本方案提供了一种在大鼠中进行皮肤造瘘术及术后伤口管理的标准化方法，可实现持续的低压尿液引流，用于临床前脊髓损伤研究。
方法文章
用于神经源性膀胱研究中低压尿液引流的大鼠膀胱造瘘模型
* These authors contributed equally
本文内容
摘要
摘要
大鼠是研究脊髓损伤（SCI）所致神经源性下尿路功能障碍（nLUTD）的首要临床前动物模型。由于其解剖结构和生理功能与人类高度相似，大鼠能够较好地模拟SCI的关键病理后果。然而，仍存在一个重要的转化医学鸿沟：在临床实践中，人类通常采用持续性或间歇性导尿进行膀胱管理，而类似方法在啮齿类动物中难以实现。目前普遍采用的手动排尿法会产生异常高的膀胱内压，可能独立促进SCI后膀胱的病理性重塑，从而引入方法学上的偏倚。本方案描述了在大鼠中实施皮肤膀胱造瘘术及术后伤口管理的方法，以建立持续性低压尿液引流，服务于临床前SCI研究。皮肤膀胱造瘘术——即在膀胱顶部与下腹壁之间建立一个造瘘口——可实现持续性尿液引流，从而维持低阻力的排尿通路，并绕过尿道。通过该方法，可避免尿液过度潴留和高膀胱内压，近似于临床在损伤早期采用经皮膀胱造瘘或经尿道尿流改道所实施的持续低压减压理念，但需明确的是，正常的尿液储存和控尿机制已被完全消除。因此，原本可能因反复膀胱过度充盈和高压手动排尿而被掩盖的治疗效应，将更易于被检测到。此外，膀胱造瘘术还为缓解临床前SCI研究中的性别相关限制提供了概念性策略。雄性啮齿类动物的尿道显著更长，导致尿流阻力更高，使得手动排尿操作更加困难，实际上使大多数临床前研究局限于雌性动物，尽管在临床SCI患者中男性占多数。作为一种替代性引流策略，膀胱造瘘术有望拓展实验性膀胱管理的范式，提升未来研究的转化价值，而其在雄性大鼠中的可行性及效果尚需通过专门的后续研究加以验证。
引言
正常的膀胱功能依赖于膀胱肌肉与尿道括约肌的协调作用，这一过程通过涉及大脑、中枢神经系统（CNS）和周围神经系统（PNS）的复杂神经网络实现，从而实现对下尿路（LUT）的意识控制1,2。这些机制的复杂性及其开关式的回路结构3使得膀胱功能容易受到多种损伤和疾病的影响。因此，在脊髓损伤（SCI）后，几乎所有患者都会出现膀胱感觉和控制功能障碍4,5。神经源性膀胱这一术语涵盖了一系列影响尿液储存和/或排空功能的广泛功能障碍，具体表现取决于损伤的特征。特别是骶上损伤会导致逼尿肌过度活跃，并伴随括约肌过度活跃，且两者之间常出现协调性丧失——称为逼尿肌-括约肌协同失调（DSD）——从而引起大量尿液潴留和高膀胱内压6,7。这种情况可能严重损害下尿路，威胁上尿路（UUT）的完整性，若不及时治疗，可能导致危及生命的并发症8。通过导尿进行间歇性或持续性排尿引流，是目前SCI患者膀胱管理的标准方法，该方法通过安全、无压力的操作预防膀胱过度充盈9,10,11,12。
目前脊髓损伤（SCI）尚无有效治疗方法，相关神经源性下尿路功能障碍（nLUTD）主要采取对症管理，因此开发新型治疗策略仍是重要的研究方向。动物模型能够在与人类相近的复杂水平上研究疾病机制，同时在标准化实验条件下提供高度的组内一致性13。其中，大鼠是主要的临床前模型，大多数SCI研究均在此物种中开展14,15。这一选择反映了其在解剖和功能上与人类的相似性、可重复的病理反应以及广泛的可获得性。然而，仍存在重要的转化鸿沟，可能限制从啮齿类动物模型中获得的膀胱相关研究结果的解释及其临床相关性。
