本方案旨在分享建立非动脉化大鼠肝移植模型的优化手术经验，重点介绍可确保动物长期存活超过100天的技术改进。
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本文内容
摘要
摘要
在实验性肝移植中，大鼠模型是研究移植免疫学和代谢过程的金标准；然而，重建极为纤细的肝动脉（约0.5 mm）是一项重大的技术挑战。为规避这一难题，简化型非动脉化大鼠肝移植（NArLT）模型被广泛应用。遗憾的是，由于缺乏动脉供血，受体常出现严重的胆道并发症，如胆汁漏出和缺血性胆管炎，这往往限制了受体的长期存活。这一障碍显著制约了对关键科学问题的研究，包括长期宿主-移植物免疫相容性和慢性排斥反应。本文介绍一种经过优化的NArLT模型操作方案，通过多项关键技术改进，成功克服了上述缺血性胆道损伤问题。关键改进包括显著缩短无肝期、“无触碰”胆道分离技术、彻底的胆道冲洗以及优化的内置胆道支架置入方法。采用该改进方案后，在100天的观察期内，受体存活率超过94%。最终，该优化方案为研究长期移植耐受机制提供了一个高度可重复且稳健的实验平台，从而有助于推动移植医学中新治疗策略的发展。
引言
大鼠肝移植模型是基础移植研究中最广泛使用的实验平台。然而，由于其众所周知的学习曲线极为陡峭，该模型的更广泛应用常常受到限制，这可能会显著阻碍下游实验研究的进展1,2。此外，传统的大鼠肝移植模型通常存在手术成功率不高和长期存活率低的问题。通过对手术步骤进行关键性简化，精细优化操作细节，并在直视下完成血管和胆道重建，可显著缩短这一复杂显微外科模型的学习曲线3,4。肝移植目前仍是终末期肝病唯一的治愈性治疗手段，因此建立大鼠肝移植模型对科学研究具有重要意义5,6。
非动脉化的 大鼠肝移植（NArLT）模型在实验外科中具有显著优势：它避免了显微血管动脉吻合这一极具挑战性的技术难点，缩短了总体手术时间，并减少了大鼠的麻醉时长。尽管该模型缺失动脉血液供应，但其胆道反应为研究缺血性胆道损伤提供了独特的视角。然而，传统的 NArLT 模型术后胆道并发症发生率高达 30%7，严重影响长期存活率。在传统经典的大鼠肝移植模型中，受体动物的长期存活率不足 70%–85%8。为解决这一问题，本研究引入了一种优化方案，采用经肝素处理的柔软胆道支架。通过应用“不接触”胆道剥离技术，最大限度地保留胆道周围微血管网络，结合冷灌注下的充分胆道冲洗，该方法旨在通过物理支撑与缺血保护作用，从根本上减轻胆道并发症9，最终为长期免疫学监测提供一个可靠且稳定的实验平台。
因此，提高手术成功率并延长受体存活时间是大鼠肝移植领域任何技术改进的主要目标。实现这些目标是确保下游实验研究能够及时且不间断推进的关键前提10。
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方案
本研究中的所有动物实验和手术均经青岛大学实验动物伦理委员会批准（编号：20260301SD5020260401065）。应尽一切努力减少动物的痛苦。
1. 术前准备
- 实验动物
- 选用8–10周龄、体重220–250 g的成年雄性Sprague–Dawley（SD）大鼠作为供体。确保受体体重略大于供体，体重差在50 g以内。
- 将大鼠饲养于特定病原体阴性（SPF）环境中，控制温度为22°C ± 2°C，相对湿度为50% ± 10%。
- 维持12小时光照/12小时黑暗的昼夜循环，每笼饲养2–3只大鼠。
- 提供标准实验室啮齿类动物饲料。手术前至少让大鼠在实验室环境中适应1周。
- 手术前禁食12小时，可自由饮水。
注：术前禁食有助于降低麻醉期间发生误吸的风险，并防止胃扩张，后者可能影响呼吸功能并妨碍手术视野暴露。
- 手术器械与材料
- 使用移植手术所需器械，如图1所示。手术所用耗材的详细信息列于材料表中。
- 根据导管外径与体重为220–250 g雄性SD大鼠目标血管生理内径的匹配情况，选择5F和6F硬膜外导管鞘。
- 门静脉（PV）使用5F导管鞘（约1.67 mm），肝下腔静脉（IHIVC）使用6F导管鞘（约2.00 mm）。
