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用于迂曲血管和动脉瘤中内皮细胞功能高分辨率成像的3D打印可牺牲墨水支架平台

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DOI：

10.3791/72574

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2026年9月29日

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1Laboratory of Cell and Tissue Morphodynamics, Cell Biology and Physiology Center, National Heart, Lung, and Blood Institute, National Institutes of Health, 2Biomedical Engineering and Physical Science Shared Resource, National Institute of Biomedical Imaging and Bioengineering, National Institutes of Health, 3Center for Biomedical Engineering Technology Acceleration, National Institute of Biomedical Imaging and Bioengineering, National Institutes of Health, 4Instrumentation Development and Engineering Application Solutions (IDEAS), National Institute of Biomedical Imaging and Bioengineering, National Institutes of Health

本文内容

摘要

该方案详细介绍了如何设计和组装血管 体外 使用挤出式打印机或手工涂抹巴氏灭菌的牺牲性油墨，针对具有扭曲或动脉瘤样节段的血管模型进行操作，并介绍如何检测血流动力学流动及内皮细胞反应。

摘要

血管扭曲和动脉瘤在多种人体组织和血管类型中构成重大的健康风险。这些血管形态的改变会引起血流动力学异常，从而显著影响内皮功能。尽管在某些情况下，这些血管疾病状态的动物模型具有一定的启示作用，但其建立成本高昂，且受限于动物物种的生理特性。针对这一问题， 体外 三维器官芯片（OOC）模型已成为评估人源细胞血管功能和内皮细胞反应的有力工具。尽管现有的各类OOC模型各有优势，但仍需一种易于获取的系统 用于研究血管通透性，这是评估在生理剪切速率和压力条件下弯曲血管及动脉瘤中血管功能的关键指标。本文所述方法利用一台入门级生物打印机，构建出一种经济的弯曲血管模型系统，可用于研究人源内皮细胞对血流异常的响应。所制备的血管模型可兼容生理流体流速、通透性研究、高分辨率光学显微镜观察，并具备具有生理刚度的细胞外基质支持。

引言

血管形态是血管功能的重要指标，因为血管扭曲和动脉瘤是多种疾病和健康风险的关键特征。血管扭曲可能是先天性的，例如马凡综合征1、特纳综合征2和洛伊茨-迪茨综合征3；也可能在生命后期发展形成，作为高血压、糖尿病、癌症以及可能的动脉粥样硬化等疾病的标志4,5,6。动脉组织的动脉瘤，包括颈动脉7、冠状动脉8、股动脉9、主动脉10和脑动脉11的动脉瘤，由于可能发生自发性夹层或破裂，与发病率和健康风险相关。除了引起血流异常及相关的内皮炎症外，血管扭曲和动脉瘤还可能提示潜在的组织功能障碍和炎症。例如，在新生儿和儿童中，动脉扭曲综合征在临床上可预测儿童卒中12、持续性肺动脉高压和主动脉夹层4,13。在成人中，视网膜血管炎表现为扭曲的视网膜血管，随着潜在炎症的消退，血管扭曲程度会减轻14。目前，血管扭曲如何被感知并转化为驱动疾病进展的异常信号，仍是研究的热点领域。 lining血管的内皮细胞被认为在此过程中起主要感受器作用。由血管扭曲或动脉瘤引起的紊乱或缓慢血流会改变剪切应力，从而引发内皮细胞在炎症信号传导15和屏障功能16方面的变化。内皮细胞对流体流动高度敏感，其机制涉及初级纤毛17、机械敏感性黏附蛋白18,19以及离子通道20,21，这些机制驱动的信号通路可导致血管渗漏、炎症和内皮细胞重编程22,23,24。因此，研究内皮细胞对扭曲血管几何结构反应的方法，对于血管治疗策略的开发具有重要意义。

血管疾病状态下内皮功能已通过以下方式建模 体内 动物模型、器官芯片（OOC）系统和生物打印技术。小鼠模型能够调控已知致病基因的表达，并整合了组织结构和生理功能的复杂性，包括壁细胞和免疫细胞的参与。动脉粥样硬化的小鼠模型25，马凡综合征26以及各种动脉瘤27,28,29为与血管功能障碍相关的病理学提供见解。尽管如此，除RNA测序等整体性方法外，对内皮细胞进行直接观察、实验操作和定量分析仍难以实现。此外，动物模型存在伦理和成本问题，且受限于物种特异的生理特征。

若干 体外 已开发出器官芯片（OOC）方法用于研究人血管内皮细胞对层流和扰动流的响应30,31,32在二维和三维33,34 和 3D35,36,37系统。广泛的器官芯片（OOC）文献38 主要由生物医学工程推动，其设计特点旨在解决特定的生物医学问题。许多血管类器官芯片模型采用聚二甲基硅氧烷（PDMS）支架来控制血管结构38这些模型可对复杂几何结构实现高分辨率控制，并能够模拟器官与血管之间的相互作用，包括涉及肝脏的相互作用39, 脑40和肺41然而，仍存在一些局限性。聚二甲基硅氧烷（PDMS）及类似聚合物对大分子的低渗透性可能限制血管屏障功能的研究。此外，大多数固化的PDMS硬度约为0.8–10 MPa42，尽管其他配方可达到更接近生理条件的 8–200 kPa 范围43血管基底膜硬度的估计值范围约为 350 Pa44 至约 70 kPa45，具体数值取决于血管类型和测量方法，大多数健康的血管基底膜处于2–3 kPa范围内46. 由于动脉粥样硬化和高血压等血管疾病部分与细胞外基质（ECM）硬度增加有关47,48,49,50,51，内皮细胞对细胞外基质的硬度有响应，因此在生理范围内调控硬度至关重要 体外 模型。近期的器官芯片（OOC）方法采用可支持复杂几何结构的生理基质52,53，整合多种细胞类型以重现器官功能39,54,55,56,57或免疫-血管相互作用58，建模患者特异性血管结构59,60，并支持临床前药物开发61,62在许多涉及与其他细胞类型相互作用的微血管模型中，内皮细胞会自发形成几何结构相对不受控制的血管63相反，那些在可控流体条件下允许定义血管几何形状的器官芯片系统通常需要大量的工程基础设施、材料和专业技术53,64因此，需要向非专家提供可在生理相关条件下研究血管细胞行为的稳健方法。

与生理细胞外基质水凝胶兼容的生物打印平台具有多功能性 体外 用于研究不同血管几何结构中内皮功能的模型65这些方法采用将含有内皮细胞的凝胶定向沉积成血管形状的方式66 或使用牺牲性墨水生成嵌入细胞外基质（ECM）中的开放式管状腔道，随后可将墨水溶解，留下可接种内皮细胞的腔道54生物相容性细胞外基质（ECM）基底材料，包括明胶、胶原蛋白和纤维蛋白，可调节至与血管基底膜（1–3 kPa）相近的刚度67）并允许进行类似于所用方法的血管通透性检测 体内尽管这些方法无法达到与PDMS制造相同的形状和尺寸分辨率，但仍可生成弯曲、分叉和狭窄的血管结构52,66,68因此，此类平台非常适合用于模拟血管几何结构，包括迂曲和动脉瘤性血管。

本文所介绍的方法采用基于气动挤出的3D打印技术，结合三维微米级定位、打印平台及含墨打印头的温度控制，以及先前为芯片上肾-血管相互作用研究开发的牺牲性油墨67,69。将牺牲性油墨按所需的血管几何结构打印后，立即嵌入细胞外基质（ECM）中。随后通过温度变化去除油墨，形成开放的ECM管腔，并接种人源内皮细胞。基础ECM由明胶和纤维蛋白组成，可在提供适合多种血管基底膜机械刚度的同时，实现快速凝胶化及凝血酶介导的纤维蛋白聚合。可加入其他ECM成分（如层粘连蛋白或纤连蛋白），以更真实地模拟血管基底膜的组成70,71,72，并促进内皮细胞黏附。该系统组装于可重复使用的Rose培养室73中，培养室包含金属支架、硅橡胶垫圈和高分辨率显微镜盖玻片，可通过鲁尔锁紧针头连接流体泵。 alternatively，上下板也可采用聚乳酸或碳纤维增强材料通过3D打印制备。组装后的系统可耐受生理流速所产生的压力。一种巴氏灭菌程序还可提高牺牲性油墨的无菌性，同时不改变其物理特性。此外，采用针模与生物墨水的方法可在无需生物打印机的情况下构建含有动脉瘤的直血管结构。所获得的迂曲或动脉瘤样内皮化血管可在生理流动条件下通过高分辨率光学显微镜观察约一周时间，从而实现对血管几何结构改变所引发的急性内皮反应进行研究。

该系统的一个主要优势是其与光学显微镜的兼容性。体外利用本方案生成的血管适用于多种成像方式，尤其适用于转盘式或激光扫描共聚焦荧光显微镜。在选择成像条件时，必须考虑空间和时间分辨率、灵敏度以及物镜的工作距离。对于本系统生成的大多数血管，物镜必须具备足够的工作距离，能够从盖玻片起延伸至约100–300 µm深处，并穿过血管中点进行成像。为了高分辨率成像内皮结构（包括细胞器和细胞黏附结构）以及进行需要高时间分辨率的活细胞成像（例如在流动条件下追踪标记微珠），必须使用高数值孔径物镜 。某些对光子捕获效率要求较低的检测，例如基于荧光的内皮屏障功能测量，可使用较低数值孔径的物镜（如10–20×空气物镜）完成。

该方案描述了由人内皮细胞构成的迂曲和动脉瘤样血管的生成方法 体外 支持生理流体流动和高分辨率显微镜观察的系统。该工作流程包括血管设计、腔室制备、牺牲墨水配制与三维打印、细胞外基质制备及墨水去除、内皮细胞接种与流动条件下的培养、血管渗漏评估、流动图谱分析以及免疫荧光染色图1).