尽管大鼠在脊髓损伤（SCI）后会发展出与人类观察到的关键特征相似的神经源性下尿路功能障碍（nLUTD），但不同物种之间的膀胱管理方式存在显著差异。由于间歇性导尿及其他永久性尿液引流方法在大鼠中通常不可行，临床上常规通过手动挤压膀胱来排空尿液16。这种技术类似于临床实践中通常不推荐使用的克雷德手法（Credé maneuver）17，可导致膀胱内压力显著升高。因此，该操作可能因独立促进SCI后的病理性膀胱重塑而引入方法学偏倚，从而降低实验结果的转化价值，或掩盖真实的治疗效应。另一个局限性源于性别相关的解剖学差异。雄性啮齿类动物尿道长度明显更长，导致尿流阻力更高，使得手动排尿操作更加困难，实际上使大多数临床前SCI研究局限于雌性动物14。鉴于大多数临床SCI病例发生在男性患者中18,19，这一差异进一步凸显了在临床前大鼠SCI模型中开发替代性膀胱管理策略的必要性。
皮肤膀胱造口术涉及通过将膀胱顶部拉至皮肤表面并用缝线固定，在膀胱与下腹壁之间外科创建一个造口。该手术可实现持续性尿液引流，同时维持低压引流通路并绕过尿道。皮肤膀胱造口术主要用于患有复杂医学状况的儿童，或在常规引流方式不适用的情况下，其提供可靠的尿流改道，维护需求少且并发症发生率低20,21,22。除临床应用外，膀胱造口术也已在啮齿类动物模型中成功实施23,24,25,26，但尚未应用于脊髓损伤（SCI）背景下。
在最近的一项研究16中，我们针对临床前脊髓损伤（SCI）模型中手动膀胱排空所存在的转化应用局限性进行了探讨，并在大鼠中引入了膀胱造瘘术，同时结合一种术后伤口管理方案，实现了长期随访。两种膀胱管理方法的直接比较显示，手动膀胱排空后膀胱结构改变更为显著，而膀胱造瘘组动物在多个参数上更接近健康对照组。最显著的是，健康大鼠的膀胱壁厚度平均为768.26 µm（标准差28.05），在SCI后两个月采用手动膀胱排空的动物中，该值增加至1181.94 µm（标准差289.56），部分动物甚至达到1485 µm。相比之下，接受膀胱造瘘管理的大鼠膀胱壁厚度平均为963.08 µm（标准差68.82），仅有一只动物超过1000 µm。
本研究提供了一种在大鼠中实施膀胱造瘘术的标准化方案，包括围手术期护理和术后伤口管理，旨在为临床前脊髓损伤（SCI）研究提供可重复的持续低压尿液引流方法。该方案有助于研究人员重现该技术，并评估其在可能因高压手动排尿操作引入方法学偏倚的研究中，或在需要纳入雄性动物的研究中的适用性。本项目的目标是建立一种针对脊髓损伤大鼠的标准化膀胱造瘘术方案，并在为期两个月的随访期内评估其可行性和安全性。此外，采用了一种标准化的术后伤口管理方案，通过定期校准以尽量减少皮肤相关并发症并维持造瘘口通畅。
方案
本研究使用三个月大的雌性Lewis大鼠。尽管本方案主要是为了在脊髓损伤（SCI）后避免手动膀胱排空，但此处未提供挫伤性SCI操作的详细信息，相关细节此前已有描述。所有实验程序均经奥地利政府动物研究法律实体批准（BMWFW-2022-0.062.928 和 BMWFW-2023-0.848.340），并依照当地动物使用指南及ARRIVE指南进行。总体而言，膀胱造瘘术操作大约需要15分钟。
1. 术前准备
- 准备无菌操作区域，包括显微镜或放大镜（2.5–3.5× 放大倍数）、所有所需外科手术器械以及加热垫。
