本文介绍了一种适用于啮齿类动物动态对比增强磁共振成像（DCE-MRI）研究的脑室插管与示踪剂灌注方案。该方案能够在图像采集期间持续输送示踪剂，从而在一次连续且不间断的成像过程中，实现示踪剂在全脑内转运及其从脑组织清除过程的映射。
本文内容
摘要
摘要
脑室内（ICV）插管技术可将外源性示踪剂或治疗剂直接输送至侧脑室，即脑脊液（CSF）循环通路的起始部位。注入的分子通过脑脊液的团流经脑室系统运输至蛛网膜下腔，并进一步进入脑实质。 通过 血管周围间隙。然而，传统的脑室内插管方法通常使用铁磁性套管，这与MRI研究不兼容，因此需要在扫描仪外进行灌注，并在成像前移除套管。动物转运和成像准备所需的时间常常导致示踪剂运输最初阶段（ arguably 最关键的阶段）的丢失。本文介绍一种适用于啮齿类动物的MRI兼容性脑室内插管与灌注方案，可在动态MRI采集期间支持扫描仪内持续示踪剂输送。灌注管路由完全非磁性材料构成，能够在单次扫描会话中实现 uninterrupted 的图像采集。该方法适用于脑脊液动力学、类淋巴运输、溶质清除以及鞘内药物递送的动态增强MRI研究。
引言
大脑是体内代谢最活跃且最动态的器官之一，持续产生必须被高效清除的代谢废物，以维持正常的神经功能1。代谢废物的积聚是神经退行性病变和脑衰老的典型特征2。类淋巴系统在这一清除过程中发挥核心作用，通过脑脊液（CSF）的大规模流动以及脑脊液与组织间液（ISF）的交换，促进代谢副产物和有毒废物的清除3,4,5，该过程由星形胶质细胞终足上表达的水通道蛋白-4（AQP4）介导6。通过研究多种脑脊液示踪剂的运输，人们对脑脊液动力学已有了较为深入的理解。利用基于钆的对比剂（GBCA）进行的动态对比增强磁共振成像（DCE-MRI）特别适用于全脑范围内的示踪剂运输评估7,8。该方法的临床相关性已在人类转化研究中得到证实。通过鞘内注射GBCA并进行连续MRI扫描，可用于评估人脑中的脑脊液动力学9。后续研究进一步证实了示踪剂在全脑范围内的运输及其过夜清除过程10。最近，该方法被用于揭示颅内压-容积储备能力降低的受试者以及特发性正常压力脑积水患者中动脉周围示踪剂运输受损的现象11。这些研究确立了脑脊液示踪剂运输的DCE-MRI技术作为一种具有临床转化潜力的方法，并推动了严格、可重复的临床前方法的发展，以深入探究脑脊液动力学及废物清除调控机制。
小脑延髓池（ICM）插管常用于类淋巴系统研究中的示踪剂递送12然而，仅有约20%的钆基造影剂被递送 通过 此通路进入脑实质的物质大部分直接引流至脊髓或淋巴系统8这种方法还存在损伤小脑或脑干的风险，且在纵向研究中固定套管仍存在技术上的挑战。脑室内（ICV）套管植入已成为一种更为可靠的替代方案13,14,15最近一项研究证明了其在递送荧光示踪剂方面的可重复性及主要优势，包括稳定的套管固定，可允许动物自由活动，并支持在纵向研究中进行多次示踪剂注射13.
