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方法文章

用于评估Langendorff灌注小鼠心脏心房与心室力学的光学系统

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DOI：

10.3791/72264

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2026年8月14日

 , 
1Centro de Investigación y de Estudios Avanzados del IPN, Unidad Monterrey

* These authors contributed equally

本文内容

摘要

本方案描述了小鼠心脏的摘取与插管操作，以及朗格多夫逆向灌流系统的准备与配置。该实验装置结合了一套高分辨率光学系统，旨在保持心房和心室自然动态的同时，评估其机械反应。

摘要

小鼠心脏是心血管研究中广泛使用的模型，这得益于工程技术的进步。然而，由于小鼠心脏体积较小，对其心房和心室收缩力的评估仍然具有挑战性。本研究介绍了一种评估完整离体心脏收缩力和心率的新方法。通过结合兰格多夫灌流的小鼠心脏与高分辨率光学系统，能够实现对心房和心室收缩力的评估。该实验装置在获取高分辨率信号的同时，克服了心脏体积小和收缩频率快所带来的技术难题。在每分钟420至660次（bpm）的刺激频率与心脏收缩频率之间实现的同步，结果与等长-动力学方法一致。此外，通过测量心室缩短程度和心房动态信号，可确定房室收缩特性。该方法适用于在无药物或系统性干扰条件下评估完整离体心脏的收缩力和心率。实验结果表明，该光学系统能够准确测量心室和心房的缩短反应。

引言

心脏生理学领域仍有诸多未知有待探索；诸如心脏起搏和兴奋-收缩耦联等关键过程是持续研究的核心内容1。尽管生物噪声对心肌收缩力2和起搏活动的影响仍不甚清楚1，但新兴的光学成像方法已推动了新研究范式的建立3,4。

利用朗根多夫（Langendorff）系统进行研究的两种实验方法在评估心脏功能方面做出了重要贡献。第一种是等容收缩法，通过将一个小气囊插入左心室以获取信号5,6,7。第二种是辅助张力记录法，通过将一根线的一端缝合至心脏心尖，另一端连接至机械记录装置，沿心脏长轴测量辅助张力收缩2,8。然而，由于小鼠心脏体积微小，评估其心房与心室收缩力仍具挑战性。此外，制备过程需格外轻柔操作，因为心脏易受损伤9,10,11,12,13。

用于评估小鼠心脏机械动力学的光学系统具有多项新颖特性与优势。首先，该方法适用于在无药物或系统性影响的条件下，评估完整离体心脏的收缩功能和心率。此外，该方案还可有效应用于研究缺血-再灌注损伤的实验中，特别是在评估基于药物、细胞再生或氧疗的治疗方法时。

本文介绍了一种利用高分辨率光学系统记录小鼠心脏收缩功能生物物理参数的实验方案。该方法可用于评估完整离体心脏的收缩力和心率，同时能够分别评价心房和心室的收缩功能。兰格多夫（Langendorff）小鼠心脏制备技术经过优化，进行了轻微改进，可在不影响心肌收缩的前提下，减少灌注液温度流失和运动伪影。

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方案

所有动物实验均按照联邦动物实验与护理法规进行，并已获得墨西哥城CINVESTAV动物护理委员会（CINVESTAV Zacatenco, D.F., Mexico）的批准。本研究使用雄性C57BL/6J小鼠，体重为28–34 g，年龄为8–14周。本方案中使用的所有材料和设备均列于材料表中。补充文件1–11提供了本方案的辅助图示、软件使用指南、分析程序、起搏数据以及应用文件。

1. 储液配制

  1. 提前配制两种储存液，并在4 °C冰箱中保存：(1) 储存液I，1 L（溶于去离子水；g/L：76.13 NaCl，4.02 KCl，1 MgCl2(6H2O)，0.4 NaH2PO4)；(2) 储存液II，0.1 L（溶于去离子水；g/L：73.5 CaCl2(2H2O)）。
    注意：溶液配制后最多可使用30天，需在4 °C下保存。