- 将加热垫预热至 30°C–35°C（手感温热），并在整个手术过程中维持此温度。在长时间手术过程中，若加热垫温度低于 30°C，应及时更换。
2. 动物准备
- 麻醉
- 采用适合手术操作的全身麻醉方案。
- 根据提供的计算表（表 1），配制新鲜的麻醉混合液，包含美托咪啶（0.15 mg/kg）、咪达唑仑（2 mg/kg）和芬太尼（0.005 mg/kg）。根据动物实际体重选择最接近的麻醉剂量及相应的最终注射体积，使用配备27G针头的1 mL注射器进行肌肉注射。
- 手术准备
- 大鼠麻醉后，剃除下腹部至阴道区域的毛发。
- 用温热的肥皂水清洗手术区域两次。
- 用温热的清水清洗手术区域两次。
- 使用7.5%聚维酮碘与70%酒精的混合液对手术区域（包括阴道区域）进行两次消毒。
- 皮下注射1.5 mg恩诺沙星和0.2 mg长效美洛昔康，溶于0.2 mL预热的0.9%氯化钠（NaCl）溶液中。
- 皮下注射3 mL预热的0.9% NaCl溶液，以补偿体液丢失。
- 在双眼涂抹2%泛醇眼膏，防止角膜干燥。
- 将动物仰卧位置于预热的加热垫上，并调整显微镜或放大眼镜。
- 手术开始前，对双侧后肢进行伤害性刺激回缩试验，确认麻醉深度达到手术要求水平。
- 若仍存在回缩反射，等待2分钟并重复伤害性刺激回缩试验。每间隔2分钟重复一次，直至反射消失。
| 体重 (g) | 美托咪啶 (1 mg/mL)，mL | 咪达唑仑 (5 mg/mL)，mL | 芬太尼 (0.05 mg/mL)，mL | 总体积 (mL) |
| 100 | 0.015 | 0.04 | 0.010 | 0.065 |
| 125 | 0.019 | 0.05 | 0.013 | 0.082 |
| 150 | 0.023 | 0.06 | 0.015 | 0.098 |
| 175 | 0.026 | 0.07 | 0.018 | 0.114 |
| 200 | 0.030 | 0.08 | 0.020 | 0.130 |
| 225 | 0.034 | 0.09 | 0.023 | 0.147 |
| 250 | 0.037 | 0.10 | 0.025 | 0.163 |
| 275 | 0.041 | 0.11 | 0.028 | 0.179 |
| 300 | 0.045 | 0.12 | 0.030 | 0.195 |
| 325 | 0.049 | 0.13 | 0.033 | 0.212 |
| 350 | 0.052 | 0.14 | 0.035 | 0.227 |
| 375 | 0.056 | 0.15 | 0.038 | 0.244 |
| 400 | 0.060 | 0.16 | 0.040 | 0.260 |
| 425 | 0.063 | 0.17 | 0.043 | 0.276 |
| 450 | 0.067 | 0.18 | 0.045 | 0.292 |
| 475 | 0.071 | 0.19 | 0.048 | 0.309 |
| 500 | 0.074 | 0.20 | 0.051 | 0.325 |
| 525 | 0.078 | 0.21 | 0.053 | 0.341 |
| 550 | 0.082 | 0.22 | 0.055 | 0.357 |
| 575 | 0.086 | 0.23 | 0.058 | 0.374 |
| 600 | 0.089 | 0.24 | 0.060 | 0.389 |
