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N6-甲基腺苷修饰Rab27A通过影响去卵巢小鼠模型中破骨细胞分化促进骨质疏松

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DOI：

10.3791/71964

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2026年8月11日

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1Department of Orthopedics, Affiliated Hospital of Southwest Medical University, 2Department of Orthopedics, The People's Hospital of Pengzhou, 3Department of Clinical Skills Center, Affiliated Hospital of Southwest Medical University, 4Southwest Medical University, 5Stem Cell Immunity and Regeneration Key Laboratory of Luzhou, Affiliated Hospital of Southwest Medical University

* These authors contributed equally

本文内容

摘要

YTHDC1 促进 m6A 修饰的 Rab27A 向细胞质输出，而 IGF2BP2 在细胞质中稳定 Rab27A，从而增强破骨细胞分化并促进骨质疏松症的发生。

摘要

骨质疏松症新型疗法的开发已受到越来越多的关注。Rab27A 在破骨细胞分化过程中表达上调，而 N6-甲基腺苷（m6A）修饰已被证实是骨科疾病中一种重要的表观遗传调控机制。生物信息学分析预测 Rab27A 含有多个 m6A 修饰位点，并可与多种 m6A 相关蛋白相互作用。本研究通过去卵巢（OVX）小鼠模型，利用基因敲低实验评估 Rab27A 在破骨细胞分化及骨质疏松症中的作用。在 OVX 小鼠中，Rab27A 缺失缓解了骨质疏松症，并使骨形成比例从 14.73% 提高至 28.13%（P < 0.05）。Western blot 和定量 PCR 结果显示，Rab27A 敲低可降低破骨细胞标志物 TRAP、NFATc1 和 c-FOS 的蛋白及 mRNA 表达水平，从而抑制由巨噬细胞集落刺激因子（M-CSF）和核因子-κB 配体受体激活剂（RANKL）诱导的骨髓来源巨噬细胞（BMMs）向破骨细胞的分化。TRAP 染色进一步表明，在 M-CSF 和 RANKL 诱导后，Rab27A 缺失使 TRAP 活性显著从 24.1% 降至 12.9%（P < 0.01）。RNA 免疫共沉淀实验确认 Rab27A 与 m6A 读取蛋白 YTHDC1 和 IGF2BP2 存在相互作用。核质分离实验表明，YTHDC1 促进 m6A 修饰的 Rab27A 从细胞核向细胞质的转运。此外，q-PCR 和 Western blot 分析显示，敲低 YTHDC1 或 IGF2BP2 均可降低 Rab27A 的表达，并减少 TRAP、NFATc1 和 c-FOS 的表达，从而抑制 M-CSF 和 RANKL 诱导的破骨细胞分化。综上所述，这些研究结果表明，YTHDC1 介导的 m6A 修饰 Rab27A 的胞质转运以及 IGF2BP2 介导的其稳定性维持，共同促进破骨细胞分化，并在 OVX 小鼠模型中导致骨量丢失。

引言

骨质疏松症（OP）是一种常见的骨骼系统疾病，其特征是骨微结构退化和骨矿物质密度降低，导致全球范围内骨折风险升高1,2,3。骨质疏松性骨折最常发生在前臂、肱骨、髋部和脊柱，尤其在老年人群中更为普遍。此类骨折显著降低患者的生活质量，并给患者本人、家庭以及医疗保健系统带来巨大的身体、心理和社会经济负担3。因此，骨质疏松症的预防、管理和治疗仍是临床医学和公共卫生领域的重要任务。

已针对骨质疏松症开发出多种治疗策略，通常可分为两类：促骨形成药物和抗骨吸收疗法4,5。传统的抗骨吸收药物包括双膦酸盐、雷洛昔芬和雷尼酸锶，而较新的药物则包括地诺单抗、奥达那替布和沙拉西尼布。促骨形成疗法包括甲状旁腺激素（PTH 1–84），此外还有多种候选药物（如 MK-5442、AMG 785 和 BHQ 880）正处于临床研发阶段5。尽管这些治疗方法可能有效，但许多药物存在显著的不良反应、长期疗效有限或无法长期使用等限制4,6,7,8,9。例如，长期使用氨基双膦酸盐和地诺单抗可能损害正常的骨重建过程5。因此，寻找更安全且更有效的治疗靶点仍是骨质疏松症研究的重要目标。

Rab蛋白是细胞内囊泡运输和细胞信号转导的关键调控因子，参与多种生物学过程，包括病毒感染、自噬以及细胞骨架的组织10。近年来，Rab家族蛋白在骨代谢和骨质疏松症中的作用受到越来越多的关注。已有研究报道，Rab44通过调控细胞内Ca2⁺信号并激活核因子κB配体受体激活剂（RANKL）处理的巨噬细胞中的活化T细胞核因子1（NFATc1），从而调节破骨细胞的分化11。破骨细胞是由巨噬细胞系前体细胞衍生而来的多核细胞，在骨吸收和骨骼稳态中发挥关键作用12,13,14,15,16,17,18,19。因此，阐明调控破骨细胞分化的分子机制，对于开发治疗骨质疏松症的新疗法至关重要。

Rab27A 是 Rab GTP 酶家族的重要成员，在分泌细胞和免疫细胞中广泛表达。它在囊泡运输、胞吐作用以及细胞内信号传导中发挥关键作用20,21,22,23,24,25,26,27。先前的研究表明，Rab27A 在气道炎症过程中调控嗜酸性粒细胞的脱颗粒，并在活化的巨噬细胞中控制与 NADPH 氧化酶活性相关的囊泡动员20.23。值得注意的是，越来越多的证据显示，Rab27A 的表达在破骨细胞分化过程中显著上调。Shimada-Sugawara 等人报道，骨髓来源巨噬细胞（BMMs）向破骨细胞分化的过程中，Rab27A 的表达增加，提示其在破骨细胞生成中可能具有重要作用28。综上所述，这些研究结果表明，Rab27A 可能通过调控囊泡运输和细胞内信号通路，影响破骨细胞的形成与功能28,29。

N6-甲基腺苷（m6A）是真核生物信使RNA和非编码RNA中最丰富的内部RNA修饰，作为RNA代谢和基因表达的关键调控因子。作为在哺乳动物中首次被鉴定的mRNA修饰，m6A已被证实参与多种生物学过程，包括RNA稳定性、剪接、转运和翻译。Wang等人的研究表明，通常发生在保守序列基序内的m6A修饰可被含有YTH结构域的蛋白质识别，从而参与调控mRNA的稳定性和代谢30。此外，m6A修饰还被发现参与多种生物学功能，包括基因组稳定性、转录调控、染色质组织、癌症进展以及免疫应答31。最近的研究也揭示了m6A信号在骨相关疾病和骨质疏松症中的重要作用32。