2. 离体心脏灌流系统连接与准备

  1. 如图1A所示，连接储液器（1）、储液器恒温浴（2）、灌注泵（3）、蛇形管（4）、蛇形管循环器（5）、监测系统（6）和引流系统（8）。
    注：监测系统与引流系统之间的连接在补充文件1中有更详细的展示。
  2. 向Langendorff系统中加入1 L 50 °C的去离子水，然后启动灌注泵和引流泵（补充文件1，引流系统）。大约20–30分钟后，将系统中的液体排出，然后进入下一步。
    注：请确认系统无泄漏或压力下降现象。若出现此类情况，不得继续实验。
  3. 向系统中加入1 L 1%乙酸（溶于去离子水），然后关闭灌注泵和引流泵，静置60分钟，之后重新开启泵以排出液体。
  4. 重复步骤2.2两次。
  5. 用70%乙醇（溶于去离子水）填充系统，以防止溶液组分黏附。
    注：Langendorff灌注系统需每进行十次实验或每月清洁一次。实验前的清洁程序详见第4节，实验后的清洁程序详见第8节。

3. 实验过程中 Tyrode 溶液的配制

  1. 配制 1 L 毫摩尔浓度（mM）溶液：130.25 NaCl，5.4 KCl，0.53 MgCl2(6H2O)，0.33 NaH2PO4, 1.8 CaCl2(2H2O)，10 D-葡萄糖，10 HEPES，用 NaOH 调节 pH 至 7.35 ± 0.05。
    1. 将100 mL 储液I与700 mL去离子水在持续搅拌下混合，然后将溶液温度升至 37 °C；通过连接 O2 如图所示，将管子连接至气石 图1A (1).
    2. 加入3.6 mL 储液II和96.4 mL去离子水，配制成1.8 mM CaCl2(2H2O)，然后加入 NaOH 调节 pH 至 7.35 ± 0.05。
    3. 用去离子水定容至 1 L，得到 Tyrode 溶液。
      注意：建议将100 mL溶液置于冰箱中保存 4 °C；此体积将在后续第6步中使用。

4. 朗根多夫系统准备

注意：如果在实验当天未用乙醇填充兰格多夫系统，不建议继续进行该操作；应重复该步骤 第2节

  1. 打开灌注泵和引流泵。将灌注泵流速设为 3 mL/min，引流泵流速设为 10 mL/min。排出系统内的液体。
  2. 用1 L去离子水填充系统 37 °C，然后倒掉水。
  3. 用预先配制的Tyrode’s溶液灌注系统 步骤 3 并在生理温度下保持溶液并持续供氧。
  4. 打开储液池水浴和蛇形再循环器。将储液池温度（图1A（2））设置为 38 °C 以维持溶液处于生理条件。设置蛇形管的温度为图1A (5）在 40 °C这可以补偿Langendorff系统溶液中的温度损失。
    注意：如果系统出口处的 Tyrode 溶液温度未达到生理温度（37 ± 0.5 °C），调节蛇形再循环器的温度。在温度未稳定至适当值之前，不建议进行到步骤6。
  5. 打开压力监测仪（补充文件 1，监测系统）并在 0–200 mmHg 范围内进行校准。可使用监测与起搏应用程序协助校准系统（补充文件 3 和 补充文件 11).
    注意：必须确认系统无压力损失且无气泡。若系统中存在气泡，可暂时阻塞蛇形管的下端出口并打开上端阀门；此举将使柱体充满液体，从而使气泡释放至外部。在未确认此条件满足之前，不建议继续实验。