注：导管尺寸的选择应结合解剖学标准和术中在手术显微镜下的目测评估。实时比较导管外径与目标血管内腔直径。当导管占据血管腔约70%–80%时为合适匹配，既可顺利插入，又不会过度牵拉血管壁或留有过大间隙。对于处于指定体重范围内的SD大鼠，可依据预设的解剖血管直径进行初步选型，但应根据个体差异在术中调整。操作者应通过前期显微外科训练掌握血管与导管的匹配技术。 - 对于8–10周龄的SD大鼠，分别选用5F和6F硬膜外导管鞘作为门静脉（PV）和肝下腔静脉（IHIVC）的套管（图2A）。
- 制备总功能长度（管状主体）为2.0–2.5 mm的套管，保留3.0–4.0 mm的延伸段以便镊子操作。
- 用蚊式钳钳夹套管壁，在距套管近端边缘约0.5–1.0 mm处制作一周向凹槽（详见图2A）。凹槽深度保持约0.1–0.2 mm，以利于牢固打结及后续固定。
- 确保该凹槽可防止7-0固定缝线从坚硬的导管表面滑脱。
- 将22G静脉留置针修剪成两端倾斜或斜面的胆道支架，确保长度为5–7 mm。
- 优先选择7 mm长度的支架。根据解剖变异，以右胃静脉的水平位置为解剖标志，估算其至肝门的距离，据此指导支架长度的选择。
- 若估算距离较短或插入时遇到阻力，则缩短支架（至约5–6 mm）。确保约2–3 mm的支架可无弯曲、无扭曲、无突出地插入胆管内。
- 将支架浸泡于室温（23°C ± 2°C）的肝素化生理盐水（100 IU/mL）中。使用前至少浸泡30分钟，以防止支架插入供体胆道腔后发生管腔内胆汁凝固（图2A）。
注：术前制备套管，并用蚊式钳在套管壁上制作凹槽，以便成功插管后打结固定。确保修剪后的胆道支架末端不过于尖锐，以防胆管穿孔。在手术显微镜（10×–16×放大倍数）下确认切口边缘整齐、无毛刺或塑料飞边；若尖端呈针状，可用显微剪稍作钝化。操作过程中仅使用精细无齿显微镊夹持支架，避免施加过大外力导致支架管腔压扁、椭圆化或扭曲；任何发生形变的支架均应弃用并更换，因管腔狭窄会增加术后胆道并发症的风险。
图1．移植手术中使用的手术器械。（A）不锈钢肾形盘。（B）显微持针器。（C）显微剪刀。（D）显微镊（直头和弯头）。（E）微血管夹和小型蚊式动脉夹。（F）标准持针器。（G）直型止血镊（蚊式镊）。（H）血管夹。（I）标准手术剪。（J）橡胶环（由无菌外科手套腕部卷曲制成）。请点击此处查看该图的放大版本。
图2．定制的手术套管、胆道支架及计划的腹部切口。（A）血管套管和胆道支架与毫米刻度尺并列展示。从左至右：用于肝下腔静脉（IHIVC）套管的6F硬膜外导管鞘，用于门静脉（PV）套管的5F鞘，以及由22G静脉导管裁剪而成的5–7 mm胆道支架。（B）在供体大鼠腹部标记的十字形切口，以最大限度暴露手术视野。（C）在受体大鼠腹部标记的标准正中腹腔切口。请点击此处查看该图的放大版本。
2. 供体手术
- 初始步骤
- 在诱导室中使用5%异氟烷（气流速率为1 L/min）对供体大鼠进行麻醉。通过确认其无自发性肢体运动及缩足反射来评估麻醉深度。
注意：麻醉深度通过观察无自发性肢体运动、无缩足反射以及呼吸频率来评估。为确保手术顺利且安全地进行，整个手术过程中每20分钟严格重新评估一次这些参数。 - 通过腹腔注射方式，在右下腹部（距腹白线中线外侧约1–2 cm，右腹股沟韧带头侧1–2 cm处）给予1%戊巴比妥钠（40–45 mg/kg）。通过夹捏后肢足掌确认麻醉是否充分，确保无缩足反射。
- 将供体大鼠仰卧位置于37°C加热垫上，以维持术中体温。
- 剃除腹部手术区域的毛发，并用聚维酮碘溶液消毒三次。
- 在诱导室中使用5%异氟烷（气流速率为1 L/min）对供体大鼠进行麻醉。通过确认其无自发性肢体运动及缩足反射来评估麻醉深度。
- 肝脏灌注前操作
- 作十字形切口，向上延伸至剑突，向下至耻骨联合，向两侧至腋中线，以最大程度暴露手术视野（图2B）。
注意：腹腔切开应分两层进行。首先切开皮肤和皮下组织。然后用镊子提起腹白线并作一小切口，使空气进入腹腔，促使内脏下垂。用剪刀扩大切口时，保持下叶剪刀平行于腹壁，以避免损伤器官。 - 用生理盐水浸湿的纱布包裹肠管，并将其置于腹部左侧的无菌操作区域，以暴露手术区域。
注意：在整个手术过程中，必须持续保持外露肠管湿润，以防止缺血性干燥和低体温。每隔10–15分钟或一旦在手术照明下发现纱布开始变干，应立即滴加温热（37°C）的生理盐水重新润湿覆盖纱布。 - 切断镰状韧带。用夹子将剑突向头侧牵拉固定，以暴露肝上段下腔静脉（SHIVC）和左下膈静脉。