尽管具有这些优势，现有的脑室插管（ICV）造影方案与磁共振成像（MRI）研究并不直接兼容16。由于脑室插管需要穿透脑实质，通常使用铁磁性插管，这会在MRI图像中产生严重的磁化率伪影。因此，示踪剂的灌注必须在扫描仪外进行，并在将动物转移至成像设备前移除插管。典型的工作流程包括：首先获取基线扫描图像，随后将动物移出以进行插管和示踪剂灌注，再重新安置动物以进行后续的动态扫描。这种中断式的工作流程无法实现连续的、以基线为参照的数据采集，并且会因动物重新定位而引入错位，从而干扰基于体素的动力学分析。更重要的是，由于示踪剂动力学的早期摄取阶段通常是变化最剧烈但持续时间最短的部分，在此关键时间段内进行动物转移和扫描仪准备将导致最具信息价值的数据丢失。
本文介绍了一种克服上述局限性的实验方案，该方案通过整合一种与磁共振成像（MRI）兼容的脑室内（ICV）输注管路，并具备在扫描仪内持续输送对比剂的能力，从而实现对啮齿类动物进行连续动态 MRI 采集。该方法能够在单次不间断的成像过程中，实现对脑脊液（CSF）示踪剂全脑运输过程的定量可视化 mapping。本方案适用于全脑脑脊液动力学、类淋巴系统运输及溶质清除动力学的研究。尽管本文以成年大鼠为例进行描述，但通过适当调整插管坐标和输注参数，该方案亦可适用于小鼠15。
方案
以下所述方案已获得凯斯西储大学机构动物照护与使用委员会（IACUC）（A-3145-01-2023-0015）的批准，符合《实验动物照护与使用指南》及《公共卫生服务实验动物人道照护与使用政策》的要求。所用试剂与设备列于材料表中。
1. 输注管路的准备
- 使用锯齿剪刀剪取一段30 mm长的铜套管和一段2 m长的聚乙烯（PE）管。
- 在显微镜下，用30 G针头轻轻将PE管的一端扩张，然后将铜套管插入扩张端，并用氰基丙烯酸酯胶水固定连接处。将PE管的另一端连接至30 G针头。
注意：铜材质延展性高；切割时注意不要压塌管腔。组装过程中避免变形套管或刺破管路。PE管的长度应足以使注射泵置于扫描仪边缘磁场之外。 - 用脱气的示踪剂溶液填充套管-管路组件，并将其连接至50 µL Hamilton注射器。在注射器针头处缠绕聚四氟乙烯（PTFE）生料带以防止泄漏。操作过程中需小心，避免引入气泡。
- 将Hamilton注射器安装到注射泵上，并从注射器中额外抽出30 µL示踪剂溶液。
2. 插管操作
- 称取大鼠体重，并通过腹腔注射给予氯胺酮（90 mg/kg）和赛拉嗪（10 mg/kg）进行麻醉。通过脚趾夹捏反射确认麻醉深度充分；必要时追加初始剂量的三分之一，并在继续操作前重新检查。
- 剃除头部和颈部毛发，清除松散的毛发，并用70%乙醇棉片对暴露的皮肤进行消毒。
- 将大鼠固定于立体定位仪中，在动物身下放置覆盖吸水纸的加热垫。双眼涂抹眼用软膏，防止角膜干燥。
- 调整鼻夹使颅骨水平。沿中线做切口，用四个止血钳夹住并牵开皮肤，暴露前囟和后囟。在颅骨上滴加3%过氧化氢溶液，清除残留的骨膜，增强解剖标志的可见性。
注意：准确的颅骨水平调整对于重复性定位埋管至关重要。作为一项实用的质量控制措施，比较前囟和后囟处的内外侧（ML）和背腹侧（DV）坐标：若颅骨已正确调平，则两个标志点在ML或DV轴上的差异均不应超过0.2 mm。 - 将装有细钻头的电动钻安装至立体定位臂上，并确保该臂已牢固锁定。
- 将钻头置于前囟位置，然后向后移动0.7 mm，向右移动1.4 mm。降低钻头直至接触颅骨表面，并记录DV坐标。
- 在显微镜观察下，以0.1 mm为步长推进钻头。一旦穿透颅骨即刻停止（成年大鼠颅骨典型厚度为0.3–0.4 mm）。
- 将立体定位臂上的钻头更换为预装好导管的埋管装置。短暂启动输注泵，使液体刚好从导管尖端渗出，以确认液体通路畅通无阻。
- 确保导管垂直于颅骨表面，然后将其对准钻孔位置。以0.1 mm/s的速度将导管推进至最终目标深度，即硬脑膜表面以下3.5 mm处。
- 在导管与颅骨交界处滴加一滴组织粘合剂。待其固化后，用缝线闭合头皮切口，并轻柔地将铜制导管沿颅骨表面弯曲，以避免与MRI线圈接触。
3. MRI 设置与动态采集
- 将体积发射线圈置于扫描仪的等中心位置。
- 将动物转移至俯卧位的磁共振成像兼容托架中。连接生理监测系统，包括呼吸传感器和直肠温度探头。开启循环温水浴，以维持体温在~37 °C.