在m6A阅读蛋白中，YTHDC1作为核内阅读蛋白，调控RNA的加工及核输出，而胰岛素样生长因子2 mRNA结合蛋白2（IGF2BP2）则在细胞质中稳定m6A修饰的转录本。Chen等人研究表明，YTHDC1促进m6A修饰的circNSUN2从细胞核输出，随后该分子与IGF2BP2相互作用，稳定HMGA2 mRNA，从而促进结直肠癌的转移33。这些发现提示，YTHDC1与IGF2BP2的协同调控可能代表了一种控制m6A修饰转录本命运的普遍机制。

本研究探讨了Rab27A mRNA中预测的m6A修饰位点，并分析了其与YTHDC1和IGF2BP2的相互作用。研究发现，YTHDC1促进m6A修饰的Rab27A转录本从细胞核输出，而IGF2BP2则在细胞质中与Rab27A相互作用并增强其稳定性。通过这一调控机制，Rab27A促进了破骨细胞的分化，并推动了骨质疏松症的发展。综上所述，研究结果揭示了一条此前未被认识的、依赖m6A的调控通路，该通路由YTHDC1、IGF2BP2和Rab27A共同参与破骨细胞分化过程。这些发现为骨质疏松症的分子发病机制提供了新的见解，并可能有助于开发靶向m6A介导的Rab27A调控的新型治疗策略。

方案

所有动物实验均经西南医科大学附属医院动物保护与利用委员会批准（批准号：2024-Ethics-042）。所有实验均遵循ARRIVE指南、英国《1986年动物（科学程序）法》及其相关指南、欧盟指令2010/63/EU，以及美国国立卫生研究院《实验动物护理和使用指南》（NIH出版物编号8023，1978年修订版）。小鼠被随机分配至各实验组，分组序列对研究人员设盲。所有数据采集与分析，包括组织学评估、显微计算机断层扫描（micro-CT）图像分析及统计学分析，均由不知晓分组情况的研究人员完成。分析中未排除任何动物或样本。本方案中使用的所有试剂、设备、软件及其他资源均列于材料表中。

1. 构建卵巢切除术（OVX）模型

使用24只8周龄的雌性野生型C57BL/6小鼠建立骨质疏松模型。经过1周的适应性饲养后，将小鼠随机分为假手术组（Sham）或卵巢切除组（OVX）。OVX模型通过双侧卵巢切除术建立，方法如前所述34,35。假手术组小鼠仅进行卵巢暴露手术，但不切除卵巢。

对于股骨内基因递送，在OVX手术后7天，按照先前报道的方法36,37，通过髌骨通路将表达sh-Rab27A或sh-NC的慢病毒载体注入股骨。简言之，在麻醉条件下，使用22号针头将浓缩的慢病毒颗粒（1 × 106 转导单位/mL）注入股骨。每只小鼠注射20 µL慢病毒悬液。随后缝合切口，并在恢复期间对动物进行监测。

所有动物实验均在无特定病原体条件下进行。术后8周收集股骨样本。每组至少使用六只小鼠用于组织学分析以及RNA或蛋白质提取。

2. 体内 微型计算机断层扫描成像

采用微型计算机断层扫描（micro-CT）评估小梁骨形态。对每只小鼠的右胫骨进行扫描 体内 在14周龄时进行OVX手术前。随访扫描每周进行一次，直至22周龄。每组至少包含六只小鼠用于显微CT分析。

小鼠通过腹腔注射戊巴比妥钠（50 mg/kg 体重）进行麻醉。通过脚趾夹捏反射消失以及持续监测呼吸频率来确认麻醉效果，并在整个成像过程中维持麻醉状态。所有安乐死操作均依照批准的动物实验方案、机构动物福利指南以及实验室动物安乐死的国家规定进行。

24周龄时，小鼠在深度麻醉后通过颈椎脱位法处死，取双侧胫骨用于后续实验 离体 采用相同的成像方案进行扫描。扫描参数包括：体素尺寸为10.4 µm，电压为55 kV，电流为145 µA，视野为32 mm，每投影采样数为1500/750，积分时间为100 ms。

图像采用针对1200 mg HA/cm3模体校准的三阶多项式束硬化校正算法进行处理。在位于生长板近端1.0 mm处的股骨远端干骺端，定量分析骨体积分数（BV/TV）、小梁厚度（Tb.Th）和小梁数量（Tb.N）。

3. 质粒转染

生成了sh-Rab27A和sh-NC质粒并用于慢病毒的制备。根据制造商的说明，将慢病毒包装质粒与shRNA载体共同转染至HEK293T细胞中。在股骨内注射前，按先前所述方法测定病毒滴度36。实验共进行三次独立的生物学重复。

4. 苏木精-伊红（HE）染色

股骨样本用4%多聚甲醛固定24小时，用10% EDTA脱钙4周，用30%蔗糖/PBS进行冷冻保护，包埋于石蜡中，并切成5 µm厚的切片。组织切片经苏木精和伊红染色后，使用光学显微镜进行观察。每组至少分析六只小鼠。

5. 抗酒石酸酸性磷酸酶（TRAP）染色

按照制造商说明书对股骨切片进行TRAP染色38。使用TRAP染色实验检测骨髓来源巨噬细胞（BMMs）中的TRAP活性。成熟的破骨细胞定义为TRAP阳性、含至少三个细胞核的多核细胞。实验进行三次独立的生物学重复，每次均设三个技术重复。

6. 定量 PCR

使用TRIzol试剂按照制造商说明书提取总RNA。利用逆转录酶合成互补DNA，并采用SYBR Green荧光染料法进行实时定量PCR检测。实验共进行三次独立的生物学重复，每次均设有三次技术重复。