5. 光学系统14

  1. 组装CMOS相机（图1A, 10可调节相机镜头（LC）和照明系统。
    注意：照明系统由两个LED组成（图1A, 9），两个平凸照明透镜（LI）、一个照明控制器（图1A, 11），采集卡（补充文件 1，监测系统）以及三维设计的支撑部件（补充文件 1).
  2. 放置一个体积约为 1,000 mm³ 的参照物3 距相机镜头100–200 mm处（中心位置 图1A).
    注意：物体必须放置在Langendorff系统的中心位置。该位置可在 图1B, 特别是在图像中心光线入射的位置。
  3. 启动相机采集软件，然后将相机设置为 4x 次采样（4 像素 = 1 个子像素）。设置一个 200 x 200 子像素的兴趣区域（ROI）（补充文件 2).
    注：采用此配置可实现每秒 750 帧（fps）的时间分辨率。
  4. 打开照明系统（补充文件 1），调节光束以聚焦于参考物体，并实现均匀照明（图1B).
  5. 调整参考物体上的光照强度，以避免图像过曝。
    注意：图像必须看起来像 图 2A 或 图1C, 控制器电脑）。必须在不丢失物体（心脏）轮廓定义的前提下，尽可能减少其表面的反光。这可以通过调节照明控制功率或降低相机设置中的曝光时间来实现。
  6. 将相机镜头对焦，以获得参考物体的清晰图像（图1C，控制器PC）。确保参考物体占据视野的80%。图 2A以获得约 61 µm 每个像素
    注意：当相机设置为采集模式时，光学系统将自动激活照明系统（图1A 和 补充文件 2建议将相机保持在待机模式，以便照明系统保持关闭，仅在实验数据采集期间激活，以避免过热。

6. 手术与插管操作

  1. 肝素化与麻醉
    1. 制备一种麻醉混合液，包含替来他明-唑拉西泮（40 mg/kg 小鼠体重）和赛拉嗪（10 mg/kg 小鼠体重），用生理盐水稀释至 200 µL。
    2. 使用 27 G 针头将麻醉混合液腹腔注射。使小鼠进入深度麻醉状态。
      注意：通过肢体或尾部对刺激无反射反应来确认麻醉深度（通常约需 10 分钟）。
    3. 使用 27 G 针头腹腔注射 200 UI 未分级肝素，等待约 5 分钟后继续实验。
  2. 器官取出与插管
    1. 将小鼠仰卧位固定，使用手术剪去除胸部区域的毛发和皮肤。
    2. 在膈肌下方做腹部切口，注意保持膈肌完整。
    3. 继续在膈肌处做横向切口，并快速通过肋骨进行双侧向上开胸，随后移除肋骨壁。
      注意：操作过程中务必避免损伤心脏。若心脏在操作中受损或破裂，建议终止实验。
    4. 使用精细镊子平稳夹住心脏上方结构，包括主动脉弓及邻近血管，轻柔上提并在其下方自下而上剪开，整体取出心脏和肺脏。
    5. 迅速将心脏转移至含有 50 mL、4 °C 的台氏液（Tyrode solution）的培养皿中进行初步清洗。
      注意：自膈肌切开起，动物将开始出现呼吸窘迫；此后仅有 60 秒时间窗口完成步骤 6.2.3–6.2.6。超过此时间可能导致缺血性损伤。
    6. 在体视显微镜下使用精细剪刀去除肺脏及多余脂肪组织，暴露主动脉弓。
      注意： 清理组织时需确保不损伤主动脉弓。若在头臂干动脉（brachiocephalic artery）下方切断主动脉，将导致插管困难，并可能引起压力泄漏。
    7. 将心脏转移至自制插管基座中，该基座内含 50 mL、4 °C 的台氏缓冲液（Tyrode buffer），并将主动脉末端插入由 20 G 针头自制的插管中（补充文件 1）。
      注意：操作时避免损伤主动脉瓣。若瓣膜受损，心脏将膨胀，冠状循环无法有效灌流。
    8. 使用 4/0 丝线打两个插管结：第一个结扎于插管尖端远端的凹陷处，第二个结扎于头臂干动脉之前（补充文件 1）。
    9. 使用 1 mL 注射器缓慢注入室温缓冲液（台氏液），观察冠状血管组织是否变得透明，以确认插管成功。
    10. 去除脂肪组织，以便暴露心室和心房。
      注意：插管操作总时间应控制在 5 分钟以内，以维持心脏活性。
    11. 将心脏转移至兰格多夫（Langendorff）系统，并使其稳定 30 分钟。
      注意： 将心脏置于系统中央（图 1A,B），垂直悬挂。悬挂时需格外小心，防止产生气泡。若发生气泡，灌注压力将超过 140 mmHg，心脏开始膨胀，失去活性。
      注意：当心脏表现出机械稳定性、自然搏动频率约为 360 次/分钟（BPM），且灌注压力维持在 60–110 mmHg 之间时，表明兰格多夫灌流装置已成功建立。