- 在整个扫描过程中，通过补充异氟烷来维持适当的麻醉状态 通过 鼻锥。调节异氟烷浓度在0.25%至1.0%之间，以维持呼吸频率为50–70次/分钟。
注意：在插管手术前给予的氯胺酮-赛拉嗪麻醉在将动物初始转移至MRI托架期间仍具有残留镇静作用。扫描过程中应逐步引入异氟烷，并持续监测呼吸频率。
警告：异氟烷是一种具有吸入危害的挥发性试剂；使用时需采用主动回收装置，并尽量减少人员暴露。 - 将输注泵置于磁体边缘磁场外，设定输注速率为 1 µL/min 输注持续时间延长至20分钟，对应的总输注体积为 20 µL小心地将输液管路沿托架固定好，以防止张力和移位。
警告：铁磁性物体在靠近磁共振成像（MRI）扫描仪时可能成为危险的抛射物。所有与MRI不兼容的设备必须置于边缘磁场区域之外。 - 将表面阵列线圈直接安装在颅骨背侧，中心对准脑部。在线圈与切口部位之间放置一小块吸水纸，以吸收任何伤口渗出液。
- 将床体推进磁体，直至大脑位于等中心位置。确认灌注管路和生理监测导线保持通畅无阻。
- 执行初始扫描仪设置，并获取解剖图像以确认导管放置成功。
- 在获取基线图像后，同时启动输注泵和动态扫描，并持续采集数据共计3小时（参见 表1 获取详情）。
结果
手术工作站经过配置，可精确定位钻孔位置以靶向侧脑室（前囟后0.7 mm，外侧1.4 mm；图1A、D）。输注管路由一段30 mm长的铜制套管、一段2 m长的PE导管以及连接至汉密尔顿注射器的30 G针头组成（图1B）。延长的导管长度允许将注射泵置于磁共振扫描仪边缘磁场之外。钻孔完成后，将预先装填好的输注管线安装至立体定位臂上，并将套管推进至侧脑室，深度为硬脑膜表面下3.5 mm（图1C）。固定后，将套管弯曲至与颅骨表面平行，以避免与MRI线圈接触（图1E）。
通过能够清晰显示脑室系统及套管轨迹的解剖图像，可以确认脑室内（ICV）套管置入的成功，可在矢状面（图2A）和轴状面（图2B）图像中直接观察到套管尖端位于脑室腔内。这些图像还可用于排除套管位置偏离目标的动物，避免其进入DCE-MRI扫描分析，例如套管插入不足时，其尖端终止于胼胝体内；或插入过深时，尖端延伸至丘脑。DCE-MRI扫描中示踪剂的时空分布可进一步验证套管位置的准确性，因为位置偏离的套管会将示踪剂注入脑实质，导致示踪剂动力学特征与脑室内传播模式不一致。
对于DCE-MRI扫描，在完成基线数据采集后开始经ICV输注对比剂，动态图像采集可持续长达3小时或更长时间（图2C）。图2D展示了对比剂输注后不同时间点获取的代表性三维T1加权图像。在20分钟输注结束时，同侧侧脑室、第三和第四脑室以及小脑延髓池内已出现明显的信号增强，反映出示踪剂通过脑室-蛛网膜下腔通路的快速大容量流动。在同侧侧脑室周围的脑实质中也观察到信号增强，提示示踪剂穿过室管膜屏障进入脑室周围组织。
通过参数映射技术（如使用磁共振指纹成像（MRF）进行的 T1 和 T2 映射；图3），可对对比剂的运输进行更定量的评估。在脑脊液腔隙中，T1 值在输注期间迅速降低，从同侧侧脑室开始，依次传播至第三和第四脑室，而小脑延髓池的 T1 缩短则稍有延迟。经脑室内（ICV）给予的对比剂还表现出向脑实质广泛渗透的特性，其中脑室周围区域（近端）的 T1 减少出现较早且更为显著，而较远端区域则表现出延迟且程度较弱的 T1 减少。采用3小时扫描方案，还可通过 T1 恢复的动力学过程评估对比剂从脑实质中的清除情况。综上，该方案可在一次连续的 MRI 扫描中，实现对脑脊液示踪剂运输主要阶段的动态监测，包括快速的脑室分布、脑脊液腔内的传播、脑实质摄取以及随后的清除过程。
图1：用于磁共振兼容脑室插管的手术装置与灌注管路组装示意图。 （A）手术工作站。电动钻头位于手术区域上方，用于钻颅骨孔。（B）组装好的灌注管路，包括一根30 G针头（红色箭头）、一段2米长的聚乙烯导管（绿色箭头）和一根30毫米长的铜质插管（蓝色箭头）。（C）装载完毕并安装在立体定位臂上的灌注管路，用于插管植入。（D）插管植入的定位坐标。（E）缝合前的最终状态；铜质插管被弯折至与颅骨表面平行，以避免与MRI线圈接触。请点击此处查看该图的放大版本。
图2：脑室内灌注后导管置入位置及对比剂输运的动态监测。（A,B）分别在矢状面和轴向视图的解剖图像中显示导管置入位置（红色箭头）。（C）成像方案示意图。（D）在选定时间点获取的代表性三维T1加权图像，显示矢状面（上）、轴向（中）和冠状面（下）视图。比例尺：5 mm。请点击此处查看该图的放大版本。