表1：大鼠肌肉注射麻醉剂量。 为体重100–600 g的大鼠配制肌肉注射麻醉混合液所需的美托咪啶（1 mg/mL）、咪达唑仑（5 mg/mL）和芬太尼（0.05 mg/mL）的体积。总注射量为各药物体积之和。
3. 膀胱准备
- 为实现无张力的膀胱造口，使用11号手术刀片在皮肤上作一个3 mm的纵向正中切口，同时用有齿（Adson）镊子固定皮肤，切口位置位于从尾侧向头侧计数的第二与第三对乳头之间约三分之二处。该切口对应膀胱顶部的水平。
- 辨认皮下腹肌及白线。用手术刀切开外层筋膜，用显微剪钝性分离腹肌各层，然后小心切开腹膜，并使用有齿显微镊打开腹腔。
- 为在腹腔内辨认膀胱，可轻柔抬起切口处腹肌各层的两侧，以改善视野并定位脂肪组织下方的膀胱。若无法辨认膀胱，应进行经尿道插管并重复定位操作。
4. 经尿道导管置入
- 通过经尿道导管充盈膀胱，以利于识别膀胱。
- 在24G外周静脉导管（不带针芯）及尿道外口涂抹润滑凝胶。用小型有齿镊提起尿道周围皮肤，以约110°角插入导管，以利于无创性置入。
- 轻柔地将导管经尿道推进至耻骨水平。随后降低导管角度，使其与动物身体平行，并继续轻柔推进进入膀胱。若在尿道内约1 cm处遇到阻力，应完全撤出导管并重新插入。若导管顺利推进至少2 cm，则进行膀胱充液。
- 通过缓慢向膀胱内注入氯化钠溶液且无阻力，确认导管置入成功。若导管置入失败，注射器会受阻，轻微回撤导管时可见氯化钠溶液从尿道漏出。
5. 膀胱定位
- 用预热的0.9% NaCl溶液向膀胱内注入最多400 µL液体。确保灌注过程顺畅，无灌注压力升高现象。肉眼观察膀胱充盈情况，并确认膀胱保持在腹腔中央位置。需注意，生理膀胱容量取决于动物的年龄、体重和品系，可能存在个体差异。对于体重为200–230 g的12周龄Lewis大鼠（LEW/Crl），其最大生理膀胱容量约为500 µL。保留经尿道导管在位，必要时可再次灌注膀胱。
- 检查膀胱，并在膀胱顶部下方的腹侧膀胱壁上确定计划造囊术的位置。
- 在计划切口部位两侧的3点和9点位置，使用6-0涂层Vicryl缝线放置两根浅表固定缝线。用止血钳夹住缝线末端，以维持膀胱的位置。
6. 膀胱造瘘术
- 用钩状显微镊子小心夹住膀胱顶部，使用11号手术刀片做一条3 mm的纵向切口。确保切口贯穿膀胱壁所有层次，以便立即引流出尿液。
- 检查切口，如有必要，用显微剪将其扩大至约3 mm。
- 利用固定缝线将膀胱定位以进行缝合。移除经尿道导管。
- 从12点钟位置开始，使用6-0涂层Vicryl缝线进行缝合，将缝线从膀胱壁腔面穿出至皮肤，注意避免穿过肌层。随后在6、8、10、2和4点钟位置依次缝合，直至膀胱开口完全与皮肤对合。膀胱固定稳妥后，移除固定缝线。
- 当膀胱黏膜完全贴附于腹壁皮肤、无可见缝隙，且3–5 mm的膀胱造口可轻松插入校准棒时，视为膀胱造口术完成。
- 在造口边缘约4–5 mm处放置四根不锈钢丝缝线，以防止动物舔舐或啃咬手术部位。使用20G针头将每根钢丝穿过皮肤，以两个简单的单结固定，并将钢丝末端剪至约2 mm长。
7. 校准与伤口敷料
- 用清水清洁周围皮肤，随后使用黏膜兼容的消毒剂（如0.2%次氯酸钠溶液）孵育10分钟。
- 将一根无菌校准棒（直径约为6–11 Charrière，1 Charrière ≈ 0.33 mm）插入膀胱造口，以评估造口直径。
- 选择能够顺畅通过、完全填充造口管腔且不引起伤口边缘内翻的校准棒。