方案

1. 设计容器

  1. 选择一段适合放入显微镜兼容腔室的血管。对于 Rose 腔室，入口与出口储液池之间的距离不得超过 1.6 cm。
  2. 将对比增强 CT 血管造影（图 2A）、磁共振血管造影或荧光透视血管造影图像导入 ImageJ/FIJI 或其他图像分析程序。
  3. 使用点测量工具定义血管轴向中心的 XY 坐标。将坐标导出至电子表格程序（图 2B）。
    注意：源自 CT 血管造影的 STL 文件可直接导入大多数打印机软件；然而，基于多边形的打印可能需要多次打印过程，并产生编织状血管（补充图 1）。建议使用单次打印的 G 代码。因此，推荐采用 G 代码进行坐标映射与设计。示例 G 代码见补充文件。
  4. 在电子表格中调整 XY 坐标，使血管中心位于图形原点。如有必要，导入腔室边界，以确认最终打印结构可适配腔室。
  5. 利用血管的 XY 坐标设计第一打印层中的血管结构（图 2C）。设置第一层高度（包括血管及相连的入口和出口储液池）为 200µm。
  6. 设计便于针头插入的入口和出口储液池。在适当情况下使用菱形储液池，以有效引导液体流向血管入口，减少流入时的湍流（图 2）。
  7. 将储液池包含在打印的第一层中，以确保其与血管保持连续。在基底层之上增加 5–9 层，以提供足够的空间用于放置入口和出口针头。 对于 G 代码设计，以下细节至关重要：
    1. 若具备温度控制功能，在打印文件开头通过打印机软件或适当的 G 代码命令，将打印头和打印平台温度设置为 37°C。
    2. 当存在多个打印头时，在 G 代码中指定所使用的打印头或挤出机。配置 G 代码使用绝对坐标和绝对挤出距离。
    3. 根据针头尺寸与形状、墨水流压和打印头速度调整层高。对于本示例中所述情况，第一层以上的每一储液池层均使用 200µm 的层高。
    4. 储液池打印时使用 14–17 psi 的反向压力和 6 mm/s 的打印头速度（G 代码：F360）。血管部分的打印头速度提高至 15 mm/s（G 代码：F900）。
  8. 在正式打印最终血管前，应在无腔室的玻璃载片上测试每种新设计的血管结构。

2. 准备牺牲墨水

  1. 在含有无菌搅拌子的无菌带盖容器中，将 2.1 g 聚环氧乙烷（PEO）加入 60 mL 冷的无菌水中，配制 3.5% w/v 溶液。在 4°C 下搅拌至少 48 小时，并定期确认所有粉末已完全溶解。
    注意：将 PEO 溶液置于密闭容器中，4°C 保存，最长可保存 1 个月。
  2. 在含有无菌搅拌子的无菌带盖容器中，将 17.5 g Pluronic F-127 加入 50 mL 冷的无菌水中，配制 35% 溶液。在 4°C 下搅拌至少 48 小时，并定期确认粉末完全溶解。
  3. 在无菌的 50 mL 锥形管中，加入 11.4 mL 冷的 3.5% PEO 溶液和 28.6 mL 冷的 35% Pluronic F-127 溶液。在 4°C 下于旋转混合器上混合至少 24 小时。
  4. 将锥形管直立放置于 4°C 过夜，使气泡从溶液中逸出。
  5. 将装有墨水的锥形管置于水浴中，在 63°C 下孵育 3 小时。加热期间保持管盖略微打开，以便膨胀的空气逸出。
  6. 从水浴中取出锥形管，使其逐渐冷却至室温。待溶液冷却后拧紧管盖。
  7. 将灭菌后的墨水置于冰上冷却 2 小时，期间轻轻振荡，避免引入气泡。
  8. 取下注射器活塞，盖上针头端口，将墨水填充至注射器容量的 60%–70%。插入活塞，将注射器倒置，取下针头端口盖，排出所有滞留空气。
    注意：填充好的注射器可在室温下保存最多 1 个月。

3. 制作玫瑰腔室并准备管路

  1. 使用铝材加工顶部和底部夹紧板，或根据提供的 CAD/STL 文件 3D 打印夹紧板（图 2）。底部端口应具有足够大的斜面，以便高数值孔径物镜进入，并设置用于固定螺丝的支撑边框，以确保盖玻片被牢固地压紧在垫片上。
    注意：在加热台显微镜实验中，铝材具有更好的热传导性能。3D 打印的 PLA 或碳纤维增强部件适用于原型制作，但热传导性能较差，且在反复加热过程中可能发生变形。
  2. 将硅胶片裁剪成与 38 mm × 51 mm 夹紧板相匹配的尺寸。使用直径 18 mm 的打孔器制作中央观察窗口。
  3. 钻出适合所选螺丝直径的孔。用大量清水彻底冲洗完成的垫片，以去除残留的硅胶碎屑。
  4. 将金属夹紧板、螺丝、螺母和硅胶垫片放入密封的铝箔袋中，采用 20 分钟干热循环进行高压灭菌。
  5. 将 3D 打印的夹紧板浸入 70% 乙醇中 1 分钟。在无菌环境下干燥夹紧板。
  6. 准备长度为 10–30 cm、配备鲁尔锁接头和管路夹的软管，以及合适的蠕动泵管、三通旋塞阀、脉动阻尼器和双端口培养基储液罐（图 3）。
  7. 通过高压灭菌对耐热的软管和储液罐组件进行灭菌。对不能高压灭菌的组件，使用乙醇处理进行灭菌。

4. 准备细胞外基质试剂

  1. 向1g人血浆纤维蛋白原中加入12.5 mL 37°C的预热PBS，配制80 mg/mL的储存液。在37°C孵育，并偶尔轻轻振荡，切勿涡旋。
  2. 静置1–2小时，使纤维蛋白原充分溶解，形成浑浊溶液。将溶液分装至无菌管中，于−20°C保存，可稳定长达3个月。
  3. 在含有磁力搅拌子的无菌瓶中，将22.5 g明胶加入135 mL无菌PBS中。在70°C下搅拌16小时，并定期手动振荡瓶子，以确保完全溶解。
  4. 使用1 M NaOH将明胶溶液调节至pH 7.5。趁热进行真空过滤，分装后于4°C保存，可稳定长达6个月。
    注意：明胶在过滤前应溶胀至少16小时。真空过滤过程中，保持溶液及过滤装置温度为37°C，以减少滤膜堵塞。
  5. 将人血浆凝血酶溶于无菌PBS中，配制成1,000 U/mL的溶液。轻轻混匀，分装后于−20°C保存，可稳定长达1年。
  6. 将300 mg转谷氨酰胺酶溶解于5 mL PBS中，于37°C孵育1小时，期间偶尔混匀。将溶液经无菌过滤转移至新管中，并在室温下保存。
    注意：转谷氨酰胺酶溶液需每日新鲜配制。粉末状转谷氨酰胺酶应于4°C干燥保存。
  7. 将氯化钙溶于水中，配制成1 M溶液。经无菌过滤后，于室温保存，可稳定长达1年。

5. 准备并活化盖玻片

  1. 将洁净的盖玻片浸入乙醇中，然后小心地通过本生灯火焰以蒸发乙醇。
    警告：乙醇易燃。大量乙醇应远离明火，并按照适当的实验室防火安全规程进行火焰灭菌。
  2. 将盖玻片放入不锈钢架中，避免玻璃破裂或碎裂。
  3. 在室温下，将盖玻片浸入0.5%（3-氨基丙基）三甲氧基硅烷的水溶液中，孵育30–60分钟。孵育期间施加轻柔振荡。
    警告：操作（3-氨基丙基）三甲氧基硅烷时应使用适当的化学防护设备和工程控制措施。
  4. 用六次换水的方式清洗盖玻片，每次均施加轻柔振荡。在转移架子时，防止盖玻片脱落。
  5. 将架子从水中取出，用吸水纸吸去多余水分，并在50°C下干燥30分钟。
  6. 让盖玻片冷却至室温，同时准备PBS中的0.5%戊二醛溶液。
    警告：戊二醛具有毒性且具刺激性。应在合适的化学通风橱中配制和操作该溶液，并穿戴适当的个人防护装备。
  7. 将盖玻片在0.5%戊二醛溶液中孵育60分钟，同时施加轻柔振荡，以尽量减少气泡积聚并促进均匀活化。
  8. 用三次更换无菌水冲洗盖玻片，然后在室温下自然晾干。
    注意：活化后的盖玻片可在真空干燥条件下保存最多2个月。