图3：通过磁共振指纹成像（MRF）对示踪剂运输进行定量评估。（A）脑室内灌注后选定时间点由三维MRF数据重建的T1（上图）和T2（下图）图。比例尺为5 mm。（B）鞘内各腔室的平均T1时间过程，包括同侧侧脑室（LV）、第三脑室（V3）、第四脑室（V4）和小脑延髓池（CM）。灰色阴影区域表示20分钟的灌注期。（C）靠近和远离V4及同侧LV的实质组织中的平均T1时间过程。时间过程所选感兴趣区域（ROIs）的位置见图（A）。请点击此处查看该图的放大版本。
图 4脑室内灌注后脑脊液示踪剂运输示意图 (A) 矢状面视图显示示踪剂灌注 通过 ICV套管及其通过脑室系统向蛛网膜下腔的容积流分布（红色箭头），以及其穿过室管膜进入邻近脑实质的转运（蓝色箭头）。LV：侧脑室；V3：第三脑室；V3v：腹侧第三脑室；V4：第四脑室；CM：小脑延髓池。B) 方框区域的放大示意图A）描绘了脑脊液-组织间液交换通路。脑脊液经由动脉周围间隙进入脑实质，该过程由星形胶质细胞终足上表达的水通道蛋白-4（AQP4）介导，随后通过间质间隙的对流流动进行转运，并最终排出 通过 静脉旁间隙进入引流静脉。 请点击此处以查看此图的放大版本。
| 参数 | DCE-MRI（3D FLASH） | 3D MRF |
| 序列类型 | T1加权3D FLASH | 3D MRF（螺旋堆栈） |
| TR / TE（毫秒） | 20.0 / 2.7 | 10.0 / 2.0 |
| 翻转角 | 10° | 可变翻转角序列（variable-flip-angle schedule） |
| 磁化准备 | 无 | 反转或T2准备（8个片段中的6个） |
| 视野 | 36 × 24 × 24 mm³ | 60 × 60 mm² （面内）；15 mm（穿面） |
| 矩阵大小 | 144 × 96 × 96 | 300 × 300（平面内）；30（平面间） |
| 空间分辨率 | 0.25 mm 各向同性 | 0.2 × 0.2 mm² （面内）；0.5 mm（面外） |
| 时间分辨率 | 3 分钟/帧 | 7 分钟/帧 |
| k空间轨迹 | 笛卡尔 | 螺旋堆叠轨迹；全采样需48个交织 |
| 加速度 | 无（单次平均） | 48倍（24× 面内，2× 平面外 |
| 注意 | 所有成像实验均在一台9.4 T Bruker BioSpin系统上进行，该系统运行于ParaVision 360 v3.4平台。采用86 mm正交体线圈作为发射线圈，4通道表面阵列线圈作为接收线圈。 | |
表1：MRI采集参数。
讨论
本文所述方案结合了脑室内插管、扫描仪内灌注和动态磁共振成像，可在单次成像过程中实现对脑脊液示踪剂运输的全脑定量评估。脑室内（ICV）灌注的价值与局限性，需与小脑延髓池（ICM）灌注相比较才能得到最佳评价。ICM 灌注避免了穿透脑实质的插管操作，因此侵入性较小。然而，由于小脑延髓池位于脑脊液循环通路的中游位置，ICM 灌注（尤其是在较高灌注速率下）可能引起驱动脑脊液循环的压力梯度发生短暂性逆转17。更重要的是，经 ICM 注入的示踪剂会迅速分布至下游的蛛网膜下腔，并进一步进入血管周围间隙。尽管星形胶质细胞终足处的 AQP4 通道有助于脑脊液与组织间液（CSF-ISF）的交换，但由于钆类对比剂（GBCAs）分子体积较大，这些通道对其不具备通透性。因此，与脑室内灌注相比，经 ICM 注入的示踪剂在脑实质中表现出显著降低的对比增强效果15，使得 ICM 灌注在研究脑内溶质清除方面适用性较差。脑室内灌注通过将示踪剂输送至内源性脑脊液生成部位附近，克服了上述局限性13,14。此外，在脑室内灌注过程中形成的压力梯度和浓度梯度有利于示踪剂直接穿过室管膜层13,14,15，从而使这些示踪剂可用于标记代谢废物的清除过程（图 4）。
若干技术细节对于获得可重复的结果至关重要。精确的颅骨水平定位对于一致地靶向侧脑室至关重要，因为脑室体积很小，导管放置的容错空间非常有限。构建无堵塞、无泄漏的灌注管路同样重要。气泡或部分阻塞可能改变灌注曲线，影响对早期动力学的解读；在最坏情况下，较大的气泡可能完全阻断管路，导致实验失败。在 MRI 实验设置过程中常见问题包括注射器与针头连接处发生泄漏，可通过使用聚四氟乙烯（PTFE）螺纹密封带加以缓解；以及在插入固定架时灌注管路受到张力，可通过将管路沿固定架固定以防止牵拉或弯折来避免。