- 在剃除毛发的腹部皮肤、膀胱造口周围组织以及造口开口处充分涂抹皮肤黏合剂。
- 在膀胱造口内持续旋转校准棒直至黏合剂干燥（约10秒），建议由第二人协助操作，以防止造口闭合。图1展示了术后即刻及愈合后的膀胱造口代表性图像。
图1．造瘘口术后即刻及愈合后的代表性外观。 造瘘口部位在手术后即刻（损伤后第0天，DPI 0，左图）以及愈合后（损伤后第53天，DPI 53，右图）的代表性图像，右图拍摄时间接近56天（2个月）随访期结束前。插图为手术后即刻造瘘口的高倍放大视图。比例尺 = 1 cm（主图）和 2 mm（插图）。请点击此处查看此图的放大版本。
8. 拮抗作用
- 使用配备27G针头的1 mL注射器，根据表2，皮下注射阿替美唑（0.76 mg/kg）和氟马西尼（0.2 mg/kg）的混合物，以拮抗全身麻醉作用（不得早于麻醉给药后1小时进行）。
- 为使动物无应激恢复，应在给予拮抗药物混合物前将其放回其原有饲养笼中。持续监测动物直至完全恢复意识。将饲养笼置于独立恢复室内的加热灯下保持3小时。
| 体重 (g) | 阿替美唑 (5 mg/mL), mL | 氟马西尼 (0.1 mg/mL), mL | 总体积 (mL) |
| 100 | 0.015 | 0.20 | 0.215 |
| 125 | 0.019 | 0.25 | 0.269 |
| 150 | 0.023 | 0.30 | 0.323 |
| 175 | 0.026 | 0.35 | 0.376 |
| 200 | 0.030 | 0.40 | 0.430 |
| 225 | 0.034 | 0.45 | 0.484 |
| 250 | 0.037 | 0.50 | 0.537 |
| 275 | 0.041 | 0.55 | 0.591 |
| 300 | 0.045 | 0.60 | 0.645 |
| 325 | 0.049 | 0.65 | 0.699 |
| 350 | 0.052 | 0.70 | 0.752 |
| 375 | 0.056 | 0.75 | 0.806 |
| 400 | 0.060 | 0.80 | 0.860 |
| 425 | 0.063 | 0.85 | 0.913 |
| 450 | 0.067 | 0.90 | 0.967 |
| 475 | 0.071 | 0.95 | 1.021 |
| 500 | 0.074 | 1.00 | 1.074 |
| 525 | 0.078 | 1.05 | 1.128 |
| 550 | 0.082 | 1.10 | 1.182 |
| 575 | 0.086 | 1.15 | 1.236 |
| 600 | 0.089 | 1.20 | 1.289 |
表2：大鼠皮下麻醉拮抗剂给药剂量。 为体重100–600 g的大鼠配制皮下麻醉拮抗剂混合液所需的阿替美唑（5 mg/mL）和氟马西尼（0.1 mg/mL）的体积。总注射体积为各药物体积之和。
9. 废物处理
- 将锐器（如注射器针头和不锈钢丝残余物）丢弃至经批准的锐器容器中。所有生物性和手术废弃物应根据机构生物安全规定进行处理。
10. 术后管理
- 术后护理
- 术后前5天，每天皮下注射一次恩诺沙星（1.5 mg）和长效美洛昔康（0.2 mg，每天两次）。根据需要皮下补充预温的0.9% NaCl溶液，以补偿体液丢失。