6. 用细胞外基质底层包被盖玻片

  1. 将1× PBS、明胶储备液和纤维蛋白原储备液在37°C下预热30–60分钟。
  2. 用洁净的Parafilm膜衬垫一个无菌的15 cm培养皿，表面喷洒70%乙醇，沥去多余液体，并在生物安全柜中让其自然风干。
  3. 按顺序向一个15 mL锥形管中加入1.68 mL预热的PBS、2.5 mL明胶储备液、12.5 µL的1 M CaCl₂、625 µL纤维蛋白原储备液和167 µL转谷氨酰胺酶溶液。
  4. 将ECM混合物置于37°C水浴中孵育30分钟。
  5. 为每张盖玻片准备一个含有5 µL凝血酶储备液的1.7 mL离心管。
  6. 向凝血酶管中加入400 µL ECM制备液，通过移液枪轻柔吹打一次混匀，尽量减少气泡产生。
  7. 立即吸取200 µL混合液滴加到无菌Parafilm膜上，并用镊子将一张活化的盖玻片放置于液滴上。轻轻按压以确保完全覆盖。
    注意：在将ECM混合物与凝血酶混合后，应在约20秒内完成此步骤。
  8. 盖上培养皿，先在室温下孵育10分钟，然后在37°C湿化培养箱中孵育2小时。
  9. 通过将Parafilm膜从盖玻片边缘向外弯曲，轻轻将每张盖玻片从膜上剥离。
  10. 将新包被的盖玻片胶面朝上置于洁净的培养皿中，放入湿化培养箱内，并在1天内使用。
  11. 或者，将包被后的盖玻片在非湿化培养箱中过夜孵育，并在2天内使用。

7. 生物打印牺牲墨水并将其包埋于细胞外基质中

  1. 在打印血管结构前进行测试打印，以确认墨水和打印参数能够产生所需的血管尺寸。将打印文件载入打印机软件。
    注意：在本文所述条件下，使用32 G锥形分配针头和含25% Pluronic F127/1% PEO的墨水可稳定打印出直径低至约150 µm的血管结构。通过在玻璃上进行简单的线条打印，优化打印头速度和背压。
  2. 组装底部夹紧板、包被有细胞外基质（ECM）的底部盖玻片、硅胶垫圈、无顶部盖玻片的顶部夹紧板以及两颗螺丝。将组装好的部件置于一个加盖的100 mm培养皿中，并在当天使用前保持在37 °C环境中。
  3. 将打印针头连接至墨水注射器，并将注射器安装到气动挤出式打印机上。预热打印平台、打印头及相邻的加热板至37 °C。
  4. 按照第6节所述方法制备ECM基质，并将其置于37 °C水浴中保温。每5 mL批次制备足够用于多个玫瑰腔室的基质，每个腔室需1.5 mL。
  5. 为每个腔室取5 µL凝血酶储备液，加入无菌的1.7或2 mL离心管中。在生物安全柜中额外准备若干已活化但未包被的盖玻片备用。
  6. 将含有ECM包被盖玻片的腔室放置于打印机平台上，并使其位于XY轴原点处居中。降低针头直至其接触腔室窗口中心处的ECM或玻璃表面，并将此位置定义为XYZ轴原点。
  7. 抬起针头并施加最大压力，以完全充满墨水并排出任何可见气泡。用无菌实验室纸巾擦拭针尖。
  8. 使用已上传的G代码文件打印血管及储液区结构。打印完成后立即抬起针头并取下腔室。
  9. 检查打印出的血管是否存在气泡或不连续现象。若发现任一缺陷，应丢弃该结构并重新打印。
  10. 将腔室置于37 °C加热板上，卸下螺丝和顶部夹紧板，用移液器轻轻吹打一次，使1 mL预热的ECM基质与凝血酶溶液充分混合。
  11. 将活化的ECM混合物转移至血管腔室内，避免引入气泡，并立即将一张活化的盖玻片正面朝下覆盖在ECM上。重新装上顶部夹紧板并拧紧螺丝，确保固定牢固但不过度紧固。
  12. 将组装完成的腔室放入加盖的100 mm培养皿中，在37 °C条件下孵育2小时。

8. 使用导丝模板构建动脉瘤

  1. 将21号针头插入硅胶垫片相对的两侧，并对齐针头。
  2. 将直径为0.0190英寸的304不锈钢医用芯轴丝在含有1% BSA的PBS中进行超声处理，处理容器为15 mL锥形管。取出钢丝后，在生物安全柜内的无菌培养皿中使其自然风干。
  3. 将涂有BSA的钢丝穿过垫片中的两根针头（图2）。将其中一端伸出的钢丝轻微弯曲，以便后续旋转操作。
  4. 将垫片、针头、钢丝和夹板组件一起放入铝箔袋中进行高压灭菌。
  5. 将针头/垫片组件置于已活化并涂有细胞外基质（ECM）的盖玻片上方。
  6. 将一支21 G针头连接至含有巴氏灭菌Pluronic/PEO墨水的注射器上。
  7. 在腔室中心处钢丝的一侧滴加少量牺牲性墨水。在每个针头与钢丝的连接处也滴加少量墨水，以形成密封。
  8. 按照第7.10–7.12节所述方法制备ECM混合物，并组装腔室。
  9. 待ECM凝胶化后，轻轻旋转钢丝的弯曲端，使其从ECM和牺牲性墨水中释放。然后缓慢将钢丝从装置中抽出。
  10. 使用200 µL移液器将PBS注入进样针头，并让PBS流经腔道。重复一次后，进入第9节操作。

9. 从容器室中冲洗出牺牲墨水

  1. 将管路连接至含有抗生素的冷（4 °C）PBS 储液器，安装一个三通旋塞，并以公型鲁尔锁接头和无菌 23 G 针头作为管路末端。
  2. 使用旋塞上的注射器将冷 PBS 注入供液管路，直至 PBS 从针头孔中流出。夹闭管路。
  3. 用 PBS 填充另一段管路，并以 23 G 针头作为末端。夹闭管路后移除填充用注射器。
  4. 将供液针穿过垫圈插入进液储液器，将引流针插入出液储液器。使用倒置显微镜或体视显微镜确认放置位置正确。
  5. 将装置转移至 4 °C 环境，将供液储液器置于进液口上方 30 cm 处。将出液口置于废液容器上方，低于血管出液针 5–10 cm。
  6. 松开夹子，使至少 250 mL 冷 PBS 流经腔室。在冲洗过程中检查系统是否存在泄漏和气泡。

10. 使用额外的细胞外基质成分包被并预处理血管腔

  1. 将纤连蛋白稀释至 20 µg/mL，层粘连蛋白稀释至 10 µg/mL，或基底膜基质以 1:30 的比例稀释于 3 mL PBS 中。
  2. 将新鲜配制的转谷氨酰胺酶加入稀释后的细胞外基质试剂中。
  3. 保持紧邻血管的管路与入口和出口相连。
  4. 使用 1 mL 注射器将细胞外基质/转谷氨酰胺酶溶液缓慢注入血管内。重复操作，直至全部 3 mL 溶液通过血管。
  5. 夹闭连接器，用无菌鲁尔帽封闭入口和出口，并在 37 °C 下孵育 1 小时至过夜。
  6. 用 100 mL 含青霉素/链霉素的完全内皮细胞培养基冲洗血管。夹闭管路连接器，并封闭出口。
    注意：将充满培养基的血管在 4 °C 下保存，最长可保存 1 周。确保管腔内无气泡残留。

11. 血管细胞化

  1. 将含有 ECM 血管模板的培养室在 37 °C 下孵育 2 小时。将含有青霉素/链霉素的完全内皮培养基预热至 37 °C。
  2. 从一个 10 cm 培养皿或一个 T75 培养瓶中用胰蛋白酶消化内皮细胞，并用完全培养基中和胰蛋白酶。将细胞悬液转移至 15 mL 圆底离心管中，并取一部分用于细胞计数。
  3. 在 1,000 × g 下离心细胞 5 分钟。重悬细胞沉淀，制备 150 µL 浓度为 5 × 106 个细胞/mL 的细胞悬液。
  4. 将出口管路连接至无菌废液储液器，并保持管路夹处于关闭状态。
  5. 断开入口管路，清除入口针座中的残留培养基。将血管模板垂直持握，用移液器将细胞悬液加入针座中。
  6. 松开出口管夹，使细胞悬液进入血管模板内腔。待全部悬液进入内腔后，重新夹闭出口管路。
  7. 向入口针座中加入预热的完全培养基，然后用无菌鲁尔帽封闭。断开出口管路并盖上帽。
  8. 将培养室正置，在 37 °C 下孵育 3 小时。
  9. 重复步骤 11.5–11.8，并将培养室倒置在 37 °C 下孵育 3 小时。
  10. 用 1 mL 完全培养基轻柔冲洗血管模板，并在 37 °C 下孵育 3 小时。
  11. 通过显微镜确认内皮细胞贴壁情况，用新鲜培养基轻柔冲洗去除未贴壁的细胞，并在 37 °C 下继续孵育 12–24 小时。

12. 在流动条件下培养血管

  1. 将 200 mL 完全培养基预热 1 小时，并使用无菌滤器装置在真空条件下脱气。随后在加湿的 CO₂ 培养箱中重新加热培养基。
  2. 在无菌生物安全柜中，依次连接培养基储液罐出口、三通旋塞、泵管、脉动阻尼器、可选的气泡捕集器、进液管、 vessel chamber（培养腔室）、出液管和回流管至培养基储液罐（图 3）。
  3. 用培养基充分润洗整个流路系统，并确认无任何气泡或空气滞留。
    注意：在重新连接前，应先用液体填充连接器和针头接口。气泡进入含细胞的血管腔可能导致内皮细胞丢失，原因是突然的剪切力作用。
  4. 将组装好的装置转移至 37 °C 培养箱，启动血管内的流速，使其产生 1 dyn/cm2 的剪切应力，并维持该流速 12 小时。
  5. 增加流速以产生 12–16 dyn/cm2 的剪切应力，并在进行后续检测前维持此条件 18–24 小时。为计算适用于您所用血管的流速，请确定打印血管的长度和平均直径。使用在线计算器时，输入上述参数，并设定横截面为圆形、培养基含 10% 血清、管路阻力可忽略（因管路直径远大于打印血管直径）。
    注意：流体条件化处理后应尽快使用血管。培养超过 1 周可能导致内皮细胞间出现间隙，可能与细胞丢失或内皮细胞分泌的蛋白酶对细胞外基质的修饰有关。