- 切断左侧三角韧带。使用7-0或8-0缝线在靠近肝上段下腔静脉（SHIVC）处结扎左膈静脉（图3A）。
注意：结扎左下膈静脉时，应将结扎位置靠近SHIVC。注意缝针容易刺穿膈肌导致气胸；缝合时应紧贴血管进行。 - 建议使用电凝法进行血管切断，以实现快速止血并缩短手术时间，从而提高操作的一致性和可重复性。
注意：电凝可标准化止血过程，缩短手术时间，并提高不同操作者之间的可重复性。 - 游离尾状叶和乳头状叶（图3B）。
- 使用显微镊子清除肝下段下腔静脉（IHIVC）表面的脂肪和结缔组织。
注意：应清除结缔组织直至血管壁呈现光滑透明状。当血管夹可顺利夹闭且无残留组织干扰套管或缝合操作时，即视为充分暴露。 - 在与肝下段下腔静脉（IHIVC）平齐处结扎右侧肾上腺静脉。分离右侧肾静脉并在与IHIVC平齐处结扎。
- 继续向尾侧解剖肝下段下腔静脉（IHIVC），直至左肾静脉上方水平（图3C）。
注意：解剖过程中应彻底游离IHIVC（尽可能完全分离血管与脂肪结缔组织），这有助于后续肝脏摘除及套管连接操作。 - 用棉签轻轻抬起肝脏，解剖右肝下叶与后腹膜之间的韧带附着结构。
注意：识别SHIVC为肝脏上极短而宽、壁薄呈蓝色的血管。一旦其前表面被清理干净且邻近的膈肌纤维可见时，即停止解剖。 - 到达肝上段下腔静脉（SHIVC）时停止解剖。
注意：操作肝脏时需极为小心，以防实质损伤。在头侧后腹膜解剖过程中应谨慎保护下腔静脉（IVC）。 - 解剖门静脉（PV）与肝固有动脉（HA）之间的结缔组织，分离出门静脉。
- 在与门静脉（PV）平齐处结扎胃右静脉（幽门静脉）。继续解剖至脾静脉根部。
- 暴露肝门部。识别位于门静脉左侧、呈索状的脂肪结缔组织，其包裹着胆总管（CBD）和肝动脉（HA）。
- 在肝管分叉远端3–5 mm处，于胆总管前壁作“V”形切口。
- 使用显微镊子夹持胆道支架，将其平行于胆管方向插入胆道约3 mm。
注意：推进支架时应顺畅无阻力。确保无侧向膨出、成角或胆管壁牵拉变形。若遇阻力或变形，应撤回并重新对齐后再插入。 - 用7-0丝线围绕支架作环形结扎固定。在切口水平结扎肝动脉（HA），并近端切断（图3D）。
注意：解剖供体胆总管（CBD）时，严格避免过度“裸化”。应保留胆管周围结缔组织、神经丛和微血管网络，以促进早期侧支循环建立和术后胆道愈合。由于供体胆管远端是最易缺血的区域，应将吻合部位尽量靠近肝门，以减轻缺血负担。
- 作十字形切口，向上延伸至剑突，向下至耻骨联合，向两侧至腋中线，以最大程度暴露手术视野（图2B）。
- 肝脏灌注
- 暴露腹主动脉。将连接20 mL注射器（内含冷（4°C）威斯康星大学（UW）保存液）的23号（23 G）头皮静脉针（插入约1 cm）插入腹主动脉。
注意：以浅角（15°–20°）将针插入腹主动脉。通过观察动脉血回流确认进入血管后，稍作推进并将针头与血管平行对齐，以防穿破后壁。 - 灌注前排出注射器内空气。使用血管夹夹闭并固定腹主动脉及针头。
注意：轻敲注射器以去除气泡，并排出液体直至针尖出现连续液滴。插管前确认针座内无空气残留。 - 以手动方式缓慢推动注射器，以3–3.5 mL/min的稳定速率开始灌注（图3E）。
注意：通过观察管路中是否有血液回流，确认针头正确位于血管内。 - 切开膈肌，充分暴露胸段下腔静脉和胸主动脉。
- 使用血管夹夹闭胸段下腔静脉与右心房交界处，同时夹闭胸主动脉。
- 在夹闭下方立即切断胸段下腔静脉，以允许灌注液流出。
注意：应尽可能向头侧夹闭，并在其下方切断，以保留足够血管长度。开始灌注应迅速，以防止凝血并保持移植物质量。 - 以稳定速率（3–3.5 mL/min）继续灌注，总灌注量约为40 mL。
- 当肝脏实质完全变为苍白（黄褐色）时停止灌注（图3F）。
注意：当肝脏均匀变苍白（黄褐色）且从切断的肝下段下腔静脉流出的灌注液清澈无残余血液时，表明灌注充分。 - 在与左肾静脉平齐处切断肝下段下腔静脉（IHIVC），在脾静脉水平切断门静脉（PV）。
注意：避免快速或用力注射灌注液，以防内皮和实质损伤。 - 扩大膈肌切口，整块取出带部分膈肌的肝脏移植物。
- 将移植物置于含有冷UW保存液的无菌培养皿中。
- 将移植物保存于4°C的冷UW溶液中。在获取后2小时内完成移植手术。