7. 起搏方案与视频录制

  1. 心脏活力
    1. 验证冠状动脉压力是否在60–110 mmHg范围内，使用3 mL/min的灌注泵进行调节。若冠状动脉灌注压力低于60 mmHg，可略微提高灌注泵流速（压力过低会导致心脏颜色变苍白、质地变软）。反之，若压力超过110 mmHg，则应略微降低泵流速（过高压力将诱发组织水肿及压力持续上升，最终导致心脏停搏）。
      注意：长时间将灌注压力维持在上述最佳范围之外，将不可逆地损害心脏的活性。
    2. 将心脏置于正前方位置，使相机获得完全正面的视野。调整位置，确保相机中可见双侧心房。图 2A).
    3. 轻轻地将铂电极浅置于右心房起搏结顶部。利用摄像头画面作为引导，将电极移入视野范围内。调整电极位置，确保其不遮挡右心房。在实时监控摄像头画面的同时，缓慢推进电极直至接触心房组织，注意避免施加过度压力（以免在图像中压平右心房）。
      注意：若操作正确，摄像头视野将类似于 图 2A.
    4. 启动监测与起搏应用程序（补充文件 11）并打开采集卡（图1A (6)). 设置刺激参数：振幅为 2 V，频率为 420、540 和 720 脉冲/分钟（PPM），采用 7 ms 占空比的方波脉冲（插图中的 图 2A).
    5. 从最低频率开始施加活力刺激，每次刺激持续20秒，刺激事件之间间隔20秒恢复期（静息时间）。
      注意：通过摄像监测评估心脏活力。若器官具有生理功能，可观察到施加的刺激与心脏反应之间的同步性，并伴有心腔间的正常协调收缩。相反，若心脏失去活力，则表现为心腔协调性的丧失，或仅出现孤立的心房收缩。
    6. 关闭培养 chamber 的门，因为该实验对室内光线和温度波动敏感（图1C).
      注意：实验过程中必须保持腔室门关闭。通过摄像头和灌注压力监测心脏活性。
  2. 数据记录
    1. 应用起搏程序，该程序由持续30秒的方波脉冲序列组成，随后间隔30秒无信号期。设置每次起搏序列的刺激参数：幅度为2 V，脉冲宽度为7 ms，频率范围为360至720 PPM。
      注意：起搏程序从 360 PPM 开始，每个时间点增加 60 PPM（插图 图2A).
    2. 使用相机采集软件以 .avi 格式持续记录心脏正面观的动态视频补充文件 2）。对每次起搏序列录制 20 秒视频，从起搏开始后 5 秒处起记录持续 20 秒的片段。提供了一段代表性原始记录 补充视频 1.
      注意：计算机同时记录所施加的起搏序列（.xls， 补充文件 9) 分别由监控与起搏应用程序以及相机采集软件生成的每个录制视频 (.avi)补充文件 2 和 补充文件 3).
    3. 通过比较刺激方案实施前录制的第一段视频与实施方案后录制的第二段视频，验证心脏的存活性。图2B).

8. 实验后朗根多夫灌流系统的清洁

  1. 移除刺激电极和心电图铂电极。将心脏从系统中取出，并排干所有残留的台罗德溶液。
  2. 关闭光学系统并关闭 O2 瓣膜
  3. 用1 L去离子水冲洗系统 37 °C，并排空系统。
  4. 重复步骤 2.4 和 2.5。
  5. 关闭所有系统和设备。