13. 进行血管渗漏实验

  1. 将 Alexa 647 标记的 BSA 或 10 kDa Alexa 647 葡聚糖加入 35 mL 完全培养基中，使终浓度为 5 mg/mL。将溶液预热至 37 °C。
  2. 用测试剂（如 250 ng/mL TNFα）预孵育血管腔室 1–2 小时，并在检测培养基中加入相同浓度的试剂。
  3. 设置 37 °C 水浴，将泵放置在显微镜附近。启动显微镜、图像采集软件和载物台加热系统，并在成像前将载物台平衡至 37 °C，持续 30 分钟。
  4. 在培养箱中停止灌流，断开培养基储液器，将腔室及连接管路转移至预热的显微镜载物台上。
  5. 将泵连接至约 20 cm 长的管路，管路末端安装含有未标记培养基的玻璃微移液管。将微移液管插入荧光报告物培养基中，并将出口管路置于收集容器内。
  6. 设置泵的流速为 0.2 mL/min，在成像准备就绪前不要启动灌流。
  7. 使用相差成像聚焦于血管中线，然后切换至 647 荧光通道。按照第 13.6 节设定的流速启动灌流，并根据预期反应时间每 1–5 分钟采集一次图像。
  8. 根据采集的图像生成线扫描图（kymograph），并对阈值化后的强度值拟合线性斜率。以报告分子从血管外表面每分钟迁移的距离（µm）表示渗漏程度。

14. 绘制流体流动图

  1. 将10 µm荧光微球涡旋震荡1分钟，然后在超声波清洗器中超声处理1分钟。用10 mL完全培养基将微球稀释至1.8 × 105 微球/mL。
  2. 按照第13节所述，在显微镜载物台上配置用于血管渗漏检测的流体系统。包括设置一个流出收集容器，并将流速设定为0.2 mL/min。
  3. 使用具有合适工作距离的物镜，聚焦于血管的中心平面。根据曝光时间、探测器灵敏度、激发光强度和光收集效率所允许的条件，以尽可能高的实际频率采集图像。
  4. 使用粒子图像测速软件分析时间序列图像。

15. 固定并免疫染色内皮化血管

  1. 配制 40 mL 含 10 mM CaCl₂ 和 10 mM MgCl₂ 的 4% 多聚甲醛 PBS 溶液。
    注意：多聚甲醛具有毒性。配制和操作含多聚甲醛的溶液时，必须在适当的化学通风橱中进行，并佩戴合适的个人防护装备。
  2. 停止灌流，夹闭进样管路，将其从泵上断开，并连接至血管渗漏实验所用的抽吸管。将抽吸管插入固定液中，通过重力使 35 mL 固定液流经血管。
  3. 夹闭管路，将血管在室温下于固定液中孵育 30 分钟。
  4. 通过重力用 25 mL 通透缓冲液冲洗血管，缓冲液组成为：0.4% Triton、pH 6.1 的 20 mM PIPES、138 mM NaCl、5 mM KCl、2 mM MgCl₂、2 mM EGTA 和 5.5 mM 葡萄糖。夹闭管路，在室温下孵育 10 分钟。
  5. 用封闭缓冲液冲洗血管，缓冲液组成为：1% BSA、0.05% Tween 20、pH 7.4 的 20 mM Tris、140 mM NaCl 和 5 mM KCl。在室温下孵育 2 小时，或在 4 °C 下过夜。
  6. 用 100–500 µL 封闭缓冲液将所选的一抗按 1:50–1:500 比例稀释。移除进样管路，采用第 11 节所述的细胞接种方法加入抗体溶液。
  7. 在 4 °C 下过夜孵育血管。
  8. 重新连接进样管路，用 20 mL PBS 冲洗血管。
  9. 按 1:200–1:1,000 比例将相应的二抗用封闭缓冲液稀释，必要时加入 1:250 的荧光标记鬼笔环肽。采用第 15.6 节所述方法加入溶液，并在室温下孵育 2 小时。
  10. 用 40 mL PBS 冲洗血管，关闭管夹，盖上管帽。
    备注：将染色后的血管在 4 °C 下保存，并在两周内完成成像。
  11. 使用荧光标记鬼笔环肽染色 F-肌动蛋白，使用抗 GM130 抗体染色高尔基体，使用 DAPI 染色细胞核。
  12. 使用 FibrilTool74 分析鬼笔环肽图像，以确定 F-肌动蛋白应力纤维的平均取向。
  13. 确定每个细胞核与高尔基体质量中心之间的轴线。按照先前描述的方法75，在数值计算软件中分析并绘制所得取向分布图。

结果

利用牺牲性墨水打印各种管状组织的方法已被多个研究团队建立，尤其是Lewis实验室，该实验室已成功构建了肾小管以及血管67,76。类似的方法也被用于打印肺泡结构77和带血管化的肿瘤模型78。本文中，这些方法被改进以生成血管几何结构，用于研究内皮细胞在生理流体流动条件下的响应（图2）。血管几何结构从血管图像转换为坐标图，随后转化为G代码以定义打印路径（图2A–C）。该方法能够制造出用于研究扭曲血管和动脉瘤如何改变内皮功能及细胞骨架组织的血管模板（图2D–G）。此外，还整合了一种可3D打印的Rose灌流室设计，从而无需依赖机械加工服务（图2H）。用于血管打印的示例G代码文件见补充文件1，相应的Rose灌流室和载物台安装用CAD文件分别见补充文件2和补充文件3。基于STL的打印可能需要多个打印头行程，导致形成具有分离管腔的编织状血管几何结构（补充图1）。所构建的平台旨在使血管细胞生物学家即使缺乏生物工程经验也能便捷使用，同时支持生理压力和流速，并兼容高分辨率显微镜观察（图2I）。

在完成血管构建和细胞化后，将血管装置整合到一个封闭的灌注系统中，以实现培养基的可控循环（图3）。该系统由蠕动泵、连接灌注注射器的三通旋塞阀、除泡阱、脉动阻尼器、血管装置以及培养基储液器依次串联组成（图3A）。该配置可使培养基在工程化血管中持续循环，同时集成了系统预充、去除气泡以及缓冲蠕动泵产生的脉动等功能组件。组装后的系统可在实验装置内将血管装置置于指定位置运行，如图3B所示，为在可控流动条件下对细胞化血管进行后续灌注提供了实用的配置方案。

对先前描述的牺牲性油墨方法的一项改进是在打印前对油墨进行巴氏消毒。这一改进是必要的，因为采用已发表的油墨制备方案会导致培养物出现霉菌污染。与其他用于此应用的基于Pluronic的油墨类似，25% Pluronic F127/1% PEO油墨在低温下保持液态，随着温度升高则转变为紧密堆积的胶束凝胶。该配方的相变温度为15°C，便于在培养箱温度下构建模板结构，并在4°C时去除油墨。与纯Pluronic材料相似，该材料在打印温度下也表现出显著的剪切稀化特性（图4A）。然而，即使在低温下，该油墨的黏度过高，无法通过标准组织培养滤膜和真空过滤进行滤膜除菌。尽管可在70°C或更高温度下进行20秒的巴氏消毒以实现灭菌，但这些温度会不可逆地改变油墨性质，并降低其在打印温度下的黏度（数据未显示）。在63°C下长时间（>1小时）进行较低温度的巴氏消毒，可在不改变油墨在适宜打印温度下复数黏度的前提下，有效减少真菌及其他微生物的污染。使用配备25 mm锥板几何结构的流变仪进行流变学表征显示，在打印温度下，未处理油墨与巴氏消毒后油墨在不同形变速率范围内的黏度相似（图4B），表明巴氏消毒不会影响油墨的可打印性。经过巴氏消毒的油墨还能够支持更长期的血管培养，且无需使用抗真菌药物，从而避免了药物对内皮细胞功能的潜在干扰。

一旦血管实现细胞化，融合的内皮细胞应覆盖整个血管，如图所示。 图5，最大强度投影位于 图 5A 以及横截面 图5B随后可将培养基流速增加至生理剪切速率，对于近似圆形的血管，可使用哈根-泊肃叶方程进行估算。79在实际操作中，可通过考虑培养基黏度和微流控阻力来估算达到所需剪切应力所需的流速。在典型的二维培养中 体外，培养基流速为 12 dyn/cm2诱导大多数内皮细胞沿流动轴方向排列。该反应可通过F-actin的荧光鬼笔环肽染色进行观察（图 5D，E）或通过高尔基体-细胞核轴的分析（图5D，F），两者均表现出与内皮细胞极化一致的各向异性取向，如前所述18. 尽管剪切应力超过 40 dyn/cm2 发生 体内，但本研究未对这些条件进行建模。

血管几何结构改变的一个主要后果是流体流动的改变，内皮细胞会通过多种信号通路对此作出响应80,81。目前已有多种方法可用于监测血流速度，包括4D多普勒超声82、4D流动磁共振成像83和激光散斑成像84。尽管这些技术具有重要的体内应用优势，但在单根血管内分辨局部流动差异仍具有挑战性。本平台具备高数值孔径成像能力，可实现荧光微粒的直接追踪（图6B），并利用粒子图像测速技术对血管弯曲引起的流动异常进行高空间分辨率的映射（图6C）。例如，沿血管内侧弯曲处的血流速度较外侧弯曲处更慢（图6C），这可能有助于解释内皮细胞反应的改变85。