引物序列如下：

Rab27A：F，TTCCTGCTTCTGTTCGACCT；R，GGCAGCACTGGTTTCAAAAT

TRAP：F，TGTTGACAGCGGTCCATCTA；R，CCTCCTTCTTAACCCGAAGC

NFATc1：F，GGTGCTGTCTGGCCATAACT；R，GCGGAAAGGTGGTATCTCAA

c-FOS：F，TACTACCATTCCCCAGCCGA；R，GCTGTCACCGTGGGGATAAA

YTHDC1：F，GAAGTGGAAGCTCTGCATCAG；R，TTGATCTTTTCGGACAGCACG

IGF2BP2：F，GACTACCCCGACCAGAACTG；R，GAGGCGGGATGTTCCGAATC

β-actin：F，GGGAAATCGTGCGTGACATTAAG；R，TGTGTTGGCGTACAGGTCTTTG

7. 蛋白质印迹法

使用添加了蛋白酶抑制剂的RIPA裂解缓冲液裂解细胞或组织。采用Bradford法测定蛋白浓度。取等量蛋白（20 µg）进行SDS-PAGE分离，随后转移至聚偏二氟乙烯（PVDF）或硝酸纤维素膜上。膜在室温下用5%脱脂牛奶封闭1小时，然后在4 °C下与针对TRAP、NFATc1、c-FOS、Rab27A、YTHDC1、IGF2BP2或β-actin的一抗孵育过夜。洗涤后，膜在室温下与相应的二抗孵育1小时。采用标准检测方法显影蛋白条带。实验共进行三次独立的生物学重复。

8. 细胞培养

骨髓来源的巨噬细胞（BMMs）按先前所述方法分离39。从小鼠股骨中分离的骨髓细胞在含10%胎牛血清、30 ng/mL 巨噬细胞集落刺激因子（M-CSF）和1%青霉素/链霉素的α-最低必需培养基中，于37 °C、含5% CO₂的湿润环境中培养过夜。收集非贴壁细胞，并在含30 ng/mL M-CSF的基质细胞无细胞体系中继续培养。培养3天后，收集贴壁细胞作为BMMs，并在含30 ng/mL M-CSF和50 ng/mL 核因子κB受体活化因子配体（RANKL）的条件下进一步培养72小时，以诱导破骨细胞分化。

9. RNA干扰（RNAi）

采用脂质体转染试剂，按照制造商说明书合成并转染小干扰RNA（siRNAs）。转染前，将细胞以每孔2 × 104个细胞的密度接种于6孔板中。实验共进行三次独立的生物学重复。

靶序列如下：

si-Rab27A：GGACUUAAUCAUCTAAGAGAAUGGAA

si-YTHDC1：GCAAGGAGUGUUAUCUUAATT

si-IGF2BP2：CCGUUAACCAACAAGCCAATT

10. 免疫荧光

细胞用4%多聚甲醛固定20分钟，再用0.1% Triton X-100透化10分钟。用5%牛血清白蛋白封闭30分钟后，细胞在4 °C下与一抗孵育过夜。

洗涤后，在室温下加入荧光染料标记的二抗孵育30分钟。用DAPI对细胞核进行复染，并通过共聚焦显微镜采集图像。实验共进行了三次独立的生物学重复。

11. 细胞核与细胞质分离

根据制造商说明书分离核组分和胞质组分。细胞在冰上裂解10分钟，于4 °C以500 × g离心3分钟。收集含有胞质成分的上清液，而含有细胞核的沉淀物则经洗涤后单独处理。

12. RNA结合蛋白免疫沉淀（RIP）

RNA 免疫沉淀（RIP）实验按照制造商说明书进行。简言之，细胞在冰上裂解 30 分钟。离心后，上清液与抗体及 Protein A/G 琼脂糖珠在 4°C 过夜孵育。洗涤后，通过蛋白质印迹分析免疫沉淀的蛋白质，通过定量实时 PCR 分析共免疫沉淀的 RNA。实验进行了三次独立的生物学重复。

13. Rab27A mRNA 稳定性检测

在IGF2BP2敲低后的指定时间点提取总RNA。随后进行逆转录和定量实时PCR。Rab27A mRNA水平以0 h时的si-NC组为对照进行标准化。实验共进行了三次独立的生物学重复。

14. 统计分析

所有实验均使用至少三个生物学重复独立进行。对于q-PCR、RNA干扰、TRAP染色、蛋白质印迹及其他基于细胞的检测，每个生物学重复包含三个技术重复，除非另有说明。数据以均值 ± 标准差（SD）表示。

统计分析使用 GraphPad Prism 9.0 版本和 SPSS 软件进行。两组之间的比较采用双尾 Student t 检验。多组之间的比较采用双因素方差分析（ANOVA），随后进行 Tukey 多重比较检验以校正多重比较。当 P 值 < 0.05 时，认为差异具有统计学显著性。

结果

Rab27A 沉默减轻骨质疏松症 体内.

为研究Rab27A在骨质疏松症中的作用，采用既往报道的方法建立卵巢切除（OVX）小鼠模型，并进行Rab27A基因敲低34,40。整体研究设计见图1。显微计算机断层扫描分析显示，与假手术对照组小鼠相比，OVX小鼠的骨密度、骨体积分数（BV/TV）、小梁厚度（Tb.Th）和小梁数量（Tb.N）均显著降低（图2A）。这些结果证实了骨质疏松症模型的成功建立。Rab27A基因敲低显著恢复了所有检测的骨结构参数，表明可缓解OVX诱导的骨量丢失及骨微结构恶化（图2A）。

组织学检查进一步支持了这些发现。苏木精和伊红染色显示，与假手术组相比，卵巢切除小鼠出现明显的骨小梁丢失以及骨小梁结构破坏（图2B）。相反，Rab27A缺失减轻了骨小梁的退化，并部分恢复了骨组织形态（图2B）。由于已有研究提示Rab27A参与破骨细胞分化28，因此通过抗酒石酸酸性磷酸酶（TRAP）染色评估破骨细胞活性。与假手术对照组相比，卵巢切除小鼠的TRAP活性显著升高，而在Rab27A敲低后该活性明显降低（图2C）。

随后检测了破骨细胞相关标志物的表达。Western blot分析显示，与假手术组小鼠相比，去卵巢（OVX）小鼠中Rab27A、TRAP、NFATc1和c-FOS的蛋白水平显著升高，而在Rab27A缺失后这些蛋白水平下降（图2D）。在转录水平上也获得了 consistent 的结果，定量实时PCR（q-PCR）显示Rab27A、TRAP、NFATc1和c-FOS的mRNA表达呈现相似的变化模式（图2E）。

显示m6A-Rab27A通路及qRT-PCR实验流程图的骨质疏松机制示意图。
图1：YTHDC1和IGF2BP2介导m6A修饰的Rab27A在破骨细胞分化及骨质疏松进展过程中调控作用的实验设计示意图及提出的作用机制。采用卵巢切除（OVX）小鼠模型以及核因子-κB受体激活剂配体（RANKL）/巨噬细胞集落刺激因子（M-CSF）诱导的破骨细胞分化模型，研究Rab27A在破骨细胞生成中的作用。通过Rab27A敲低、核质分离及RNA免疫沉淀实验，评估破骨细胞分化标志物（TRAP、NFATc1和c-FOS）、Rab27A表达水平及其亚细胞定位。YTHDC1促进m6A修饰的Rab27A从细胞核向细胞质转运，而IGF2BP2则在细胞质中稳定Rab27A。这两种协同调控机制共同促进破骨细胞分化，并导致OVX模型中的骨量丢失。请点击此处查看该图的放大版本。