- 暴露腹主动脉。将连接20 mL注射器（内含冷（4°C）威斯康星大学（UW）保存液）的23号（23 G）头皮静脉针（插入约1 cm）插入腹主动脉。
图3。供体肝脏游离及原位灌注过程中的关键手术步骤。（A）暴露并结扎左侧下膈静脉。（B）分离并切断肝-食管交通支。（C）解剖下腔静脉（IHIVC），显示结扎右侧肾上腺静脉和右侧肾静脉。（D）采用“不触技术”将定制的胆道支架插入胆总管（CBD），以保护胆周结缔组织。（E）插管腹主动脉以启动低温原位灌注。（F）完成灌注的供体肝脏呈现均匀苍白外观，表明血液已成功清除。请点击此处查看该图的放大版本。
3. 离体移植物制备
注意：所有离体移植物的制备均需在冰上进行（图4A）。移植物应保存在4°C ± 2°C的UW溶液中，并定期监测温度，以确保充分的低温保存。
图 4．供体肝脏移植物的离体准备。（A）获取的肝脏移植物置于含有冷UW保存液的无菌培养皿中，并放置于碎冰上以维持低温状态。（B）通过将供体门静脉（PV）外翻至定制套管上并用环形结扎固定，完成套管制备。（C）门静脉（PV）和肝后下腔静脉（IHIVC）的套管制备已完成，胆道支架已就位。（D）在肝上段下腔静脉（SHIVC）两侧侧角放置固定缝线，以利于后续吻合操作。请点击此处查看该图的放大版本。
- 门静脉套管准备
- 用蚊式钳夹住门静脉套管的尾部，并固定，使尾端向下，垂直于培养皿底部。
- 将显微镊穿过套管腔，将门静脉（PV）拉过套管。
- 调整门静脉前壁，将约3 mm的血管壁向外翻转，覆盖在套管尾端的扩口部分。
- 用一圈7-0丝线将翻转的血管壁固定在套管外壁上（图4B）。
注意：确保血管与套管对齐，无扭转或成角。固定后，用约1 mL UW溶液冲洗门静脉套管，并通过观察SHIVC端流出液来确认通畅性。
- 下腔静脉肝段套管准备
- 下腔静脉肝段（IHIVC）的准备和套管操作采用与第3.1步中门静脉完全相同的步骤。简而言之，包括血管游离、修剪以及按照相同标准化方案进行套管固定，以确保实验的一致性和可重复性（图4C）。
注意：通过冲洗后观察SHIVC端无阻碍的流出液，确认IHIVC套管的通畅性。
- 下腔静脉肝段（IHIVC）的准备和套管操作采用与第3.1步中门静脉完全相同的步骤。简而言之，包括血管游离、修剪以及按照相同标准化方案进行套管固定，以确保实验的一致性和可重复性（图4C）。
- 胆道冲洗
- 使用含有0.5 mL UW溶液的1 mL注射器，经胆道支架轻柔冲洗胆管。
- 冲洗过程中确保无液体渗漏。
注意：无液体渗漏表明胆管完整性良好。
- SHIVC准备
- 通过切除残留的膈肌组织，修剪肝脏移植物的SHIVC。
- 确保SHIVC完全去除非必要组织，定义见第2.2.7步。
- 牵引缝线放置
- 根据操作者偏好选择7-0或8-0缝线。
注意：就手术结果（包括吻合口通畅性和受体存活率）而言，两种缝线尺寸在此模型中功能等效。两者之间的选择可完全基于操作者的个人偏好或实验室可用性，不会影响操作的可重复性。 - 轻柔压平SHIVC残端。在左右侧角处放置缝线，针从内向外穿刺，距离边缘约1 mm（图4D）。
- 根据操作者偏好选择7-0或8-0缝线。
4. 受体手术操作
- 初始步骤
- 使用与供体相同的方案麻醉受体大鼠（参见步骤 2.1.1）。
- 将受体大鼠置于恒温控制的加热垫上，维持温度为 37°C。
- 注意：在麻醉前称量受体大鼠体重，确保其体重比供体大鼠重约 50 g。
- 受体肝脏的游离
- 行腹正中切口开腹。
- 使用四个弹性拉钩向两侧牵开腹壁。将两个上方的拉钩置于双侧肋缘外侧，两个下方的拉钩置于双侧腹股沟区域外侧，以获得最佳术野暴露。
注意：牵拉力度应足够暴露手术区域，同时避免过度张力导致组织苍白或影响呼吸。 - 以与供体手术相同的方法结扎左膈下静脉（LIPV）（参见步骤 2.2.1）。
- 解剖左肝叶与后腹膜之间的韧带，游离尾状叶和乳头状叶。
- 使用电凝分离食管与左肝叶之间的韧带及交通支。
注意：推荐使用电凝以实现快速止血、缩短手术时间并提高操作的可重复性。 - 钝性分离下腔静脉（IHIVC），直至右肾静脉水平。
- 仔细分离并结扎左肾上腺静脉，结扎位置距离其汇入下腔静脉（IHIVC）处约 2 mm。
- 以与供体手术相同的方法处理肝脏右下叶（参见步骤 2.2.4）。