本文提供的靶向坐标和插入深度是针对12周龄Wistar大鼠优化的，其他年龄或品系可能需要进行调整。通过适当的修改，也可在小鼠上进行脑室内灌注，以适应其较小的体重和脑室体积15。灌注速率和总体积可根据示踪剂的理化性质（包括分子大小和弛豫率）进行调整；然而，由于脑室腔容积较小，较高的灌注速率可能会显著增加脑室内压力，因此应谨慎使用。此外，本研究中使用的铜制套管具有足够的柱状强度，可穿透硬脑膜并以单一、直线方式穿过脑实质。其良好的延展性也便于弯曲，这在空间受限的线圈构型中具有优势18。由于套管嵌入部分较短，射频诱导的发热效应极小。然而，铜的过度降解可能释放游离铜离子，从而引发神经毒性；因此，铜制套管可能不适用于长期植入。对于可容纳突出套管的线圈构型，二氧化硅或聚醚醚酮（PEEK）导管在提供足够插入所需机械强度的同时，可避免此类毒性问题14,19,20。
此处使用的对比剂（Gd-DOTA）分子量为558.65 Da，比内源性代谢溶质（如乳酸盐（90 Da）和葡萄糖（180 Da））大数倍，但仍远小于神经退行性疾病中关注的较大蛋白质聚集体，例如淀粉样蛋白-β单体（约4.5 kDa）或tau蛋白（约45–65 kDa）。因此，钆基对比剂（GBCA）可作为小分子溶质清除动力学的合理替代指标，但研究结果不应直接外推至较大大分子溶质的清除过程。此外，由于AQP4水通道不允GBCA通过，研究结果亦不能直接外推至由AQP4介导的脑脊液-脑实质间液（CSF-ISF）交换过程。
在本研究中，插管操作后立即进行成像，以验证该方法的可行性。需要注意的是，导管植入可能引发炎症反应，从而抑制类淋巴功能13，而等待24小时可使类淋巴功能恢复至基线水平21。研究人员在设计旨在探究类淋巴功能的研究方案时，应考虑这一因素。此外，既往研究报道，在氯胺酮/赛拉嗪麻醉下脑脊液的流入量高于异氟烷麻醉下18。因此，本方案采用氯胺酮/赛拉嗪进行初始诱导麻醉。然而，单次剂量的氯胺酮/赛拉嗪不足以在整个插管与成像联合操作过程中维持稳定的麻醉状态。本研究所采用的麻醉方案参考了先前一项使用右美托咪定联合低剂量异氟烷的研究22，旨在在维持长时间操作期间生理稳定性的同时，尽量减少麻醉对类淋巴功能的抑制作用，是一种权衡性的选择。
尽管具有优势，脑室内灌注（ICV）仍存在一些局限性。由于颅内脑脊液（CSF）体积较小（约~300 µL)23，只能注入有限体积的示踪剂。此外，输注速率（1 µL/min) 与脑脊液生成速率（~1.6 µL/min)23,24因此，输注期间预期会出现脑室压力的短暂升高。减少输注体积或速率可能在一定程度上缓解这一问题；然而，过小的示踪剂体积可能降低检测灵敏度，而较慢的输注速率则会延长总输注时间，且无法完全消除压力升高。因此，在解释输注期间的示踪剂转运动力学时应谨慎。尽管如此，这一局限性并不妨碍对后续分布和清除阶段进行可靠表征。综上所述，该磁共振成像兼容的脑室内输注方案为完整捕捉脑脊液示踪剂转运的全过程提供了一个实用且可调节的平台 体内，为研究脑脊液动力学、溶质清除及其在疾病中的紊乱机制开辟了新的途径。
披露
作者声明无利益冲突。
致谢
本研究由美国国立卫生研究院资助，资助编号为 R01NS124206 和 RF1AG094791。本内容完全由作者负责，不代表美国国立卫生研究院的官方观点。图4使用 BioRender.com 制作。
材料
| 姓名 | 公司 | 目录编号 | 评论 |
|---|---|---|---|
| 30 G × 1 英寸带塑料柄皮下注射针头 | Exel | 26439 | |
| 50 µL，气密型注射器，鲁尔接头（LT） | Hamilton | 80901 | |
| 解剖用窄头镊子 | Fine Science Tools | 11003-12 | |
| 人工脑脊液 | TOCRIS | 3525 | |
| Attane 异氟烷 1000 mg/g | ScanVet | 55226 | |
| 铜质毛细管，外径 0.32 mm × 内径 0.16 mm | Nippon Tokushukan Mfg. Co., Ltd. | C1220-11-109 | |