骨密度与TRAP表达分析；图表、组织学及蛋白质表达数据；OVX模型
图2：Rab27A 的敲低减轻骨质疏松症 体内. (A) 小梁骨形态计量分析。对骨矿物密度、骨体积分数（BV/TV）、小梁厚度（Tb.Th）和小梁数量（Tb.N）进行定量分析。**P < 0.01，***P < 0.001. (B) Rab27A 耗竭后股骨小梁骨的组织学评估。采用苏木精和伊红（HE）染色法评估股骨远端的结构变化。OVX 和 OVX + sh-NC 组作为对照。比例尺 = 50 µm. ***P < 0.001. (C股骨切片的TRAP染色。通过评估TRAP活性以检测破骨细胞活性。OVX组和OVX + sh-NC组作为对照。比例尺 = 50 µm. ***P < 0.001. (D–ERab27A 耗竭后 Rab27A、TRAP、NFATc1 和 c-FOS 的表达。通过 Western 印迹检测蛋白表达D），并通过q-PCR检测mRNA表达水平（E）。β-actin 作为上样对照。**P < 0.01，***P < 0.001. 假手术组仅进行卵巢暴露手术而不切除卵巢，而OVX组则进行双侧卵巢切除术。sh-NC为阴性对照短发夹RNA。每组包含六只小鼠。数据以均值±标准差表示。 请点击此处以查看此图的放大版本。

敲低 Rab27A 抑制了由 M-CSF 和 RANKL 诱导的 BMMs 破骨细胞分化

为了进一步评估 Rab27A 在破骨细胞生成过程中的作用，采用巨噬细胞集落刺激因子（M-CSF）和核因子-κB 受体活化因子配体（RANKL）刺激骨髓来源的巨噬细胞（BMMs），以诱导破骨细胞分化28。

定量实时 PCR 和蛋白质印迹分析表明，M-CSF 和 RANKL 刺激显著增加了 Rab27A 的 mRNA 和蛋白质表达水平，而转染 si-Rab27A 可有效降低 Rab27A 的表达（图 3A、B）。TRAP 染色显示，经 M-CSF 和 RANKL 处理后，破骨细胞活性显著增强。与诱导组相比，Rab27A 沉默显著降低了 TRAP 活性（图 3C）。

随后检测了破骨细胞分化标志物的表达。定量实时PCR分析显示，破骨细胞诱导后TRAP、NFATc1和c-FOS的mRNA水平显著升高，而Rab27A缺失则使这些水平降低（图3D）。通过蛋白质印迹（western blotting）在蛋白质水平上也观察到类似结果（图3E).

使用柱状图和蛋白质印迹分析TRAP实验中的Rab27A表达；破骨细胞分化。
图3：Rab27A的敲低抑制了由M-CSF和RANKL诱导的骨髓来源巨噬细胞（BMMs）向破骨细胞的分化。（A–B）破骨细胞诱导过程中Rab27A的表达。分别通过q-PCR和Western印迹检测Rab27A的mRNA（A）和蛋白（B）水平。β-actin作为上样对照。***P < 0.001。（C）BMM来源破骨细胞的TRAP染色。由M-CSF和RANKL诱导增强的TRAP活性在Rab27A敲低后受到抑制。比例尺 = 50 µm。***P < 0.001。（D–E）Rab27A缺失后破骨细胞分化标志物的表达。通过q-PCR检测TRAP、NFATc1和c-FOS的mRNA水平（D），通过Western印迹检测其蛋白水平（E）。β-actin作为上样对照。**P < 0.01，***P < 0.001。Control：未处理细胞；si-NC：阴性对照siRNA。实验重复三次，均为独立的生物学重复。数据以均值 ± 标准差表示。请点击此处查看该图的放大版本。

YTHDC1 促进了 m6A 修饰的 Rab27A 的胞质输出

为了研究m6A修饰在Rab27A调控中的潜在作用，进行了生物信息学分析。在Rab27A转录本中鉴定出多个预测的m6A修饰位点（图4A）。此外，相互作用预测分析表明，Rab27A与m6A阅读蛋白YTHDC1和IGF2BP2之间可能存在关联（图4B）。

为了验证YTHDC1与Rab27A mRNA之间的相互作用，进行了RNA免疫沉淀（RIP）实验。与免疫球蛋白G（IgG）对照相比，Rab27A mRNA在抗YTHDC1抗体免疫沉淀的复合物中显著富集（图4C）。

由于YTHDC1作为核内m6A识别蛋白参与RNA的出核转运41，因此进行了核与细胞质的分离实验。YTHDC1敲低显著增加了Rab27A mRNA在细胞核内的滞留，同时减少了其在细胞质中的丰度（图4D）。

进一步评估了YTHDC1对Rab27A表达的影响。实时荧光定量PCR分析表明，YTHDC1的耗竭降低了Rab27A的mRNA表达水平（图4E）。一致地，Western blot 分析显示，在 YTHDC1 敲低后，Rab27A 蛋白表达水平下降（图4F).

基因表达分析；RNA结合蛋白YTHDC1、IGF2BP2；图表与数据结果。
图4：YTHDC1促进m6A修饰的Rab27A的胞质输出。(A) 使用SRAMP预测工具鉴定出的Rab27A内的预测m6A修饰位点。 (B) 使用StarBase鉴定出的Rab27A与m6A阅读蛋白YTHDC1和IGF2BP2之间的预测相互作用。 (C) RNA免疫沉淀（RIP）实验显示YTHDC1与Rab27A mRNA之间的相互作用。**P < 0.01。IgG作为阴性对照。Rab27A的富集程度归一化为输入百分比。YTHDC1的免疫印迹条带反映免疫沉淀效率。 (D) 核质分离分析显示，在YTHDC1敲低后，Rab27A在细胞核中的滞留增加。**P < 0.01，***P < 0.001。 (E–F) YTHDC1敲低后YTHDC1和Rab27A的表达情况。mRNA表达通过q-PCR测定 (E)，蛋白表达通过Western blotting测定 (F)。β-actin作为上样对照。**P < 0.01。si-NC：阴性对照siRNA。实验进行了三次独立的生物学重复。数据以均值±标准差表示。 请点击此处查看该图的放大版本。