- 将一根橡胶带（由无菌外科手套 cuff 部分剪成，长约 10 cm）横向穿过小肝下下腔静脉（SHIVC）后方。
注意：施加轻柔牵引以暴露 SHIVC，同时不阻碍呼吸运动。 - 将橡胶带留置原位，供后续横断 SHIVC 时使用。
- 从肝门向幽门静脉分支水平解剖并分离门静脉（PV）。
注意：门静脉（PV）的解剖范围应限制在吻合区域，保留周围属支以减少手术创伤。 - 在肝门处分离并游离肝动脉（HA）。
- 在肝门处齐平结扎肝动脉（HA），并向近端横断。
- 在肝门下方识别左、右肝管汇合形成的胆总管（CBD），在此处使用 7-0 Prolene 缝线结扎胆总管（CBD）并横断（图 5A）。
注意：尽量减少该区域的手术创伤，尽可能保留肝动脉（HA）的长度及其周围的胆管周围结缔组织、神经丛和微血管网络，以促进侧支循环的早期建立。
- 受体肝切除
- 使用微血管夹夹闭下腔静脉（IHIVC），夹闭位置位于右肾静脉近心端。
- 使用微血管夹夹闭门静脉（PV），夹闭位置位于其与幽门静脉汇合处稍上方。
- 通过观察肝实质颜色变暗确认血管阻断成功。
注意：通过肝组织均匀变暗（发绀）、实质张力丧失及门静脉塌陷来确认血管阻断效果。 - 将连接 5 mL 注射器的 23G 头皮静脉针插入门静脉（PV）。
- 在约 30 秒内注入 2 mL 5% 葡萄糖溶液，冲洗肝内血液进入体循环。
注意：从靠近肝门的门静脉（PV）缓慢注射，以将肝内血液冲入体循环。 - 向下牵拉橡胶带以暴露小肝下下腔静脉（SHIVC）。
- 使用血管夹交叉夹闭小肝下下腔静脉（SHIVC）（图 5B）。
- 齐平肝实质横断下腔静脉（IHIVC）、门静脉（PV）和小肝下下腔静脉（SHIVC）。
- 将原位肝脏完全从腹腔中移除。
注意：无肝期应控制在 26 分钟以内（不超过 30 分钟）。血管应齐肝断端横断，以保留足够长度，确保血管残端平整顺畅。
- 肝脏移植物的植入
- 小肝下下腔静脉（SHIVC）重建
- 将肝脏移植物置于正位解剖位置。
- 使用预先放置在左角的 7-0 缝线，从左侧开始连续缝合后壁至右角。
- 将缝线固定于右角的牵引缝线上。
- 继续沿前壁行连续缝合，完成吻合（图 6A–6C）。
- 保持进针点距血管边缘 0.5–1.0 mm。
- 保持缝距为 1.0–1.5 mm。
注意：保持一致的进针间距和缝距，以确保吻合牢固且无张力。 - 每缝一针后收紧缝线，消除死腔并维持适当张力。
注意：在完成前壁缝合前，使用留置针向 SHIVC 内冲洗 UW 溶液，以排出残余空气，防止空气栓塞。
- 门静脉（PV）重建
- 在受体门静脉（PV）残端的左、右角分别放置 7-0 牵引缝线。
- 施加三点牵引，形成三角形开口。
- 将带套管的供体门静脉插入管腔内。
- 使用 7-0 缝线围绕环形凹槽结扎固定（图 6D–6F）。
- 下腔静脉（IHIVC）重建
- 采用与门静脉（PV）重建相同的技术重建下腔静脉（IHIVC）（参见步骤 4.4.2）（图 6G–6I）。
- 再灌注
- 依次松开小肝下下腔静脉（SHIVC）、门静脉（PV）和下腔静脉（IHIVC）上的血管夹。
- 通过观察移植物颜色均匀恢复、无淤血、出血或渗漏，确认再灌注成功（图 7A）。
注意：胆管中主动分泌胆汁提示肝脏灌注恢复及移植物早期功能建立。
- 胆道重建
- 在受体胆总管（CBD）残端前壁做一小的横向切口（约为管径的一半）。
- 将供体胆道支架插入胆总管（CBD）管腔内约 3 mm。
- 使用 7-0 环形缝线固定支架（图 7B）。
注意：在完成重建前，观察供体支架远端是否有主动胆汁流出，以确认通畅性及移植物早期功能。
- 小肝下下腔静脉（SHIVC）重建
- 受体复温
- 关腹前，用 150 mL 37°C 生理盐水冲洗腹腔。
注意：此步骤可清除残留血液、恢复体温，并便于检查小肝下下腔静脉（SHIVC）、下腔静脉（IHIVC）和门静脉（PV）吻合口的止血情况。
- 关腹前，用 150 mL 37°C 生理盐水冲洗腹腔。
- 腹腔关闭与术后护理
- 使用 4-0 可吸收缝线连续缝合肌筋膜层，每针间距 1 cm，进针深度约 5 mm。
- 使用 4-0 丝线连续缝合皮肤。
- 皮下注射布托啡诺（0.1 mg/kg），每 12 小时一次，共给药 2 次。
- 将受体大鼠转移至清洁、温度可控的笼具中。