| 铜夹 | IEUYO | FEBA 1801 | |
| 棉签 | Puritan | 868-WCS | |
| Dotarem（钆特酸葡甲胺）注射液，0.5 mmol/mL | Guerbet | NDC 67684-2001-1 | |
| 钻机 | Foredom | Model SR | |
| 钻头 | Fine Science Tools | 19007-05 | |
| 钻头夹持器 | Stoelting | 51630 | |
| Dumont 医用镊子 | Fine Science Tools | 11252-00, 11253-20 | |
| 眼膏 | Rugby | NDC 0536 | |
| E-Z Anesthesia EZ-7000 经典系统 | E-Z Systems | EZ-7000 | |
| Graefe 镊子 | Fine Science Tools | 11052-10,11152-10 | |
| 加热垫 | Braintree Scientific | 5381 | |
| 高温电灼套装 | Fine Science Tools | 18010-00 | |
| Ketaminol Vet 100 mg/mL（氯胺酮） | Intervet International BV | 511519 | |
| KWIK-SIL 硅胶粘合剂，低毒性，套装 | World Precision Instruments | KWIK-SIL | |
| 5/8 英寸一次性无菌针头，26 G | BD | 305115 | |
| 聚乙烯导管，外径 0.61 mm × 内径 0.28 mm | Scandidact | SKU252 | |
| Rompin Vet 20 mg/mL（赛拉嗪） | KVP Pharma + Veterinär Produkte GmbH | 148999 | |
| 手术刀片 | Fine Science Tools | 10023-00 | |
| 剪刀 | Fine Science Tools | 91460-11, 14007-14 | |
| 刮勺 | Fine Science Tools | 10090-13 | |
| 立体定位仪 | Stoelting | 51600U | |
| 外科持针器 | AgnTho’s | 12502-12 | |
| 注射泵 | New era pump system | NE-4000 | |
| Xylocain 20 mg/mL（利多卡因） | AstraZeneca | 158543 |
参考文献
- Balasubramanian V. Brain power. Proc Natl Acad Sci U S A. 2021;118:e2107022118.
- Mattson MP, Arumugam TV. Hallmarks of brain aging: adaptive and pathological modification by metabolic states. Cell Metab. 2018;27:1176-1199.
- Iliff JJ, Wang M, Liao Y, Plogg BA, Peng W, Gundersen GA, et al. A paravascular pathway facilitates CSF flow through the brain parenchyma and the clearance of interstitial solutes, including amyloid β. Sci Transl Med. 2012;4. doi:10.1126/scitranslmed.3003748.
- Nedergaard M. Garbage truck of the brain. Science. 2013;340:1529-1530.
- Benveniste H, Lee H, Volkow ND. The glymphatic pathway: waste removal from the CNS via. cerebrospinal fluid transport. Neuroscientist. 2017;23:454-465.