IGF2BP2 通过与 Rab27A 相互作用促进其稳定性

使用RIP实验检测了IGF2BP2与Rab27A之间的相互作用。与IgG对照相比，抗IGF2BP2抗体免疫沉淀的复合物中显著富集了Rab27A mRNA，表明IGF2BP2与Rab27A mRNA存在关联（图5A）。

免疫荧光分析显示IGF2BP2与Rab27A主要在细胞质内共定位（图5B）。为确定IGF2BP2对Rab27A表达的功能性影响，采用siRNA沉默IGF2BP2。定量实时PCR分析表明，在IGF2BP2缺失后，Rab27A的mRNA水平显著降低（图5C）。与上述结果一致，Western印迹分析显示，IGF2BP2敲低后Rab27A蛋白表达减少（图5D）。

随后评估了IGF2BP2对Rab27A mRNA稳定性的影响。IGF2BP2的缺失显著缩短了Rab27A mRNA的半衰期，并降低了转录本的稳定性（图5E）。

IGF2BP2 调控研究；Western blot、免疫荧光、mRNA/蛋白表达、Rab27A 分析。
图 5：IGF2BP2 通过相互作用稳定 Rab27A。 (A) RNA 免疫共沉淀实验显示 IGF2BP2 与 Rab27A mRNA 之间的结合。IgG 作为阴性对照。Rab27A 富集程度以输入百分比进行归一化。***P < 0.001。(B) 免疫荧光分析显示 Rab27A 与 IGF2BP2 在细胞质中共定位。细胞核用 DAPI 复染。比例尺 = 20 µm。(C–D) IGF2BP2 沉默后 Rab27A 表达下调。通过 q-PCR 检测 Rab27A mRNA 水平 (C)，通过 Western blotting 检测蛋白水平 (D)。β-actin 作为上样对照。**P < 0.01，***P < 0.001。(E) IGF2BP2 沉降后 Rab27A mRNA 的稳定性。Rab27A mRNA 水平以 0 h 时对应的 si-NC 组为基准进行归一化。**P < 0.01。si-NC：阴性对照 siRNA。实验进行了三次独立的生物学重复。数据以均值 ± 标准差表示。请点击此处查看该图的放大版本。

沉默YTHDC1或IGF2BP2可抑制M-CSF和RANKL诱导的BMMs向破骨细胞分化

为了进一步研究YTHDC1、IGF2BP2和Rab27A在破骨细胞分化过程中的功能关系，在BMMs中进行了基因敲低实验。

M-CSF 和 RANKL 刺激显著增加了 Rab27A、YTHDC1 和 IGF2BP2 的 mRNA 表达（图 6A）。相应地，这些分子的蛋白表达在破骨细胞诱导后也升高（图 6B）。沉默 YTHDC1 或 IGF2BP2 均显著降低了 Rab27A 的表达，而其中一个调控因子的敲低并未显著影响另一个调控因子的表达水平。

TRAP 染色显示，YTHDC1 或 IGF2BP2 的缺失显著抑制了由 M-CSF 和 RANKL 诱导的破骨细胞活性（图 6C）。此外，定量实时 PCR 分析表明，在 YTHDC1 或 IGF2BP2 沉默后，TRAP、NFATc1 和 c-FOS 的表达水平降低（图 6D）。Western blot 分析证实了这些蛋白水平的相应下降（图 6E）。

综上所述，这些研究结果表明，YTHDC1 和 IGF2BP2 通过调控 Rab27A 的表达来促进破骨细胞分化。

基因表达和蛋白质分析、TRAP染色、Western印迹结果、M-CSF+RANKL实验。
图6：沉默YTHDC1或IGF2BP2抑制M-CSF和RANKL诱导的BMMs破骨细胞分化。（A–B）YTHDC1或IGF2BP2敲低后Rab27A的表达。通过q-PCR（A）和Western印迹（B）分别检测Rab27A的mRNA和蛋白质水平。β-actin作为上样对照。***P < 0.001。（C）TRAP染色显示YTHDC1或IGF2BP2缺失后破骨细胞活性受到抑制。比例尺 = 50 µm。**P < 0.01，***P < 0.001。（D–E）YTHDC1或IGF2BP2缺失后破骨细胞分化标志物的表达。通过q-PCR检测TRAP、NFATc1和c-FOS的mRNA水平（D），通过Western印迹检测其蛋白水平（E）。β-actin作为上样对照。*P < 0.05，**P < 0.01，***P < 0.001。Control：未处理细胞；si-NC：阴性对照siRNA。实验重复三次独立的生物学重复。数据以均值 ± 标准差表示。请点击此处查看该图的放大版本。

数据可用性：

本研究中使用和/或分析的数据集（包括蛋白质印迹数据、成像数据集、定量分析结果及源文件）已提供在补充文件1中。

补充文件 1：本研究的数据集和原始数据。请点击此处下载该文件。

讨论

破骨细胞分化在骨重建、骨吸收、骨折修复及骨骼稳态中发挥着关键作用12˒15˒17˒18˒42˒43。破骨细胞活性过度增强是骨质疏松症的主要诱因之一，因此识别调控破骨细胞分化的信号通路成为重要的研究目标。多种靶向破骨细胞功能的抗吸收疗法已显示出临床疗效6,44,45。例如，地诺单抗（denosumab）与降低骨折发生率及良好的安全性相关6，而组织蛋白酶K抑制剂ONO-5334在去卵巢非人灵长类动物中显示出对骨矿物质密度和骨强度的有益作用44。本研究发现了一种此前未被识别的依赖m6A的调控机制，该机制涉及YTHDC1、Rab27A和IGF2BP2，可促进破骨细胞分化及骨质疏松症的进展。这些发现为破骨细胞生成的分子调控提供了新的见解，并提示了骨质疏松症潜在的治疗靶点。

Rab27A 既往已被证实通过调控囊泡运输和细胞内信号转导参与破骨细胞分化及骨吸收过程，并可能通过关键受体的内体再循环影响 RANKL 诱导的信号级联反应28,29与这些报道一致，Rab27A 的表达在破骨细胞分化过程中显著上调，而 Rab27A 的缺失则抑制了破骨细胞的分化。 体外 并缓解了与骨质疏松相关的骨量流失 体内这些发现支持Rab27A在破骨细胞生物学中的关键作用，并通过证明Rab27A的活性受m6A依赖性机制调控，进一步拓展了先前的观察结果。综上所述，研究结果提示m6A修饰的Rab27A可能在转录后水平调控这些过程，从而影响骨吸收活性。

