicol Methods. 2009;60(2):117-129.
  28. National Research Council Committee on Recognition and Alleviation of Distress in Laboratory Animals. Recognition and alleviation of distress in laboratory animals. National Academies Press; Washington, DC; 2008.
  29. Conour LA, Murray KA, Brown MJ. Preparation of animals for research--issues to consider for rodents and rabbits. ILAR J. 2006;47(4):283-293.
  30. Reboul C, et al. Cardiac remodeling and functional adaptations consecutive to altitude training in rats: implications for sea level aerobic performance. J Appl Physiol. 2005;98(1):83-92.
  31. Goret L, et al. Training does not affect the alteration in pulmonary artery vasoreactivity in pulmonary hypertensive rats. Eur J Pharmacol. 2005;527(1-3):121-128.
  32. Garrigos D, et al. A handful of details to ensure the experimental reproducibility on the forced running wheel in rodents: a systematic review. Front Endocrinol. 2021;12:638261.
  33. Scorrano F, Stuber N, Dreessen K, Cordier V. Evaluation of a new telemetry jacket system for rats. Lab Anim. 2022;56(1):155.
  34. Fontana-Pires L, et al. Continuous non-invasive extraction of hemodynamic variables from thoracocardiographic signals using the ensemble averaging technique: validation in anesthetized rats without ventilatory support. Physiol Meas. 2025;46(12):125002.
  35. Laske TG, Garshelis DL, Iles TL, Iaizzo PA. An engineering perspective on the development and evolution of implantable cardiac monitors in free-living animals. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci. 2021;376(1830):20200217.
  36. Helwig BG, Ward JA, Blaha MD, Leon LR. Effect of intraperitoneal radiotelemetry instrumentation on voluntary wheel running and surgical recovery in mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 2012;51(5):600-608.
  37. Soulie M, et al. Altered ECG parameters with loss of cardiac variability and prolonged QTc in a non-diabetic chronic kidney disease rat model. Arch Cardiovasc Dis. 2024;117(6-7).
  38. Cambier A, et al. Refining the implementation of surgical protocols: benefits of non-invasive cardiorespiratory monitoring in rat. Lab Anim. 2022;56(1):152.
  39. Okamoto M, Hata T, Hiraga T, Soya H. Treadmill running model for rodents as a translational approach based on human physiological responses. In: Soya H, editor. Exercise Brain Stimulation for Cognitive Function and Mental Health. Singapore: Springer Nature Singapore; 2025.
  40. Poole DC, et al. Guidelines for animal exercise and training protocols for cardiovascular studies. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2020;318(5).
  41. Fantegrossi WE, Xiao WR, Zimmerman SM. Novel technology for modulating locomotor activity as an operant response in the mouse: implications for neuroscience studies involving exercise in rodents. J Neurosci Methods. 2013;212(2):338-343.
  42. FC3R. Digital tools - Call for project FC3R - LEARN (L3Rn) (23FC3R-001): development of an innovative platform for teaching experimental physiology in higher education. France: FC3R; 2024:https://www.fc3r.com/en/digital-tools-3-2023.html.

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