- 在整个随访期间持续每天皮下注射低剂量恩诺沙星（0.5 mg）。
- 若在每日检查中观察到疼痛或感染迹象，应恢复或加强抗生素和/或镇痛治疗。在此类情况下，使用术后最初5天所用的相同剂量的抗生素和镇痛药物。
- 若尿液性状发生改变（例如血尿或浑浊尿液持续3天）和/或膀胱造口周围皮肤状况发生变化（例如皮肤发红持续2天且无改善），应启动为期5天的标准剂量抗生素疗程。在出现血尿和/或皮肤斑块形成期间恢复镇痛治疗，并持续至症状消失。
- 每日进行膀胱造口扩张校准。起始使用比先前记录的造口直径至少小一号的校准棒，插入前涂抹润滑凝胶。若校准棒顺利通过，则依次尝试下一规格并记录可顺利通过的最大尺寸。
- 术后至少3周且仅当连续3天以上校准尺寸保持稳定时，方可将校准频率降低至每两天一次。
- 一旦皮肤粘合剂开始脱落（通常为术后3–5天），每日使用黏膜兼容的消毒剂（如0.04%次氯酸钠溶液）清洁周围皮肤，随后涂抹油性保湿保护膜。根据图2A、B所示的伤口评分系统及代表性伤口外观评估伤口愈合情况。
- 术后7天拆除不锈钢缝合丝线。
- 术后监测
- 在整个术后期间密切监测所有动物。
- 根据大鼠面部疼痛评分标准27，每天至少两次检查每只动物是否存在疼痛或不适表现，包括异常肿胀、出血、手术部位其他变化以及过度卟啉分泌。使用图2A、B所示的伤口评分系统评估膀胱造口情况，并记录图2C所示的校准尺寸。
- 为每只动物建立详细记录，并定期记录以下参数：
- 体重（相对于术前值）
- 一般状况（毛发、眼睛、胡须、耳朵及呼吸）
- 行走行为（例如步态僵硬或不稳）
- 尿液性状（例如变色或强烈气味）
- 膀胱造口校准尺寸
- 膀胱造口周围皮肤状况
图2。术后随访期间的伤口愈合及膀胱造瘘口校准情况。（A） 随访7周期间膀胱造瘘口部位的伤口评分。（B） 代表性伤口评分图像1–4分，显示从正常伤口外观到溃疡形成的进展过程。根据预设的研究标准，皮肤开放性病变的动物已被排除。比例尺 = 5 mm。（C） 随访期间以查理尔（Charrière）单位测量的膀胱造瘘口校准尺寸。图A和C中的数据以均值 ± 标准差（SD）表示。请点击此处查看该图的放大版本。
结果
共有18只大鼠接受了膀胱造瘘术。为建立该技术，首先在6只无脊髓损伤（SCI）的动物中进行手术，以验证其基本安全性和可行性，并评估健康动物的术后管理。随后，在12只动物中将膀胱造瘘术与T8/T9椎体水平的胸段挫伤性脊髓损伤（SCI）相结合进行。其中，6只动物用于进一步优化脊髓损伤动物的术后伤口管理方案。所得到的管理方案随后应用于另一组6只动物，以验证其可行性。将这些动物的一般状况与仅接受胸段挫伤性脊髓损伤（SCI）的动物进行比较（表3）。
| 组别 | 动物数量 (n) | 膀胱造瘘术 | 脊髓损伤 | 损伤类型 | 损伤位置 | 最大 BBB 评分，均值 (SD) | 随访时间 |
| 膀胱造瘘术 | 6 | 是 | 否 | — | — | 21.0 (0.0) | 1–2 个月 |
| 脊髓损伤 | 8 | 否 | 是 | 250 kDyn 挫伤 | T8/T9 | 8.19 (2.84) | 2 个月 |
| 膀胱造瘘术 + 脊髓损伤（伤口管理优化） | 6 | 是 | 是 | 250 kDyn 挫伤 | T8/T9 | 10.33 (3.05) | 1–2 个月 |