越来越多的证据表明，m6A修饰参与了骨相关疾病的发生和发展32。生物信息学分析在Rab27A mRNA中鉴定了多个潜在的m6A修饰位点（图4A），功能研究表明YTHDC1和IGF2BP2可调控Rab27A的表达及破骨细胞分化（图4–6）。这些发现提示，m6A修饰是破骨细胞生成过程中调控Rab27A功能的重要上游调控机制。由于在Rab27A中识别出多个预测的m6A位点，未来的研究应明确单个位点或多个位点的组合是否对Rab27A的调控至关重要。构建缺乏m6A修饰的Rab27A突变体并进行后续的挽救实验，将为此通路中m6A修饰的功能重要性提供直接证据。

从机制上讲，本研究证明YTHDC1可与Rab27A mRNA相互作用并促进其从细胞核输出。在转位至细胞质后，IGF2BP2直接结合Rab27A mRNA并增强其转录本的稳定性。因此，YTHDC1或IGF2BP2的缺失均会降低Rab27A的表达，并抑制破骨细胞分化。这些发现支持一种模型，即YTHDC1与IGF2BP2通过协同调控mRNA的转运与稳定性，共同维持Rab27A的表达水平。该调控机制拓展了当前对m6A介导的破骨细胞分化调控机制的认识，并提示该通路中的多个组分可作为潜在的治疗靶点。

应当承认本研究存在若干局限性。首先，尽管已有研究表明Rab27A可调控破骨细胞的分化，但其对成骨细胞功能的潜在影响尚未被研究。由于骨稳态依赖于破骨细胞介导的骨吸收与成骨细胞介导的骨形成之间的平衡，未来的研究应评估Rab27A是否也影响成骨细胞的分化或活性。其次，本研究主要依赖于功能缺失的研究方法。通过同时进行Rab27A、YTHDC1和IGF2BP2的过表达，并结合使用m6A缺陷型Rab27A突变体进行挽救实验，将有助于进一步完善所提出的调控模型。第三，尽管通过生物信息学方法预测了Rab27A mRNA中多个可能的m6A修饰位点，但具体负责调控Rab27A功能的位点仍不明确，需通过实验加以验证。最后，尚需进一步研究以确定其他m6A阅读蛋白、RNA结合蛋白或信号通路是否参与Rab27A在破骨细胞分化过程中的调控作用。

免疫调节已成为骨质疏松症发病机制中的一个重要组成部分46,47。Rab27A 在免疫细胞分泌、细胞毒性颗粒释放、中性粒细胞脱颗粒以及组织微环境调控方面具有明确的功能48,49,50,51,52,53,54,55。进一步研究 Rab27A、免疫调节与骨稳态之间的关系，可能为骨质疏松症的发病机制提供新的见解。

未来的研究应优先关注以下几个关键领域。首先，需要对 Rab27A 中预测的 m6A 位点进行系统的定点突变，以鉴定参与 YTHDC1 和 IGF2BP2 介导调控的功能性结合位点。其次，联合过表达 Rab27A、YTHDC1 和 IGF2BP2，并利用缺乏 m6A 修饰的 Rab27A 突变体进行挽救实验，对于明确 YTHDC1/Rab27A/IGF2BP2 调控轴的直接作用至关重要。第三，在其他骨质疏松模型中验证该信号通路，并评估 Rab27A 在成骨细胞中的功能，将有助于进一步巩固当前的研究发现。

综上所述，本研究发现了一条促进破骨细胞分化及骨质疏松症进展的新型YTHDC1/Rab27A/IGF2BP2调控轴。YTHDC1促进m6A修饰的Rab27A mRNA从细胞核输出，而IGF2BP2则增强细胞质中Rab27A mRNA的稳定性。这些协同的调控事件增加了Rab27A的表达，进而促进破骨细胞生成。总体而言，该研究结果拓展了目前对m6A介导的骨质疏松症调控机制的认识，并为开发靶向YTHDC1/Rab27A/IGF2BP2通路的治疗策略提供了理论基础。

披露

作者声明不存在竞争性财务利益或利益冲突。

致谢

本工作由彭州市人民医院与西南医科大学科技战略合作项目（项目编号：2023PZXNYD01）资助，授予唐莲。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
4% 多聚甲醛Thermo Fisher ScientificA5818101组织和细胞固定
Alexa Fluor 488 二抗Thermo Fisher ScientificA-11001免疫荧光用荧光二抗；RRID: AB_2534069
Alexa Fluor 546 二抗Thermo Fisher ScientificA-11035免疫荧光用荧光二抗；RRID: AB_2534093
牛血清白蛋白 (BSA)MerckA2153封闭试剂
Bradford 蛋白定量试剂盒MerckB6916蛋白质定量
C57BL/6JSlac 小鼠上海斯莱克实验动物有限责任公司—雌性，8 周龄；RRID: MGI:2159769
c-FOS 抗体Abcamab222699Western blot 一抗；RRID: AB_2891049
共聚焦激光扫描显微镜 (SP8)Leica MicrosystemsSP8免疫荧光图像采集；RRID: SCR_018169
DAPIThermo Fisher ScientificD3571免疫荧光核复染剂；RRID: AB_2307445
EDTAMerckV900081-500G组织脱钙试剂
伊红SolarbioG1100组织学胞质染色剂
胎牛血清 (FBS)Thermo Fisher ScientificA5669701细胞培养添加剂
GraphPad PrismGraphPad SoftwareVersion 9.0统计分析软件；RRID: SCR_002798
苏木精Cell Signaling Technology#14166组织学核染色剂
IBM SPSS StatisticsIBMWindows 版本统计分析软件；RRID: SCR_016479
IGF2BP2 抗体Proteintech11601-1-APWestern blot 和免疫荧光一抗；RRID: AB_2122672
倒置光学显微镜 (DMi8)Leica MicrosystemsDMi8组织学图像采集；RRID: SCR_026672
慢病毒滴度定量试剂盒Takara Bio631235慢病毒滴度测定
Lipofectamine 3000Thermo Fisher ScientificL3000015质粒转染试剂
Lipofectamine RNAiMAXThermo Fisher Scientific13778150siRNA 转染试剂
M-CSFMedChemExpressHY-P7085破骨细胞分化因子
微型计算机断层扫描系统Scanco MedicalVivaCT80骨形态计量学分析
M-MLV 逆转录酶PromegaM1701cDNA 合成
NFATc1 抗体Santa Cruz Biotechnologysc-7294Western blot 一抗；RRID: AB_2152503
PARIS 试剂盒Thermo Fisher ScientificAM1556核质分离
青霉素/链霉素Thermo Fisher Scientific15140122细胞培养用抗生素添加剂
Power SYBR Green Master MixThermo Fisher Scientific4367659定量实时 PCR
蛋白酶抑制剂混合物Thermo Fisher Scientific78429防止蛋白质降解
Protein A/G 琼脂糖微珠MerckIP05免疫共沉淀
PVDF 膜Thermo Fisher Scientific88520Western blot 蛋白转印膜
Rab27A 抗体Abcamab55667Western blot 和免疫荧光一抗；RRID: AB_945112
RANKLMedChemExpressHY-P7425破骨细胞分化因子
实时 PCR 系统Applied BiosystemsABI7900HT定量实时 PCR 仪器
RIPA 裂解缓冲液Thermo Fisher Scientific78501蛋白质提取缓冲液
RNA 免疫共沉淀 (RIP) 试剂盒MilliporeRIP-12RXNRNA 免疫共沉淀实验
SDS-PAGE 试剂Thermo Fisher ScientificBT041210BOX蛋白质电泳
shRNA 质粒RiboBio—RNA 干扰介导的基因沉默
小干扰 RNA (siRNA)GenePharma—RNA 干扰介导的基因沉默
SRAMP在线资源—m6A 修饰位点预测工具；RRID: SCR_024500
StarBase (ENCORI)在线资源—RNA 相互作用预测数据库；RRID: SCR_016303
TRAP 抗体Abcamab2391Western blot 一抗；RRID: AB_303034
TRAP 染色试剂盒Merck387A破骨细胞活性检测
Triton X-100Thermo Fisher Scientific85111细胞通透化试剂
TRIzol 试剂Thermo Fisher Scientific15596026CN总 RNA 提取
YTHDC1 抗体Abcamab122340Western blot 一抗；RRID: AB_11128253
α-MEMFUJIFILM Wako Pure Chemical Corporation139-15651细胞培养基
β-Actin 抗体MerckA5441Western blot 上样对照；RRID: AB_476744