9. 视频处理

  1. 首先将每个视频导入计算机软件，并应用视频归一化函数15.
  2. 选择一个包含心脏区域的兴趣区域（ROI）。进行图像分割以去除背景噪声、电极和插管补充文件 4).
    注意：为正确选择要移除的图像区域，请参考 补充文件 10。
  3. 进行全局机械动力学分析（补充文件 5）。支持的变异性和信号示例显示在 补充图 S1, 补充图 S2，以及 补充图 S3.
    1. 对每一视频帧应用形态学算子以检测心脏周长，然后应用填充帧算法生成掩膜15.
    2. 统计每帧图像中分割区域内像素的数量，然后将该数值除以图像的总像素数进行归一化，以生成动态信号（插图位于 图2B 和 补充图 S3).
    3. 对获得的信号应用3至100 Hz的五阶双向巴特沃斯滤波器，以抑制高频噪声和灌注滴注伪影15.
    4. 使用记录的最大值和最小值对所有视频中的信号进行归一化处理。
    5. 通过计算每个动态信号和刺激信号中两个最大振幅值之间的时间间隔（IAA（s））来确定心率。
    6. 使用以下公式计算 BPM 频率：
      频率计算公式，显示心率（BPM）等于60除以IAA。
    7. 根据IAA数据生成庞加莱图，以展示短期和长期的变异性16,17,18 (补充图 S1 和 补充图 S2).
      注意：如需更详细的信息，请参阅 补充文件 10.
  4. 对心室机械动力学进行节段性分析补充文件 6).
    1. 应用图像二值化。使用形态学算子界定心室区域，并将其调整为椭圆几何形状，同时不破坏感兴趣区域（ROI）15.
    2. 将最小椭圆拟合到每帧中的心室区域。提取某一帧中一组远端点的坐标。沿Y轴在每一端使用10–20个点图3A）。提供了代表性椭圆估计输出示例 补充视频 2.
    3. 根据每段视频中沿 Y 轴方向的极值点之间的平均距离，计算心室缩短程度19.
    4. 对获得的信号应用3至100 Hz的五阶双向巴特沃斯滤波器，以抑制高频噪声和灌注滴注伪影15.
    5. 将心室缩短信号相对于每个起搏条件下获得的所有视频进行归一化处理，并按照步骤9.3.5–9.3.6计算心率和延迟。
      注意：获取参数，如心室周期持续时间（DVE）、舒张期持续时间（DVW）、室间间隔（IVV）以及心室振幅（VA）图3A).
      注意：如需更详细的信息，请参阅 补充文件 10.
  5. 对心房的机械动力学进行节段性分析补充文件 7).
    1. 使用两个感兴趣区域（ROI）来界定心房（图 3C).
    2. 分别分析每个心房。
      1. 使用形态学算子勾画心房轮廓，并在不损害感兴趣区域（ROI）的前提下对其进行调整15. 使用增强对比度的算法来勾画每个心房20,21.
      2. 应用图像二值化，通过量化每帧中非零像素的数量来获取心房动态信号。
      3. 对获得的信号应用3至100 Hz范围内的5阶双向Butterworth滤波器，以抑制高频噪声和灌注滴注伪影15.
      4. 计算两个心房信号的平均值（图3D).
    3. 将心房缩短信号相对于每个起搏条件下获得的所有视频进行归一化，并按照步骤9.3.5–9.3.6计算心率和延迟。
      注意：获取参数，如心房周期时程（DAE）、心房-心房间期（IAT）和心房振幅（AA）图3D）。有关更详细的信息，请参见补充文件10。
  6. 进行机电分析13,22 (补充文件 8).
    1. 将起搏数据与心房和心室信号进行比较（图3D).
    2. 计算心脏传导系统中的传导时间，获取心房与心室事件之间的延迟（AVD），以施加的刺激作为参考。

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结果

心脏机械功能实验采用Langendorff装置进行，如图1A（顶部）所示。监控与光学系统可在照明控制触发时实现视频记录，如图1A（底部）所示。图1C展示了恒温控制柜的外部视图，该柜设计用于使心脏免受环境温度波动和光照干扰。如图1B所示，离体心脏被置于实验装置中作为参考物体，该装置包括Langendorff系统、光学系统和刺激系统。

如 图2A所示，将离体心脏放置以在逆向灌流条件下获得心房和心室的清晰正视图像。使用引流底座（补充文件1，引流系统）对于减轻灌流液滴落引起的运动伪影以及稳定所获取的信号至关重要。刺激方案包括脉冲序列（2 V，7 ms），频率范围...

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讨论

小鼠心脏对温度变化非常敏感2,9,10,11,22。在本实验中，灌注的心脏呈垂直放置。我们对Langendorff灌注法进行了轻微改进，以尽量减少灌注液温度的损失和运动伪影。在蛇形管路中增加了循环泵，以将灌注液温度维持在37 ± 0.5 °C，同时添加了排水基座以减少运动伪影。此外，使用了一个带有光学系统和两个可调节强度LED光源的隔热保温柜，LED光源位于心脏组织两侧，以实现均匀照射，如图1所示。

为了验证实验安装的可行性，开展了一系列实验，以追踪不同起搏条件下心区面积的变化。获得了起搏频率与心脏频率响应之间的同步范围，该范围与Peña-Romo2所报...