| 膀胱造瘘术 + 脊髓损伤 | 6 | 是 | 是 | 250 kDyn 挫伤 | T8/T9 | 10.67 (0.75) | 2 个月 |
表3：实验分组。本研究中包含的实验分组概述，包括动物数量、膀胱造瘘状态、脊髓损伤（SCI）、损伤特征、最大Basso、Beattie和Bresnahan（BBB）运动功能评分及随访时间。BBB评分以均值（标准差，SD）表示。
膀胱造瘘术操作技术简单，术中未发生并发症、出血或邻近器官损伤（图1）。在初期实验阶段，由于脊髓损伤（SCI）后活动受限与持续尿液暴露共同导致皮肤刺激，术后伤口管理方案在伤口护理专家的会诊建议下进行了修订。在实施上述修订后的术后伤口管理方案后，未再出现更高级别的皮肤恶化情况。通过定期校准以维持膀胱造瘘的通畅性，概念验证队列中的全部六只动物均完成了为期2个月的随访，手术成功率达到100%。在整个研究期间，通过轻柔腹部加压后观察造瘘口尿液流出以评估膀胱储尿功能，该功能在91.84%的评估中得以保留。
采用四分制伤口评分系统定期评估造瘘口情况，以评价术后伤口愈合情况（图2A）。评分为1分表示皮肤正常，2分表示皮肤发红，3分表示存在炎症迹象，4分表示形成溃疡（图2B）。若动物出现开放性皮肤损伤，则将被排除出研究。术后前两周伤口状况出现短暂下降，平均伤口评分为1.88（标准差0.32），之后伤口愈合趋于稳定，在为期2个月的随访期间，平均评分维持在2.00至2.33之间（图2A）。所有动物均未被排除。在总共10次情况下，由于伤口评分恶化、体重下降或尿液气味明显改变（可能提示急性尿路感染），将低剂量恩诺沙星方案暂时从0.5 mg增加至1 mg（每日一次，皮下注射），持续2–5天。所有动物均未需要更换其他抗生素替代恩诺沙星。
术后当日，膀胱造瘘口的平均直径为10.33 Charrière（标准差0.94）。在术后前3周内，造瘘口直径迅速缩小，平均降至6.70 Charrière（标准差1.09）。此后缩小速度减缓，在为期2个月的随访结束时，平均校准尺寸为5.33 Charrière（标准差0.94）（图2C）。观察到造瘘口自发性狭窄的趋势。在七例情况下，通过逐步增大校准棒尺寸，小心地重新开放了暂时闭合的造瘘口，起始尺寸至少比最近记录的直径小两个规格。其中五次事件发生在术后7天内。
在初始愈合阶段之后，未观察到疼痛或不适的迹象。动物因膀胱造瘘术引起的行为限制极小。接受膀胱造瘘术管理的动物与仅接受脊髓损伤（SCI）的动物在总体状况（包括体重）方面相当（图3）。
图 3．脊髓损伤后体重变化。 在为期 7 周的随访期间，接受手动膀胱排空管理（SCI）或造瘘术管理（Vesicostomy + SCI）的脊髓损伤（SCI）大鼠，其体重相对于术前值的百分比变化。数据以均值 ± 标准差（SD）表示。请点击此处查看该图的放大版本。
讨论
本方案首次详细描述了在啮齿类动物中进行膀胱造瘘术的方法，用于脊髓损伤（SCI）后实现持续、低压的尿液引流。除了介绍手术技术外，我们还提供了一套全面的术后伤口管理方案，该方案被证明对实现长期且成功的随访至关重要。由于大鼠属于小型动物模型，且目标是创建尽可能小的膀胱开口，以减少干扰因素并促进伤口愈合，因此使用放大镜（2.5–3.5× 放大倍数）或手术显微镜被证明极为有益。对两种膀胱造瘘口尺寸（3 mm 与 5 mm）的直接比较证实，在本研究中较小切口具有更优效果。如果该微创方法在技术上不可行，可扩大腹部切口以改善操作通路；但在缝合膀胱前，应再次将腹部切口缩小至 3 mm，以形成理想的膀胱造瘘尺寸。