参考文献

  1. Kanis JA. Assessment of fracture risk and its application to screening for postmenopausal osteoporosis: synopsis of a WHO report. WHO Study Group. Osteoporos Int. 1994;4(6):368-81.
  2. Leslie WD, Morin SN. Osteoporosis epidemiology 2013: implications for diagnosis, risk assessment, and treatment. Curr Opin Rheumatol. 2014;26(4):440-6.
  3. Chen P, Li Z, Hu Y. Prevalence of osteoporosis in China: a meta-analysis and systematic review. BMC Public Health. 2016;16(1):1039. doi: 10.1186/s12889-016-3712-7.
  4. Sambrook P, Cooper C. Osteoporosis. Lancet. 2006;367(9527):2010-8.
  5. Rachner TD, Khosla S, Hofbauer LC. Osteoporosis: now and the future. Lancet. 2011;377(9773):1276-87.
  6. Bone HG, et al. 10 years of denosumab treatment in postmenopausal women with osteoporosis: results from the phase 3 randomised FREEDOM trial and open-label extension. Lancet Diabetes Endocrinol. 2017;5(7):513-23.
  7. Siris ES, et al. Impact of osteoporosis treatment adherence on fracture rates in North America and Europe. Am J Med. 2009;122(2 Suppl):S3-13.
  8. Cheung EYN, Tan KCB, Cheung CL, Kung AWC. Osteoporosis in East Asia: Current issues in assessment and management. Osteoporos Sarcopenia. 2016;2(3):118-33.
  9. Kohno N, et al. Zoledronic acid significantly reduces skeletal complications compared with placebo in Japanese women with bone metastases from breast cancer: a randomized, placebo-controlled trial. J Clin Oncol. 2005;23(15):3314-21.
  10. Stenmark H. Rab GTPases as coordinators of vesicle traffic. Nat Rev Mol Cell Biol. 2009;10(8):513-25.
  11. Yamaguchi Y, et al. Rab44, a novel large Rab GTPase, negatively regulates osteoclast differentiation by modulating intracellular calcium levels followed by NFATc1 activation. Cell Mol Life Sci. 2018;75(1):33-48.
  12. Xiang Q, et al. Beyond resorption: osteoclasts as drivers of bone formation. Cell Regen. 2024;13(1):22. doi: 10.1186/s13619-024-00205-0.
  13. Teitelbaum SL. Bone resorption by osteoclasts. Science. 2000;289(5484):1504-8.
  14. Suda T, Takahashi N, Martin TJ. Modulation of osteoclast differentiation. Endocr Rev. 1992;13(1):66-80.
  15. Durdan MM, Azaria RD, Weivoda MM. Novel insights into the coupling of osteoclasts and resorption to bone formation. Semin Cell Dev Biol. 2022;123:4-13.
  16. Boyle WJ, Simonet WS, Lacey DL. Osteoclast differentiation and activation. Nature. 2003;423(6937):337-42.
  17. Tosun B, et al. Osteoclasts and Macrophages-Their Role in Bone Marrow Cavity Formation During Mouse Embryonic Development. J Bone Miner Res. 2022;37(9):1761-74.
  18. Xie H, et al. PDGF-BB secreted by preosteoclasts induces angiogenesis during coupling with osteogenesis. Nat Med. 2014;20(11):1270-8.
  19. Hattner R, Epker BN, Frost HM. Suggested sequential mode of control of changes in cell behaviour in adult bone remodelling. Nature. 1965;206(983):489-90.
  20. Kim JD, et al. An essential role for Rab27a GTPase in eosinophil exocytosis. J Leukoc Biol. 2013;94(6):1265-74.
  21. Goishi K, Mizuno K, Nakanishi H, Sasaki T. Involvement of Rab27 in antigen-induced histamine release from rat basophilic leukemia 2H3 cells. Biochem Biophys Res Commun. 2004;324(1):294-301.
  22. Johnson JL, et al. Munc13-4 restricts motility of Rab27a-expressing vesicles to facilitate lipopolysaccharide-induced priming of exocytosis in neutrophils. J Biol Chem. 2011;286(7):5647-56.
  23. Ejlerskov P, et al. NADPH oxidase is internalized by clathrin-coated pits and localizes to a Rab27A/B GTPase-regulated secretory compartment in activated macrophages. J Biol Chem. 2012;287(7):4835-52.
  24. Kariya Y, et al. Rab27a and Rab27b are involved in stimulation-dependent RANKL release from secretory lysosomes in osteoblastic cells. J Bone Miner Res. 2011;26(4):689-703.
  25. Johnson JL, et al. Rab27a and Rab27b regulate neutrophil azurophilic granule exocytosis and NADPH oxidase activity by independent mechanisms. Traffic. 2010;11(4):533-47.
  26. Yokoyama K, et al. Rab27a negatively regulates phagocytosis by prolongation of the actin-coating stage around phagosomes. J Biol Chem. 2011;286(7):5375-82.
  27. Jancic C, et al. Rab27a regulates phagosomal pH and NADPH oxidase recruitment to dendritic cell phagosomes. Nat Cell Biol. 2007;9(4):367-78.
  28. Shimada-Sugawara M, et al. Rab27A regulates transport of cell surface receptors modulating multinucleation and lysosome-related organelles in osteoclasts. Sci Rep. 2015;5:9620. doi: 10.1038/srep09620.
  29. Johnson JL, et al. Vesicular trafficking through cortical actin during exocytosis is regulated by the Rab27a effector JFC1/Slp1 and the RhoA-GTPase-activating protein Gem-interacting protein. Mol Biol Cell. 2012;23(10):1902-16.