一旦形成融合的血管，可通过向管腔内灌注荧光标记的大分子（如葡聚糖或蛋白质）来评估其通畅性及屏障功能。由 HUVEC 衬覆的通畅血管能够阻止荧光标记葡聚糖的通过（图 6D、F）。相反，暴露于破坏屏障的刺激物（如 TNFα）会增加血管渗漏（图 6H、J）。局部渗漏速率可通过线扫描分析（kymograph analysis）进行可视化（图 6E、G、I、K）。由于线扫描图的 X 轴表示距离，Y 轴表示时间，因此可通过量化拟合于分段荧光强度的直线斜率来比较相对渗漏速率（图 6E、G、I、K）。这些分析方法可用于评估特定刺激下局部血管几何结构对内皮屏障功能的影响。

该平台的一个关键优势是相较于以往可能实现的情况，显微观察的可及性得到了改善 体内该系统还可促进对内皮分子结构的免疫组织化学分析，特别是肌动蛋白细胞骨架的分析。内皮细胞非常薄，周围被平滑肌细胞包绕。 体内，这可能会使内皮细胞中细胞骨架结构的定位变得复杂。该平台能够对内皮细胞中的黏附分子和丝状肌动蛋白进行简便的染色与成像图5）并支持难以实现的多组分分析 体内，包括在生理流动条件下对内皮细胞极化和分裂的评估图5D–F将这些检测方法整合于单一平台，可直接研究血管几何结构、血流改变、屏障功能、内皮分子排列以及细胞间黏附之间的相互关系。

figure-results-1
图 1：芯片上3D血管打印与使用的流程图。 芯片上生成和使用3D血管的实验流程图。黑色圆圈表示对应的实验步骤编号。方框颜色表示各步骤进行或样品孵育时的温度。该流程包括血管形状建模、油墨制备、细胞外基质（ECM）制备、腔室制备、血管打印、血管冲洗与包被、细胞化、流动培养、功能检测以及组织学分析。请点击此处查看此图的放大版本。

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图2：血管打印与腔室设计。 可根据体内血管影像设计血管结构，以重现患者特异性的血管几何形态。（A）通过对比增强计算机断层扫描（CT）成像的小冠状动脉血管，经Parekh等人许可转载。86 比例尺 = 2 mm。（B）由A图所示血管部分的标记点生成的坐标图，通过FIJI软件进行点位记录获得。（C）利用打印机控制软件由坐标图生成的G代码输出。右下角显示X、Y和Z坐标。（D）包含生物打印血管的Rose腔室示意图。顶部带有拇指螺母的设计可与3D打印的聚乳酸（PLA）腔室兼容。（E）在细胞外基质（ECM）包被的盖玻片上，使用可溶性生物墨水打印出血管和储液池的Rose腔室。比例尺 = 9 mm。（F）用于动脉瘤模型的Rose腔室配置示意图。穿过入口和出口针头的金属丝作为血管模板，沉积在金属丝上的可溶性生物墨水则作为动脉瘤模板。（G）在细胞外基质（ECM）包被的盖玻片上，包含金属丝和可溶性生物墨水模板的Rose腔室。（H）3D打印的PLA显微镜载物台适配器（左）和Rose腔室（右），可替代机械加工的铝制组件。适配器上的金属夹固定于适配板上。比例尺 = 30 mm。（I）安装在显微镜载物台上的铝制Rose腔室，内含已打印并冲洗的血管，入口和出口针头及管路已连接。比例尺 = 20 mm。缩写：CT = 计算机断层扫描；ECM = 细胞外基质；PLA = 聚乳酸。 请点击此处查看该图的放大版本。

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图3：Rose腔室内带细胞化血管的流体流动系统。（A）用于在含有细胞化血管的Rose腔室内建立流体流动的管路配置示意图。箭头表示流动方向。编号组件分别为（1）蠕动泵，（2）带预充注射器的三通旋塞阀，（3）气泡捕获器，（4）脉动阻尼器，（5）血管装置，以及（6）培养基储液器。所有接触培养基的组件在使用前均需灭菌。（B）置于组织培养孵育箱内的Rose腔室中含细胞化血管的流体流动系统。数字对应于A图中所示组件。进样和出样针头用胶带固定以确保稳定。比例尺 = 40 mm。请点击此处查看该图的放大版本。

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图 4：牺牲型生物墨水的流变学表征。（A）未灭菌的25% Pluronic F127/1% 聚氧化乙烯（PEO）墨水在5 °C、10 °C、14.4 °C、15 °C和23 °C下剪切黏度随剪切速率的变化。（B）未灭菌和灭菌后的Pluronic F127/PEO墨水在25 °C和37 °C下复数黏度随角频率的变化。缩写：PEO = polyethylene oxide。请点击此处查看该图的放大版本。

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图5固定并染色的内皮化血管的成像与定量分析 (A) 最大强度投影的转盘共聚焦荧光图像，显示初次接种并在低剪切应力（1 dyn/cm）条件下培养后的完全细胞化血管2）。血管经VE-cadherin（绿色）、F-actin（红色）和DAPI（蓝色）染色。比例尺 = 50 µm. (B) 用荧光鬼笔环肽标记F-actin（红色）的完全细胞化血管的转盘共聚焦荧光图像z-stack的重建xz截面。比例尺 = 50 µm. (C) 在12 dyn/cm²流体剪切力下灌注24小时后，完全细胞化的血管的转盘共聚焦荧光图像z轴层扫的最大强度投影2F-肌动蛋白用荧光鬼笔环肽（红色）标记。比例尺 = 100 µm. (D) 在16 dyn/cm的剪切应力下培养24小时后，血管区域的转盘共聚焦荧光图像2血管用 VE-钙黏蛋白（黄色）、F-肌动蛋白（紫红色）、高尔基体标志物 GM130（绿色）以及 DAPI 染色 DNA（蓝色）进行染色。箭头指示血流方向。比例尺 = 30 µm. (E) 使用 FibrilTool74 对 D 面板中 F-肌动蛋白通道的平均应力纤维取向进行代表性定量分析。采用由 45 个区域组成的网格，每个区域面积为 1,600 µm2，进行分析，并将平均纤维取向相对于流动方向以径向直方图形式显示。（F) 作为内皮细胞极化的衡量指标，来自 D 图的细胞核-高尔基体轴的代表性定量分析。以血流方向为参照，将每个细胞核中心到相应高尔基体中心的矢量表示为径向直方图；n = 75 个矢量。缩写：DAPI = 4′,6-二脒基-2-苯基吲哚 请点击此处以查看此图的放大版本。

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图6：流体流动与血管渗漏分析。 （A）用于B–K图分析的血管几何结构示意图。字母表示与各图相对应的大致血管区域。（B）时间序列旋转盘共聚焦荧光图像的颜色编码时间投影，显示在流动作用下荧光微球通过弯曲血管区域的运动情况。颜色表示第1至第100帧；外侧和内侧曲率已标明。（C）粒子图像测速（PIV）分析，显示弯曲血管区域内的相对流速。颜色代表相对速度，箭头表示流动方向和大小。比例尺 = 50 µm。（D–G）未经处理的血管灌注Alexa 647标记的10 kDa葡聚糖后的典型血管屏障实验。（D,D′,D″）分别在0、70和150分钟时采集的直血管区域图像。白线表示用于E图生成扫描图的区域。（E）D图中直血管区域的扫描图，显示渗漏速率为0.39 µm/min，即虚线的斜率。（F,F′,F″）分别在0、70和150分钟时采集的弯曲血管区域图像。白线表示用于G图生成扫描图的区域。比例尺 = 150 µm。（G）F图中弯曲血管区域的扫描图，显示渗漏速率为1.01 µm/min，即虚线的斜率。（H–K）预先与250 ng/mL肿瘤坏死因子α（TNFα）孵育后的典型血管屏障实验。（H,H′,H″）分别在0、200和400分钟时采集的直血管区域图像。白线表示用于I图生成扫描图的区域。比例尺 = 250 µm。（I）H图中直血管区域的扫描图分析显示渗漏速率为2.1 µm/min，即虚线的斜率。（J,J′,J″）分别在0、200和400分钟时采集的弯曲血管区域图像。白线表示用于K图生成扫描图的区域。比例尺 = 250 µm。（K）J图中弯曲血管区域的扫描图分析显示渗漏速率为6.7 µm/min，即虚线的斜率。D–K图中的星号标识了用于生成扫描图的线段对应端点。缩写：PIV = 粒子图像测速；TNFα = 肿瘤坏死因子α。 请点击此处查看此图的放大版本。

补充图1：基于STL的打印机编程进行血管打印。 （A）使用基于STL的打印机编程生成的打印血管的微分干涉差显微图像，该程序控制打印头进行两次打印路径，形成编织状血管结构。比例尺 = 250 µm。（B）用Alexa 647标记的牛血清白蛋白（BSA）灌注后的编织血管的三维渲染图像。两条编织股之间的管腔之间可见间隙。比例尺 = 100 µm。缩写：BSA = 牛血清白蛋白；STL = 标准三角网格语言。请点击此处下载该文件。