- 持续监测，直至完全从麻醉中恢复并恢复正常的自主活动。
图5．受体肝脏游离和肝切除术中的关键手术步骤。（A）识别并结扎受体胆总管（CBD），位置靠近肝门分叉处。（B）暴露并横断阻断肝上段下腔静脉（SHIVC）。在SHIVC后方放置一根橡胶带，以提供牵引力并改善阻断过程中的视野。请点击此处查看该图的放大版本。
图6．肝移植物植入过程中血管重建的关键手术步骤。 肝后下腔静脉（SHIVC）重建：（A）使用角部固定缝线进行对位，（B）后壁连续缝合，以及（C）前壁缝合完成。采用套管技术重建门静脉（PV）：（D）三点牵引，（E）套管式供体门静脉插入，以及（F）结扎固定套管。采用相同套管技术重建肝内下腔静脉（IHIVC）：（G）暴露，（H）插入，以及（I）结扎。请点击此处查看该图的放大版本。
图 7．移植物功能、胆道重建及术后恢复的验证。（A）再灌注后早期移植物功能的评估，可见供体胆道支架中有胆汁流出。门静脉（PV）和下腔静脉（IHIVC）的重建清晰可见。（B）完成胆道重建，将供体胆道支架插入并固定于受体胆总管（CBD）中。（C）代表性受体大鼠显示术后完全恢复，体态正常，活动自如。请点击此处查看该图的放大版本。
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结果
为确保NArLT模型中外科手术质量的一致性和可重复性，所有手术均由同一位经验丰富的显微外科医生完成。在研究期间共完成了50例大鼠肝移植手术。各手术阶段的平均持续时间为：供体手术25.3 ± 2.6分钟，离体移植物准备13.1 ± 2.1分钟，受体手术43.0 ± 1.6分钟，无肝期15.7 ± 1.2分钟。
接受优化NArLT手术的受体在100天观察期内的存活率达到94%（47/50），该计算包括围手术期死亡。共有3只受体大鼠死亡。尸体解剖显示，其中1例死于流出道梗阻，1例死于肝下 inferior vena cava（SHIVC）部位出血，另1例在术后恢复期间死亡且未发现明确病因。所有存活的受体大鼠均完成了完整的100天观察期，并在研究结束时接受了尸体解剖。长期存活者中未观察到严重的胆道并发症，如胆漏、胆道梗阻或缺血性胆管炎。所有重建的胆道均保持机械通畅性和功能完整性，尸体解剖证实无管腔梗阻、胆汁积聚或胆管扩张。大体检查进一步显示肝脏形态完整，无黄疸或胆道炎症表现。组织病理学评估被用作评估胆道完整性的金标准。胆道并发症的缺失依据以下标准确认：（1）上皮完整性得以保留，无脱落现象；...
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讨论
NArLT 模型由于避免了复杂的微血管动脉吻合，已成为实验性移植研究的基石11。然而，传统的 NArLT 方法历来存在较高的胆道并发症发生率——高达 30%——这严重限制了长期存活率，并阻碍了慢性免疫学研究的开展2。本研究所提出方法的意义在于能够规避这些缺血性胆道损伤。在本研究中，100 天存活率达到 94%，高于以往大鼠肝移植研究中报道的短期存活率8。
本方案中有多个关键步骤对于确保移植物存活和受体生存至关重要。首先是在供体准备过程中采用“不触碰”胆道分离技术。通过严格避免对胆总管（CBD）进行过度剥离，可保留胆管周围结缔组织、神经丛以及微血管网络。这种保留对于早期侧支循环的建立及后续胆道愈合至关重要12,13。此外，尽量缩短无肝期也极为重要。在肝切除前通过门静脉（PV）用5%葡萄糖溶液轻柔冲洗肝脏，是术中一项关键操作，旨...
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披露
作者声明无利益冲突。
致谢
本工作由国家自然科学基金（No.82370666）和重点研发计划&中国山东省“#38;D”计划项目（编号：2025KJHZ016）和福建省卫生科技项目（编号：2023CXA014）。
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材料
| 姓名 | 公司 | 目录编号 | 评论 |
|---|---|---|---|
| 4-0 可吸收缝线 | Ethicon | W9109H | 用于肌筋膜层（白线）的关闭 |
| 4-0 丝线缝线 | Ethicon | VCP304H | 用于皮肤缝合 |