- Mestre H, Hablitz LM, Xavier AL, Feng W, Zou W, Pu T, et al. Aquaporin-4-dependent glymphatic solute transport in the rodent brain. eLife. 2018;7:e40070.
- Iliff JJ, Lee H, Yu M, Feng T, Logan J, Nedergaard M, et al. Brain-wide pathway for waste clearance captured by contrast-enhanced MRI. J Clin Invest. 2013;123:1299-1309.
- Benveniste H, Lee H, Ozturk B, Chen X, Koundal S, Vaska P, et al. Glymphatic cerebrospinal fluid and solute transport quantified by MRI and PET imaging. Neuroscience. 2021;474:63-79.
- Eide PK, Ringstad G. MRI with intrathecal MRI gadolinium contrast medium administration: a possible method to assess glymphatic function in human brain. Acta Radiol Open. 2015;4:2058460115609635.
- Ringstad G, Valnes LM, Dale AM, Pripp AH, Vatnehol SAS, Emblem KE, et al. Brain-wide glymphatic enhancement and clearance in humans assessed with MRI. JCI Insight. 2018;3:e121537.
- Eide PK, Ringstad G. Functional analysis of the human perivascular subarachnoid space. Nat Commun. 2024;15:2001.
- Xavier ALR, Hauglund NL, von Holstein-Rathlou S, Li Q, Sanggaard S, Lou N, et al. Cannula implantation into the cisterna magna of rodents. J Vis Exp. 2018;(135):57378.
- Gahn-Martinez D, Giannetto MJ, Chang E, Beam N, Tobin P, Plá V, et al. Chronic intraventricular cannulation for the study of glymphatic transport. eNeuro. 2025;12:ENEURO.0537-24.2025.
- Decker Y, Müller A, Proulx ST. Contrast agent clearance dynamics and diffusion in the mouse brain after ventricular administration. Adv Sci (Weinh). 2025;12:2501502.
- Zhu Y, Zhu J, Ni C, Chen A, Li L, Gao Y, et al. Impact of infusion conditions and anesthesia on CSF tracer dynamics in mouse brain. Fluids Barriers CNS. 2026;23:23.
- DeVos SL, Miller TM. Direct intraventricular delivery of drugs to the rodent central nervous system. J Vis Exp. 2013;(75):50326.
- Ding G, Chopp M, Li L, Zhang L, Davoodi-Bojd E, Li Q, et al. MRI investigation of glymphatic responses to Gd-DTPA infusion rates. J Neurosci Res. 2018;96:1876-1886.
- Stanton EH, Persson NDÅ, Gomolka RS, Lilius T, Sigurðsson B, Lee H, et al. Mapping of CSF transport using high spatiotemporal resolution dynamic contrast-enhanced MRI in mice: effect of anesthesia. Magn Reson Med. 2021;85:3326-3342.
- Berger ML, Reither H, Schmid RW, Lassmann H. Manufacture and use of fused silica cannulas for intracerebral injections in freely moving rats. J Neurosci Methods. 1989;27:225-234.
- Zhang J, Tian W, Chen J, Yu J, Zhang J, Chen J. The application of polyetheretherketone (PEEK) implants in cranioplasty. Brain Res Bull. 2019;153:143-149.
- Plá V, Bork P, Harnpramukkul A, Olveda G, Ladrón-de-Guevara A, Giannetto MJ, et al. A real-time in vivo. clearance assay for quantification of glymphatic efflux. Cell Rep. 2022;40:111320.
- Benveniste H, Lee H, Ding F, Sun Q, Al-Bizri E, Makaryus R, et al. Anesthesia with dexmedetomidine and low-dose isoflurane increases solute transport via. the glymphatic pathway in rat brain when compared with high-dose isoflurane. Anesthesiology. 2017;127:976-988.
- Chiu C, Miller MC, Caralopoulos IN, Worden MS, Brinker T, Gordon ZN, et al. Temporal course of cerebrospinal fluid dynamics and amyloid accumulation in the aging rat brain from three to thirty months. Fluids Barriers CNS. 2012;9:3.
- Karimy JK, Kahle KT, Kurland DB, Yu E, Gerzanich V, Simard JM. A novel method to study cerebrospinal fluid dynamics in rats. J Neurosci Methods. 2015;241:78-84.
重印与许可
本文已发表
视频即将推出