补充文件 1：血管打印的 G 代码。 请点击此处下载该文件。

补充文件 2：Rose 反应室的 CAD 设计图。 请点击此处下载该文件。

补充文件 3：载物台安装适配器的 CAD 设计图。 请点击此处下载该文件。

讨论

本文描述了一种用于构建与紊乱血流相关的血管几何结构的稳健系统，包括扭曲的血管、动脉瘤和分支点。该方法支持高分辨率成像、血流图谱绘制以及在细胞生物学家易于操作的平台上评估血管屏障功能，即使其生物工程经验有限亦可使用。尽管主要方法需要使用生物打印机，但市面上可获得的基于挤出的生物打印机涵盖了从开源系统到具有多个打印头的更先进平台的多种选择。关键的打印机功能包括对打印头和墨水温度的控制、精确的压力调节以及打印平台的温度控制。除了通过生物打印制备的扭曲和分支血管外，该方法还包括一种无需生物打印机即可构建的动脉瘤模型。上述方法共同促进了利用细胞生物学实验室中常见的显微镜技术对扭曲血管内皮细胞功能进行研究。

众多 体外 可用于研究血管功能的模型系统87,88，各有其独特的优势与局限性。此处所述系统改编自先前的研究工作54,67,69，特别适用于研究血管扭曲对内皮功能的影响，因为它能够在单一装置内直接模拟患者来源的血管几何结构，并系统性地改变血管曲率。其他方法则采用光聚合甲基丙烯酰化明胶来构建按比例缩小的冠状血管结构，以在生理流动条件下模拟患者冠状血管60此类系统可实现精确的血管建模、血流分析，并有望整合中膜层结构。然而，其整体尺寸较大且需玻璃支撑，可能限制高分辨率成像和局部渗漏检测。相比之下，基于诱导多能干细胞来源的内皮细胞自组装构建的小型系统，能够支持高分辨率成像，并可同时整合内皮细胞与血管平滑肌细胞。89然而，这些模型对血管几何结构的控制能力较弱，且建立高流速和高剪切速率较为困难。因此，本系统提供了一种实用的中间方案，可将明确的血管几何结构与高分辨率的血管迂曲成像相结合。

该平台的一个主要优势是能够生成包含弯曲和直线区域的血管结构，从而可在其他实验变量保持恒定的情况下，对同一样本内的局部血管几何形态进行直接比较，如图6所示。另一个优势是能够利用通过血管造影或增强CT获得的患者来源血管图像。复制患者血管的主要限制因素是尺寸。直径小于150µm的血管难以实现可重复打印，而长度超过数厘米的血管段则需要更大的安装腔室。此外，血管段在第三维度上应保持相对平坦，以便能够打印到基底基质层上，并在显微成像过程中维持在物镜工作距离范围内。

在未来的研究中，可进一步改进本研究中描述的系统，以模拟动脉粥样硬化等疾病，其中血管几何结构可能参与疾病的病理生理过程。可通过引入基因修饰的内皮细胞或额外的细胞类型（包括平滑肌细胞和免疫细胞），以提高模型的生理复杂性。如在较简单的系统中所展示的那样，在内皮层下方引入平滑肌细胞，有助于进一步理解平滑肌-内皮相互作用在血管扭曲及疾病中的作用90。其他可能的改进包括引入肿瘤细胞，以研究内渗过程68,91以及血管扭曲对该过程的影响。该平台还可用于探究紊乱血流如何改变炎症反应92,93，并可能揭示其在感染相关血管并发症（如 COVID-19）中的作用94。鉴于血管系统在人类健康与疾病中的广泛作用，此类易于获取的系统可能有助于在多种疾病背景下进一步研究内皮细胞功能。

披露

内容仅由作者负责，不一定代表美国国立卫生研究院的官方观点。作者声明不存在竞争性财务利益。

致谢

作者感谢哈佛大学 Jennifer Lewis 实验室成员在本研究早期探索过程中提供的建议，以及 Waterman 实验室成员给予的反馈与指导。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
(3-氨基丙基)三甲氧基硅烷 (APTMS)，97%Sigma-Aldrich281778用于玻璃盖玻片在细胞外基质附着前的硅烷化和活化。
1 mL 无菌注射器Fisher Scientific14-823-434用于试剂递送、容器包被和液体操作。
1×磷酸盐缓冲液 (PBS)Thermo Fisher ScientificJ61196.AP用于试剂配制、洗涤和容器冲洗。
10 mL 无菌注射器Fisher Scientific14-955-459用于试剂配制和液体转移。
带盖 15 mL 圆锥形管Fisher Scientific05-538-59A用于试剂配制、细胞处理和溶液储存。
150 mm 聚苯乙烯培养皿Fisher ScientificFB0875714用作无菌操作或孵育容器。
21G 针头Fisher Scientific14-817-227用于容器-模板制备和腔室通路。
23G 针头Fisher Scientific14-817-237用于冲洗和灌注过程中血管入口和出口的连接。
27G 透明锥形分配针头Nordson7018417用于牺牲性油墨挤出以及打印过程中气泡的可视化。
3 mL 无菌注射器Fisher Scientific14-955-459用于液体转移和试剂递送。请确认目录号，因提供的编号也列于 10 mL 注射器下。
304 不锈钢医用芯轴丝，直径 0.0190 英寸Component SupplyGWX-0190-36用作基于导线的动脉瘤模型中直管腔的可移除模板。
带盖 50 mL 圆锥形管Fisher Scientific05-526B用于试剂的配制、混合、巴氏灭菌和储存。
Alexa 488 抗小鼠二抗Thermo Fisher ScientificA32723TR用于免疫染色的荧光二抗。
Alexa 555 抗兔二抗Thermo Fisher ScientificA-21428用于免疫染色的荧光二抗。
Alexa 647 标记的牛血清白蛋白Thermo Fisher ScientificA34785用于血管屏障/渗漏检测的荧光大分子示踪剂。
Alexa 647 标记的葡聚糖，10 kDaThermo Fisher ScientificD22914用于评估内皮屏障功能和血管渗漏的荧光示踪剂。
Alexa 647-鬼笔环肽Thermo Fisher ScientificA22287用于荧光标记 F-肌动蛋白，进行细胞骨架成像和取向分析。
白蛋白，牛血清，第五组分，无脂肪酸Sigma-Aldrich126575-10GM用于封闭和含蛋白溶液的配制。
抗生素-抗真菌剂，100×Thermo Fisher Scientific15240062可选的细胞外基质和培养基抗菌补充剂。
抗 GM130 抗体，克隆 4A3Sigma-AldrichMABT1363用于标记高尔基体，进行内皮极性分析的一抗。
抗 VE-钙黏蛋白兔单克隆抗体，D87F2Abcam65707用于可视化内皮细胞间连接的一抗。
氯化钙Sigma-AldrichC7902用于细胞外基质配制和固定缓冲液。请确认所用试剂为无水或水合氯化钙。
连接器套件World Precision Instruments504954鲁尔接头转管路连接器，用于组装微流控灌注回路。
盖玻片染色架Electron Microscopy Sciences72240用于清洗、硅烷化、活化和洗涤过程中固定盖玻片。
D-(+)-葡萄糖Sigma-AldrichG7021-100G免疫染色过程中透化缓冲液的组分。
DAPIThermo Fisher Scientific62248用于细胞成像和极性分析的荧光核染料。
数字加热板Fisher Scientific11-475-028用于在组装过程中将血管腔室和试剂维持在约 37 °C。
EGTA 四钠盐Sigma-AldrichE8145-10G透化缓冲液中使用的螯合剂。
用于内径 1/16 英寸管路的雌性带倒刺鲁尔接头Scientific Commodities Inc.BB330A用于微流控回路中的管路连接。
带内径 1/16 英寸倒刺的雌性鲁尔接头，CrystalVu QCFisher Scientific01-000-123用于管路和血管腔室的连接。
纤维蛋白原Sigma-AldrichF8630与明胶和凝血酶共同使用的细胞外基质组分，用于形成支持血管的水凝胶。请核实来源：文中描述为人血浆纤维蛋白原，而表格中注明为牛血浆。
流体脉冲阻尼器Darwin MicrofluidicsSE-D1606-3NB-PC-31用于减少蠕动泵产生的脉动波动。
食品工业用高温硅橡胶条McMaster-Carr8417K51用于制造 Rose 腔室的垫圈。
猪皮明胶，凝胶强度 300，A 型Sigma-AldrichG2500主要的细胞外基质组分，用于形成包围血管管腔的水凝胶。
玻璃盖玻片，No. 1.5VWREN-MAS-25X25-1-5-CS高分辨率显微镜基底和腔室表面。
戊二醛，25%Electron Microscopy Sciences16220稀释后用于细胞外基质附着前盖玻片的活化。
生长试剂盒-BBEATCCPCS-100-040与血管细胞基础培养基联用，用于内皮细胞培养的补充试剂盒。
生长试剂盒-VEGFATCCPCS-100-041内皮细胞生长补充剂，根据需要与血管细胞基础培养基联用。
人血浆纤连蛋白Sigma-AldrichFC010可选的管腔细胞外基质包被，用于促进内皮细胞附着。
管路内夹具Sigma-AldrichZ503371-1PAK用于在腔室操作和孵育期间停止和调节管路中的流动。
Ismatec Reglo Digital 蠕动泵Masterflex78018-12用于在细胞化血管中产生可控的流体流动。
层粘连蛋白Sigma-AldrichL2020-1MG可选的管腔细胞外基质包被，用于调节内皮黏附和极化。
鲁尔接头-管路耦合器组合套件World Precision Instruments504954用于连接管路、注射器和腔室进出口组件。与连接器套件目录号重复；若相同则保留一项。
六水合氯化镁Sigma-AldrichM2393-100G固定和透化缓冲液的组分。
用于内径 1/16 英寸管路的雄性带倒刺滑动鲁尔接头Scientific Commodities Inc.BB329A用于微流控管路连接。
雄性鲁尔接头，内径 1/16 英寸World Precision Instruments13160-100用于将管路连接至注射器和腔室组件。
MatrigelSigma-AldrichCLS356234-1EA可选的管腔细胞外基质包被，用于内皮细胞附着。
培养瓶盖Fisher Scientific05-719-310双孔瓶盖，用于构建流动回路中的无菌培养基储液器。
Nalgene 药用级硅胶管，内径 1/16 英寸Thermo Fisher Scientific8600-0020用于微流控灌注和冲洗回路的柔性管路。
ParafilmElectron Microscopy Sciences70990-125在盖玻片上细胞外基质包被聚合过程中用作非粘附表面。
PBS，10×，pH 7.4Thermo Fisher Scientific70011044浓缩缓冲液，用于配制工作用 PBS 溶液。
青霉素/链霉素Thermo Fisher Scientific15140122用于内皮细胞培养基和冲洗溶液中的抗生素补充剂。
PIPESSigma-AldrichP1851-25G透化溶液中的缓冲组分。
Pluronic F-127Sigma-AldrichP2443牺牲性打印油墨的温敏组分。
带雄性鲁尔接头的聚碳酸酯三通旋塞阀Fisher ScientificNC9593742用于灌注回路中的引液、切换和控制流体路径。
聚环氧乙烷 (PEO)Sigma-Aldrich372781牺牲性油墨配方中的聚合物组分。
旋转混合器Fisher Scientific88861050用于在 4 °C 下混合 PEO/Pluronic 牺牲性油墨。
载玻片单元染色皿MSE SuppliesDWK90020用于盖玻片的洗涤、染色或试剂孵育。
方形盖玻片，No. 2，25 mm × 25 mmSigma-AldrichCLS285525-1000EA腔室盖玻片；较厚的 No. 2 玻璃具有更高的抗破裂性，且与合适的空气或水镜兼容。
不锈钢钝头分配针，21 G，1 英寸Component SupplyNE-212PL用于液体递送或导线模板血管模型的构建。
Steriflip 真空过滤装置MilliporeSigmaSE1M179M6用于无菌过滤温热明胶及其他兼容溶液。
无菌塑料 5 mL 注射器AlleviPSYR5-S用于装载牺牲性油墨，进行气动挤出打印。
凝血酶，人血浆，高活性Sigma-Aldrich605195用于在细胞外基质凝胶形成过程中启动纤维蛋白聚合。
转谷氨酰胺酶Moo Gloo1201在明胶/纤维蛋白细胞外基质的配制和修饰过程中使用的交联酶。
Triton X-100Sigma-Aldrich648466免疫染色前用于内皮细胞透化的去垢剂。
TrypLE Express 酶，1×，含酚红Thermo Fisher Scientific12605010用于在血管接种前收获内皮细胞的细胞解离试剂。
Tween 20Sigma-Aldrich11332465001免疫染色封闭缓冲液中的去垢剂组分。
血管细胞基础培养基ATCCPCS-100-030用于内皮细胞培养和灌注实验的基础培养基。