| 7-0 或 8-0 缝线 / 丝线结扎线 | Ethicon | Z1711E | 用于血管结扎（例如左膈静脉） |
| 22G 静脉导管 | B. Braun | 4252098B | 修剪至 5–7 mm，末端呈斜面，用于制备胆道支架 |
| 23G 头皮静脉针 | 山东勤凯医疗器械有限公司 | MDLSSVS | 用于插入腹主动脉进行肝脏灌注 |
| 布托啡诺 | 天津药物研究院药业有限公司 | H12020275 | 术后皮下注射用于镇痛 |
| 棉签 | Aoocn | 216-236 | 用于在解剖过程中轻柔抬起肝脏 |
| 碎冰 | N/A | N/A | 用于离体准备期间维持移植物温度 |
| 弹性拉钩 | N/A | N/A | 用于开腹术中牵拉腹壁 |
| 硬膜外导管鞘 | 江苏麦创医疗器械有限公司 | 20173084015 | 规格为 5F 和 6F；用作门静脉和肝下下腔静脉的套管 |
| 纱布 | 中元医疗器械有限公司 | CH-1001 | 浸润生理盐水；用于覆盖和保护肠道 |
| 葡萄糖溶液（5%） | 四川科伦药业股份有限公司 | H20044307 | 用于受体肝切除期间冲洗肝内血液 |
| 肝素盐水 | 深圳生命生物科技有限公司 | H2012003 | 100 IU/mL；用于浸泡胆道支架 |
| 留置针 | B. Braun | 4254074B | 用于冲洗肝下下腔静脉以在完成吻合前排除空气 |
| 异氟烷 | 济南广盛源生物科技有限公司 | 153107015 | 5% 浓度；用于麻醉诱导 |
| 微血管夹 | 上海医疗器械有限公司 | JCZ200 | 用于手术期间血管阻断 |
| 蚊式止血钳 | 上海医疗器械有限公司 | J31010 | 用于精细操作和套管制备 |
| 生理盐水（0.9%） | 四川科伦药业股份有限公司 | H20044304 | 用于冲洗和浸湿纱布（37°C） |
| 戊巴比妥（1%） | 上海远思科技有限公司 | P0500000 | 40–45 mg/kg；用于手术麻醉 |
| 外周插入式静脉导管（PIVC） | Covidien | 8888145015 | 用于冲洗带套管的门静脉并确认通畅性 |
| 聚维酮碘 | 山西天瑞达生物技术有限公司 | 41836054 | 用于手术部位消毒 |
| 橡胶带（来自外科手套） | Ansell | N/A | 用于受体手术期间肝下下腔静脉的牵引 |
| Sprague–Dawley 大鼠 | 华阜康（北京）生物科技有限公司 | 22001A | 成年雄性大鼠，8–10 周龄，220–250 g |
| 无菌培养皿（10 cm） | 山东恩优生物科技有限公司 | H905001 | 用于离体准备期间在 UW 溶液中盛放移植物 |
| 注射器（20 mL） | 山东威高集团医用高分子制品股份有限公司 | 20163141593 | 用于控制肝脏灌注（3–3.5 mL/min） |
| UW 保存液 | Bridge to Life | BTL-UW-1L | 维持在 4°C；用于供体肝脏灌注和移植物保存 |
参考文献
- Hirata, M., et al. Stepwise approach for acquisition of microsurgical skills through rat orthotopic liver transplantation experiments. Eur Surg Res. , (2023).
- Zhao, H., et al. Revisiting orthotopic rat liver transplant. Exp Clin Transplant. , (2021).
- Wu, W., et al. Research progress on anatomy reconstruction of rat orthotopic liver transplantation. Transplant Rev (Orlando). , (2024).