  30. Wang X, et al. N6-methyladenosine-dependent regulation of messenger RNA stability. Nature. 2014;505(7481):117-20.
  31. Boulias K, Greer EL. Biological roles of adenine methylation in RNA. Nat Rev Genet. 2023;24(3):143-60.
  32. Wu Y, et al. Mettl3-mediated m(6)A RNA methylation regulates the fate of bone marrow mesenchymal stem cells and osteoporosis. Nat Commun. 2018;9(1):4772. doi: 10.1038/s41467-018-06898-4.
  33. Chen RX, et al. N(6)-methyladenosine modification of circNSUN2 facilitates cytoplasmic export and stabilizes HMGA2 to promote colorectal liver metastasis. Nat Commun. 2019;10(1):4695. doi: 10.1038/s41467-019-12651-2.
  34. Wu X, et al. Caffeic acid 3,4-dihydroxy-phenethyl ester suppresses receptor activator of NF-kappaB ligand-induced osteoclastogenesis and prevents ovariectomy-induced bone loss through inhibition of mitogen-activated protein kinase/activator protein 1 and Ca2+-nuclear factor of activated T-cells cytoplasmic 1 signaling pathways. J Bone Miner Res. 2012;27(6):1298-308.
  35. Luo J, et al. Regulation of bone formation and remodeling by G-protein-coupled receptor 48. Development. 2009;136(16):2747-56.
  36. Jing H, et al. Epigenetic inhibition of Wnt pathway suppresses osteogenic differentiation of BMSCs during osteoporosis. Cell Death Dis. 2018;9(2):176. doi: 10.1038/s41419-017-0231-0.
  37. Yang C, et al. TET2 regulates osteoclastogenesis by modulating autophagy in OVX-induced bone loss. Autophagy. 2022;18(12):2817-29.
  38. Blumer MJ, et al. Role of tartrate-resistant acid phosphatase (TRAP) in long bone development. Mech Dev. 2012;129(5-8):162-76.
  39. Sakai E, et al. Suppression of RANKL-dependent heme oxygenase-1 is required for high mobility group box 1 release and osteoclastogenesis. J Cell Biochem. 2012;113(2):486-98.
  40. Roberts BC, et al. PTH(1-34) treatment and/or mechanical loading have different osteogenic effects on the trabecular and cortical bone in the ovariectomized C57BL/6 mouse. Sci Rep. 2020;10(1):8889. doi: 10.1038/s41598-020-65921-1.
  41. Roundtree IA, et al. YTHDC1 mediates nuclear export of N(6)-methyladenosine methylated mRNAs. Elife. 2017;6. doi: 10.7554/eLife.31311.
  42. Flick LM, et al. Effects of receptor activator of NFkappaB (RANK) signaling blockade on fracture healing. J Orthop Res. 2003;21(4):676-84.
  43. Takeyama K, Chatani M, Takano Y, Kudo A. In-vivo. imaging of the fracture healing in medaka revealed two types of osteoclasts before and after the callus formation by osteoblasts. Dev Biol. 2014;394(2):292-304.
  44. Yamada H, et al. Effects of 16-month treatment with the cathepsin K inhibitor ONO-5334 on bone markers, mineral density, strength and histomorphometry in ovariectomized cynomolgus monkeys. Bone. 2016;86:43-52.
  45. McClung MR, et al. Odanacatib for the treatment of postmenopausal osteoporosis: results of the LOFT multicentre, randomised, double-blind, placebo-controlled trial and LOFT Extension study. Lancet Diabetes Endocrinol. 2019;7(12):899-911.
  46. Tao R, et al. Advances in immune mechanisms and developing immune-targeted therapies for osteoporosis: A systematic review. Pharmacol Res. 2025;218:107835. doi: 10.1016/j.phrs.2025.107835.
  47. Qi Z, Luo J, Xiao Z, Yang D. Functional roles of immune cells in osteoporosis. Front Immunol. 2025;16:1698283. doi: 10.3389/fimmu.2025.1698283.
  48. Krzewski K, Cullinane AR. Evidence for defective Rab GTPase-dependent cargo traffic in immune disorders. Exp Cell Res. 2013;319(15):2360-7.
  49. Adnani L, et al. Immune cell infiltration into brain tumor microenvironment is mediated by Rab27-regulated vascular wall integrity. Sci Adv. 2025;11(21):eadr6940. doi: 10.1126/sciadv.adr6940.
  50. Brauer N, et al. Immunodeficiency with susceptibility to lymphoma with complex genotype affecting energy metabolism (FBP1, ACAD9) and vesicle trafficking (RAB27A). Front Immunol. 2023;14:1151166. doi: 10.3389/fimmu.2023.1151166.
  51. Ramadass M, Catz SD. Molecular mechanisms regulating secretory organelles and endosomes in neutrophils and their implications for inflammation. Immunol Rev. 2016;273(1):249-65.
  52. Menasche G, et al. Mutations in RAB27A cause Griscelli syndrome associated with haemophagocytic syndrome. Nat Genet. 2000;25(2):173-6.
  53. Prashar A, Schnettger L, Bernard EM, Gutierrez MG. Rab GTPases in Immunity and Inflammation. Front Cell Infect Microbiol. 2017;7:435. doi: 10.3389/fcimb.2017.00435.
  54. Stinchcombe JC, et al. Rab27a is required for regulated secretion in cytotoxic T lymphocytes. J Cell Biol. 2001;152(4):825-34.
  55. Catz SD. The role of Rab27a in the regulation of neutrophil function. Cell Microbiol. 2014;16(9):1301-10.

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