参考文献

  1. Franken R, et al. Increased aortic tortuosity indicates a more severe aortic phenotype in adults with Marfan syndrome. Int J Cardiol. 2015;194:7-12.
  2. Morris SA, et al. Vertebral artery tortuosity in Turner syndrome: is tortuosity a component of the aortopathy phenotype J Cardiovasc Magn Reson. 2014;16(Suppl 1):P115.
  3. Morris SA. Arterial tortuosity in genetic arteriopathies. Curr Opin Cardiol. 2015;30(6):587-593.
  4. Ciurică S, et al. Arterial tortuosity. Hypertension. 2019;73(5):951-960.
  5. Penta R, Ambrosi D. The role of the microvascular tortuosity in tumor transport phenomena. J Theor Biol. 2015;364:80-97.
  6. Bullitt E, et al. Abnormal vessel tortuosity as a marker of treatment response of malignant gliomas: preliminary report. Technol Cancer Res Treat. 2004;3(6):577-584.
  7. Fattahi M, et al. Influence of parent vessel feature on the risk of internal carotid artery aneurysm rupture via computational method. Sci Rep. 2023;13(1):1-12.
  8. Kawsara A, et al. Management of coronary artery aneurysms. JACC Cardiovasc Interv. 2018;11(13):1211-1223.
  9. Sokhal BS, Ma Y, Rajagopalan S. Femoral artery aneurysms. Br J Hosp Med. 2022;83(12).
  10. Golledge J. Abdominal aortic aneurysm: update on pathogenesis and medical treatments. Nat Rev Cardiol. 2019;16(4):225-242.
  11. Toader C, et al. Cerebral aneurysm: filling the gap between pathophysiology and nanocarriers. Int J Mol Sci. 2024;25(22):11874.
  12. Wei F, et al. Arterial tortuosity: an imaging biomarker of childhood stroke pathogenesis Stroke. 2016;47(5):1265-1270.
  13. Moceri P, et al. Arterial tortuosity syndrome: early diagnosis and association with venous tortuosity. J Am Coll Cardiol. 2013;61(7):783.
  14. Zhang X, et al. The relationship between retinal vascular tortuosity and retinal vasculitis. J Ophthalmic Inflamm Infect. 2025;15:65.
  15. Cuhlmann S, et al. Disturbed blood flow induces RelA expression via c-Jun N-terminal kinase 1: a novel mode of NF-κB regulation that promotes arterial inflammation. Circ Res. 2011;108(8):950-959.
  16. Sunderland K, Jiang J, Zhao F. Disturbed flow's impact on cellular changes indicative of vascular aneurysm initiation, expansion, and rupture: a pathological and methodological review. J Cell Physiol. 2022;237(1):278-300.
  17. Luu V, et al. Role of endothelial primary cilia as fluid mechanosensors on vascular health. Atherosclerosis. 2018;275.
  18. Vion AC, et al. Endothelial cell orientation and polarity are controlled by shear stress and VEGF through distinct signaling pathways. Front Physiol. 2021;11:623769.
  19. Petzold T, et al. Focal adhesion kinase modulates activation of NF-kappaB by flow in endothelial cells. Am J Physiol Cell Physiol. 2009;297(4):C814-C822.
  20. Thodeti CK, et al. TRPV4 channels mediate cyclic strain-induced endothelial cell reorientation through integrin-to-integrin signaling. Circ Res. 2009;104(9):1123-1130.
  21. Beech DJ. PIEZO force sensing in vascular biology: an explosion of new knowledge, concepts and opportunity. Adv Sci (Weinh). 2025;12(41):e11774.
  22. Tamargo IA, et al. Flow-induced reprogramming of endothelial cells in atherosclerosis. Nat Rev Cardiol. 2023;20(11):738-753.
  23. Chiu JJ, Chien S. Effects of disturbed flow on vascular endothelium: pathophysiological basis and clinical perspectives. Physiol Rev. 2011;91(1):327-387.
  24. Nakajima H, Mochizuki N. Flow pattern-dependent endothelial cell responses through transcriptional regulation. Cell Cycle. 2017;16(20):1893-1901.
  25. Zhao Y, et al. Small rodent models of atherosclerosis. Biomed Pharmacother. 2020;129:110426.
  26. Curry-Koski T, Curtin LP, Esfandiarei M, Thomas TC. Cerebral microvascular density, blood-brain barrier permeability, and support for neuroinflammation indicate early aging in a Marfan syndrome mouse model. Front Physiol. 2024;15:1457034.
  27. Thompson JW, et al. In vivo cerebral aneurysm models. Neurosurg Focus. 2019;47(1).
  28. Golledge J, Krishna SM, Wang Y. Mouse models for abdominal aortic aneurysm. Br J Pharmacol. 2022;179(5):792-810.
  29. Noval Rivas M, Arditi M. Kawasaki disease: pathophysiology and insights from mouse models. Nat Rev Rheumatol. 2020;16(7):391-405.
  30. He L, et al. Endothelial shear stress signal transduction and atherogenesis: from mechanisms to therapeutics. Pharmacol Ther. 2022;235:108152.
  31. Wang X, et al. Endothelial mechanobiology in atherosclerosis. Cardiovasc Res. 2023;119(8):1656-1675.
  32. Humphrey JD, Schwartz MA. Vascular mechanobiology: homeostasis, adaptation, and disease. Annu Rev Biomed Eng. 2021;23:1-27.
  33. Wang C, Lu H, Schwartz MA. A novel in vitro flow system for changing flow direction on endothelial cells. J Biomech. 2012;45(7):1212-1218.
  34. Sedlak J, Clyne A. Application of shear stress to endothelial cells using a parallel plate flow chamber. Methods Mol Biol. 2023;2600:81-90.
  35. Zhu J, et al. Advances in tissue engineering of vasculature through three-dimensional bioprinting. Dev Dyn. 2021;250(12):1717-1738.
  36. Kinstlinger IS, Miller JS. 3D-printed fluidic networks as vasculature for engineered tissue. Lab Chip. 2016;16(11):2025-2043.
  37. Werschler N, Quintard C, Nguyen S, Penninger J. Engineering next generation vascularized organoids. Atherosclerosis. 2024;398:118529.
  38. Shakeri A, et al. Engineering organ-on-a-chip systems for vascular diseases. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2023;43(12):2241-2255.
  39. Xie X, et al. Customizable microfluidic origami liver-on-a-chip (oLOC). Adv Mater Technol. 2022;7(5):2100677.
  40. Kawakita S, et al. Organ-on-a-chip models of the blood-brain barrier: recent advances and future prospects. Small. 2022;18(39):e2201401.
  41. Bai H, Ingber DE. What can an organ-on-a-chip teach us about human lung pathophysiology Physiology. 2022;37(5).
  42. Seghir R, Arscott S. Extended PDMS stiffness range for flexible systems. Sens Actuators A Phys. 2015;230:33-39.
  43. Hasler J, et al. Development and characterization of a tunable PDMS substrate model for investigating elastic properties and mechanical stretching in intervertebral disc cells. JOR Spine. 2025;8(4):e70140.
  44. Uroz M, et al. Differential stiffness between brain vasculature and parenchyma promotes metastatic infiltration through vessel co-option. Nat Cell Biol. 2024;26(12):2144-2153.
  45. Wood JA, Liliensiek SJ, Russell P, Nealey PF, Murphy CJ. Biophysical cueing and vascular endothelial cell behavior. Materials. 2010;3(3):1620-1639.
  46. Peloquin J, Huynh J, Williams RM, Reinhart-King CA. Indentation measurements of the subendothelial matrix in bovine carotid arteries. J Biomech. 2011;44(5):815-821.
  47. McQueen A, Warboys CM. Mechanosignalling pathways that regulate endothelial barrier function. Curr Opin Cell Biol. 2023;84:102213.
  48. Hahn C, Orr AW, Sanders JM, Jhaveri KA, Schwartz MA. The subendothelial extracellular matrix modulates JNK activation by flow. Circ Res. 2009;104(8):995-1003.
  49. Xu Z, et al. Matrix stiffness, endothelial dysfunction and atherosclerosis. Mol Biol Rep. 2023;50(8):7027-7041.