- Shi, J. H., Line, P. D., Zhang, S. J., Guo, W. Z. Experimental liver surgery for liver research: update, choice and translation. J Inflamm Res. , (2025).
- Engel, B., et al. Molecular signatures discriminating different types of rejection in human liver transplants. J Hepatol. , (2025).
- Khatua, C. R., Anirvan, P., Panigrahi, M. K., Singh, S. P. Admission Albumin-Bilirubin Score Is Inferior to MELD, MELD-Na+ and Child-Turcotte-Pugh Score in Predicting Survival in Indian Patients with Alcohol-associated Liver Disease. J Transl Gastroenterol. , (2025).
- Yu, H., et al. Low hepatic artery blood flow mediates NET extravasation through the regulation of PIEZO1/SRC signaling to induce biliary complications after liver transplantation. Theranostics. , (2024).
- Yang, Z., et al. Prognosis analysis of rat liver transplantation under direct vision of single operator. Transplant Proc. , (2024).
- Wang, Z., et al. Liver cold storage and transplantation in the cold-adaptive Daurian ground squirrels. J Vis Exp. , (2025).
- Wang, X., MacParland, S. A., Perciani, C. T. Immunological determinants of liver transplant outcomes uncovered by the rat model. Transplantation. , (2021).
- Kamada, N., Calne, R. Y. Orthotopic liver transplantation in the rat: technique using cuff for portal vein anastomosis and biliary drainage. Transplantation. , (1979).
- Yuan, Z., et al. The effect of microcirculation disturbance of peribiliary vascular plexus on hepatic bile duct epithelial cells in rats undergoing liver transplantation and postoperative rejection reduction by nanocarrier mediation. Cell Mol Biol (Noisy-le-grand). , (2022).
- Zhao, D., et al. Regression of bile duct damage and bile duct proliferation in the non-rearterialized transplanted rat liver is associated with spontaneous graft rearterialization. Hepatology. , (1995).
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