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披露

作者声明无任何利益冲突。

致谢

本工作由科学、人文、技术与创新秘书处（SECIHTI）资助，项目编号 LN-2025-C-23。

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材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
1 mL 注射器BD Plastipak302485手术操作
20 G 针头NIPROAH-2032主动脉插管
25 mm 可调镜头，放大倍数 8x–100xGenericN/A光学系统相机镜头；通称为可调相机镜头
27 G 针头BD PrecisionGlide302358手术操作
3D 设计支撑部件CINVESTAVN/A定制 3D 设计支撑部件
4-0 丝线缝合线AMERICAN SUTURETGSN0901主动脉插管
40-A 电源STERENPRL-25LED 电源
气石N/AN/A台氏液氧合
CaCl2 (2H2O)Sigma-AldrichC3306台氏液
D-葡萄糖J.T. Baker1916-01台氏液
引流泵CINVESTAVN/A定制引流泵；通称为引流泵
F = 25.4 mm，平凸透镜THORLABSLA1951-A光学系统照明透镜；通称为平凸照明透镜
冰醋酸Sigma-Aldrich695092朗根多夫系统清洗
肝素PiSA060M91抗凝剂
HEPESSigma-AldrichH3375台氏液
高功率 LEDLuminiusCBT-90-G-L11-C12LED 光源
照明系统CINVESTAVN/A定制照明系统；通称为照明系统
KClCTR SCIENTIFICCTR02196台氏液
LabVIEW 软件 2018 版本NATIONAL INSTRUMENTSN/A用于运行监测与起搏应用程序的软件；通称为监测与起搏应用程序
MATLAB 软件The MathWorksN/A用于视频归一化、分割及分析程序的计算软件；通称为计算软件
医用级氧气GRUPO INFRAN/A台氏液氧合
MgCl2 (6H2O)CTR SCIENTIFICCTR02104台氏液
Mini-Pump 可变流速泵CONTROL COMPANY3385灌注泵
小鼠手术套件Kent ScientificINSMOUSEKIT手术操作
NaClSigma-AldrichS5886台氏液
NaH2PO4DEQDEQF290400250台氏液
NaOHCTR SCIENTIFICCTR03108pH 调节
NI USB-6009NATIONAL INSTRUMENTS779026-01采集卡
铂电极，直径 0.25 mmSigma-Aldrich349402电刺激电极
电源（12 V，30 A）KarnickPTA-12V30A循环器电源
压力监测仪CINVESTAVN/A定制压力监测仪；通称为压力监测仪
压力传感器LA BOUVETB17295朗根多夫系统压力监测
纯乙醇Sigma-Aldrich493511系统清洗用乙醇
循环恒温水浴（LXC）PolyScienceL113A0412储液罐循环器
生理盐水PiSA1118480.9% 氯化钠（NaCl）溶液
蛇形恒温水浴CINVESTAVN/A定制蛇形循环器/恒温水浴
体视显微镜N/AN/A手术操作
体视显微镜照明N/AN/A手术操作
uEye Cockpit 软件IDS Imaging Development System GmBHN/A相机采集软件；通称为相机采集软件
UI-3360CP-NIR-GL Rev.2IDSAB00624高速 CMOS 相机；通称为 CMOS 相机
赛拉嗪PiSA4001211麻醉剂
Zoletil 100Virbac83048907替来他明-唑拉西泮麻醉剂；通称为麻醉混合物