  50. Lemarié CA, Tharaux PL, Lehoux S. Extracellular matrix alterations in hypertensive vascular remodeling. J Mol Cell Cardiol. 2010;48(3):433-439.
  51. Huveneers S, Daemen MJAP, Hordijk PL. Between Rho(k) and a hard place: the relation between vessel wall stiffness, endothelial contractility, and cardiovascular disease. Circ Res. 2015;116(5):895-908.
  52. Stankey PP, et al. Embedding biomimetic vascular networks via coaxial sacrificial writing into functional tissue. Adv Mater. 2024;36(36):e2401528.
  53. Sundaram S, et al. Sacrificial capillary pumps to engineer multiscalar biological forms. Nature. 2024;636(8042):361-367.
  54. Kroll KT, et al. A perfusable, vascularized kidney organoid-on-chip model. Biofabrication. 2024;16(4).
  55. Strobel HA, Moss SM, Hoying JB. Vascularized tissue organoids. Bioengineering. 2023;10(2):124.
  56. Servais B, et al. Engineering brain-on-a-chip platforms. Nat Rev Bioeng. 2024;2(8):691-709.
  57. Osaki T, Sivathanu V, Kamm RD. Engineered 3D vascular and neuronal networks in a microfluidic platform. Sci Rep. 2018;8(1):5168.
  58. Maharjan S, Cecen B, Zhang YS. 3D immunocompetent organ-on-a-chip models. Small Methods. 2020;4(9):2000235.
  59. Fang JS, et al. A microphysiological system HHT-on-a-chip platform recapitulates patient vascular lesions. Nat Commun. 2026.
  60. Catano JA, et al. A patient-specific 3D printed carotid artery model integrating vascular structure, flow, and endothelium responses. Adv Healthc Mater. 2026;15(4):e02478.
  61. Li Z, Hui J, Yang P, Mao H. Microfluidic organ-on-a-chip system for disease modeling and drug development. Biosensors. 2022;12(6):370.
  62. Leung CM, et al. A guide to the organ-on-a-chip. Nat Rev Methods Primers. 2022;2(1):33.
  63. Campisi M, et al. 3D self-organized microvascular model of the human blood-brain barrier with endothelial cells, pericytes and astrocytes. Biomaterials. 2018;180:117-129.
  64. Miller JS, et al. Rapid casting of patterned vascular networks for perfusable engineered three-dimensional tissues. Nat Mater. 2012;11(9):768-774.
  65. Kong Z, Wang X. Bioprinting technologies and bioinks for vascular model establishment. Int J Mol Sci. 2023;24(1):891.
  66. Kolesky DB, et al. 3D bioprinting of vascularized, heterogeneous cell-laden tissue constructs. Adv Mater. 2014;26(19):3124-3130.
  67. Lin NYC, et al. Renal reabsorption in 3D vascularized proximal tubule models. Proc Natl Acad Sci U S A. 2019;116(12):5399-5404.
  68. Park W, et al. 3D bioprinted multilayered cerebrovascular conduits to study cancer extravasation mechanism related with vascular geometry. Nat Commun. 2023;14(1):7696.
  69. Kolesky DB, Homan KA, Skylar-Scott MA, Lewis JA. Three-dimensional bioprinting of thick vascularized tissues. Proc Natl Acad Sci U S A. 2016;113(12):3179-3184.
  70. Xiao Y, Liu Q, Han HC. Buckling reduces eNOS production and stimulates extracellular matrix remodeling in arteries in organ culture. Ann Biomed Eng. 2016;44(9):2840-2850.
  71. Arnaoutova I, George J, Kleinman HK, Benton G. The endothelial cell tube formation assay on basement membrane turns 20: state of the science and the art. Angiogenesis. 2009;12(3):267-274.
  72. Qiu Y, et al. Microvasculature-on-a-chip for the long-term study of endothelial barrier dysfunction and microvascular obstruction in disease. Nat Biomed Eng. 2018;2(6):453-463.
  73. Rose GG, Pomerat CM, Shindler TO, Trunnell JB. A cellophane-strip technique for culturing tissue in multipurpose culture chambers. J Biophys Biochem Cytol. 1958;4(6):761-764.
  74. Boudaoud A, et al. FibrilTool, an ImageJ plug-in to quantify fibrillar structures in raw microscopy images. Nat Protoc. 2014;9(2):457-463.
  75. Fischer RS, et al. Contractility, focal adhesion orientation, and stress fiber orientation drive cancer cell polarity and migration along wavy ECM substrates. Proc Natl Acad Sci U S A. 2021;118(22):e2021135118.
  76. Wolf KJ, et al. Perfusable 3D models of ureteric bud and collecting duct tubules. Cell Biomater. 2026;2(3):100297.
  77. Ren B, et al. Study of sacrificial ink-assisted embedded printing for 3D perfusable channel creation for biomedical applications. Appl Phys Rev. 2022;9(1).
  78. Hynes WF, et al. Examining metastatic behavior within 3D bioprinted vasculature for the validation of a 3D computational flow model. Sci Adv. 2020;6(35):eabb3308.
  79. Pisano A. From tubes and catheters to the basis of hemodynamics: viscosity and Hagen-Poiseuille equation. In: Physics for Anesthesiologists and Intensivists: From Daily Life to Clinical Practice. Springer; 2021:89-98.
  80. Gerhardt H, Betsholtz C. How do endothelial cells orientate EXS. 2005;(94):3-15.
  81. Baeyens N, et al. Endothelial fluid shear stress sensing in vascular health and disease. J Clin Invest. 2016;126(3):821-828.
  82. Lee J. Hemodynamics in Doppler ultrasonography. Ultrasonography. 2024;43(6):413.
  83. Kamada H, et al. Blood flow analysis with computational fluid dynamics and 4D-flow MRI for vascular diseases. J Cardiol. 2022;80(5):386-396.
  84. Postnov DD, Tuchin VV, Sosnovtseva O. Estimation of vessel diameter and blood flow dynamics from laser speckle images. Biomed Opt Express. 2016;7(7):2759.
  85. Dessalles CA, Leclech C, Castagnino A, Barakat AI. Integration of substrate- and flow-derived stresses in endothelial cell mechanobiology. Commun Biol. 2021;4:764.
  86. Parekh P, Agrawal N, Vasavada A, Vinchurkar M. Extreme coronary artery tortuosity in association with tortuosity of the systemic arteries: a rare and challenging situation for the interventionist. BMJ Case Rep. 2014;2014:bcr2014204725.
  87. Vetter J, Palagi I, Waisman A, Blaeser A. Recent advances in blood-brain barrier-on-a-chip models. Acta Biomater. 2025;197:1-28.
  88. Liu Y, Lin L, Qiao L. Recent developments in organ-on-a-chip technology for cardiovascular disease research. Anal Bioanal Chem. 2023;415(18):3911-3925.
  89. Cuenca MV, et al. Engineered 3D vessel-on-chip using hiPSC-derived endothelial- and vascular smooth muscle cells. Stem Cell Reports. 2021;16(9):2159-2168.
  90. van Engeland NCA, et al. A biomimetic microfluidic model to study signalling between endothelial and vascular smooth muscle cells under hemodynamic conditions. Lab Chip. 2018;18(11):1607-1620.
  91. Sobrino A, et al. A tissue-engineered 3D microvessel model reveals the dynamics of mosaic vessel formation in breast cancer. Cancer Res. 2020;80(19).
  92. Riddle RB, Jennbacken K, Hansson KM, Harper MT. A multicellular vessel-on-a-chip model reveals context-dependent roles for platelets in inflammation and inflammatory hemostasis. Blood Vessels Thromb Hemost. 2024;1(2):100007.
  93. Rickman M, et al. Disturbed flow increases endothelial inflammation and permeability via a Frizzled-4-β-catenin-dependent pathway. J Cell Sci. 2023;136(6):jcs260449.
  94. Shevchuk O, et al. Vessel-on-a-chip: a powerful tool for investigating endothelial COVID-19 fingerprints. Cells. 2023;12(9):1297.

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