参考文献

  1. Guarina L et al. Biological noise is a key determinant of the reproducibility and adaptability of cardiac pacemaking and EC coupling. J Gen Physiol. 2022;154(9):e202012613.
  2. Peña-Romo A et al. Noise enhanced the electrical stimulation-contractile response coupling in isolated mouse heart. Int J Cardiol. 2016;221:155-60.
  3. Bychkov R et al. Synchronized cardiac impulses emerge from heterogeneous local calcium signals within and among cells of pacemaker tissue. JACC Clin Electrophysiol. 2020;6(8):907-31.
  4. Clancy CE, Santana LF. Evolving discovery of the origin of the heartbeat: a new perspective on sinus rhythm. JACC Clin Electrophysiol. 2020;6(8):932-4.
  5. Asamudo EU, Ng YH, Bers DM. Langendorff isolated heart perfusion model for functional studies in mice. In: Chandrasekera DNK, Katare R, editors. Cardiomyocytes: Methods and Protocols. Springer Nature; New York; 2025. p. 111-24.
  6. Louradour J et al. Simultaneous assessment of mechanical and electrical function in Langendorff-perfused ex vivo mouse hearts. Front Cardiovasc Med. 2023;10:1293032.
  7. Noly PE et al. Assessment of ex vivo murine biventricular function in a Langendorff model. J Vis Exp. 2022;(190):e64384.
  8. Beckett PR. The isolated perfused heart preparation: two suggested improvements. J Pharm Pharmacol. 1970;22(11):818-22.
  9. Ihara K et al. Electrophysiological assessment of murine atria with high-resolution optical mapping. J Vis Exp. 2018;(132):e56478.
  10. King DR, Hardin KM, Hoeker GS, Poelzing S. Reevaluating methods reporting practices to improve reproducibility: an analysis of methodological rigor for the Langendorff whole heart technique. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2022;323(3):H363-77.
  11. Lang D, Sulkin M, Lou Q, Efimov IR. Optical mapping of action potentials and calcium transients in the mouse heart. J Vis Exp. 2011;(55):e3275.
  12. Liao R, Podesser BK, Lim CC. The continuing evolution of the Langendorff and ejecting murine heart: new advances in cardiac phenotyping. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2012;303(2):H156-67.
  13. Sung YL, Tsai YS, Chang CL, Hu YF. Protocol for high-resolution optical mapping of ex vivo rat heart for electrophysiological studies. STAR Protoc. 2025;6(2):103734.
  14. Lee P et al. Low-cost optical mapping systems for panoramic imaging of complex arrhythmias and drug-action in translational heart models. Sci Rep. 2017;7:43217.
  15. Laughner JI et al. Processing and analysis of cardiac optical mapping data obtained with potentiometric dyes. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2012;303(7):H753-65.
  16. Hao X et al. TGF-β1-mediated fibrosis and ion channel remodeling are key mechanisms in producing the sinus node dysfunction associated with SCN5A deficiency and aging. Circ Arrhythm Electrophysiol. 2011;4(3):398-406.
  17. Pizzo E et al. Heart rate variability reveals altered autonomic regulation in response to myocardial infarction in experimental animals. Front Cardiovasc Med. 2022;9:843144.
  18. Tayel MB, AlSaba EI. Poincaré plot for heart rate variability. Int J Biomed Biol Eng. 2015;9(9).
  19. Bazan C, Barba DT, Blomgren P, Paolini P. Image processing techniques for assessing contractility in isolated adult cardiac myocytes. Int J Biomed Imaging. 2009;2009:352954.
  20. Christoph J, Luther S. Marker-free tracking for motion artifact compensation and deformation measurements in optical mapping videos of contracting hearts. Front Physiol. 2018;9:1483.
  21. Lebert J, Ravi N, Kensah G, Christoph J. Real-time optical mapping of contracting cardiac tissues with GPU-accelerated numerical motion tracking. Front Cardiovasc Med. 2022;9:787627.
  22. Larsen TS et al. The isolated working mouse heart: methodological considerations. Pflugers Arch. 1999;437:979-85.
  23. Vornanen M. Basic functional properties of the cardiac muscle of the common shrew (Sorex araneus) and some other small mammals. J Exp Biol. 1989;145:339-51.
  24. VanderBrink BA et al. Assessment of atrioventricular nodal physiology in the mouse. J Interv Card Electrophysiol. 1999;3(3):207-12.
  25. Shansky RM, Murphy AZ. Considering sex as a biological variable will require a global shift in science culture. Nat Neurosci. 2021;24(4):457-64.
  26. Shansky RM. Are hormones a “female problem” for animal research? Science. 2019;364(6443):825-6.

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