此外，我们的方法旨在建立高位膀胱造瘘，从而保留部分膀胱储尿功能（在随访期间 91.84% 的病例中观察到），并实现一定程度的可控性膀胱扩张，同时涉及输尿管。尽管手术本身技术上较为简单，且术中并发症风险较低，但术后密集的伤口护理——尤其是在术后初期——可能是该方法的主要局限。防止膀胱造瘘口自发闭合对于维持持续尿液引流至关重要，需定期进行校准。安全且可重复地实施该操作需要两名操作人员，对人力提出了较高要求，特别是在术后前 3 周需每天至少校准一次，之后改为隔日一次。
同样重要的是严格的伤口管理和皮肤保护方案。膀胱造瘘术本身即构成病原体潜在的侵入途径，而周围皮肤持续暴露于尿液中，使该部位易发生浸渍和感染。我们与伤口护理专家合作，系统性地制定并优化了本文所述的围手术期伤口管理方案。关键措施包括：充分去除毛发以准备清洁的手术区域，在初期愈合阶段使用皮肤粘合剂封闭新鲜伤口边缘，随后定期使用稀释的温和肥皂溶液和适用于黏膜的抗菌剂进行清洁。皮肤润滑被证实为影响伤口恢复的重要因素，有助于皮肤快速再生和毛发重新生长。每日大量涂抹油性保湿保护膜被证明在维持皮肤水分、防止尿液直接接触方面效果显著。一旦毛发开始再生，皮肤完整性通常得以恢复，伤口护理措施的强度即可降低。
尽管导尿是脊髓损伤（SCI）患者膀胱管理的标准策略9,10,11,12，但在临床前动物研究中——主要在大鼠中进行14,15——这一方面存在显著局限性。常规采用的手动膀胱挤压方法会因产生非生理性的膀胱内压和过度的组织应变，从而在下尿路（LUT）相关研究中引入方法学偏倚。此外，该方法实际上仅适用于雌性动物，这成为大鼠脊髓损伤临床前研究中的一个重要限制因素。经尿道导尿在雌性大鼠中虽可行，但通常需要镇静（例如使用异氟烷），这构成了一个主要局限。此外，大鼠约每8–10分钟排尿一次27；因此，为防止膀胱过度扩张，每日需多次进行导尿，进一步限制了其作为常规引流策略的实用性。膀胱造瘘术为脊髓损伤后清醒大鼠提供了一种可行的持续性低压尿液引流方法16，并可能减少反复手动膀胱挤压所带来的混杂效应。然而，其临床转化的相关性需谨慎评估。与临床常用的膀胱管理策略（如间歇性导尿、留置导尿管或反射性排尿）不同，膀胱造瘘术建立了一种持续性尿流改道状态，缺乏生理性的膀胱充盈与排空周期。因此，该方法并不直接模拟常见的临床状况，而是模拟了一种持续减压状态下的膀胱。
在本研究中，膀胱造瘘术被有意设计为在膀胱顶部形成高位造瘘口，从而保留部分膀胱储尿功能、实现可控程度的膀胱扩张，并允许输尿管参与其中。这种构型可在避免膀胱完全塌陷的同时维持较低的出口阻力，因而更接近临床上用于保护存在尿路出口梗阻或神经源性膀胱儿童上尿路的持续低压引流理念28。尽管正常的储尿和控尿机制仍然丧失，但高位膀胱造瘘构型可能减轻膀胱壁的极端应力，并促进比单纯经皮膀胱引流或反复手动排空膀胱更为生理性分布的膀胱充盈及输尿管流入。近期一项采用小鼠皮肤膀胱造瘘模型的研究表明，在暂时性尿流改道条件下，正常储尿-排尿周期的中断会引发显著的膀胱重塑，包括固有层厚度明显增加、逼尿肌平滑肌比例降低、收缩反应受损、Mrgprb2上调以及对P物质的敏感性增强。这些发现支持如下观点：持续低压引流本身代表了一种独特的病理生理状态，而非标准临床膀胱管理的中性近似模型26。与这些发现一致，脊髓损伤后大鼠的膀胱造瘘术应主要被视为一种持续膀胱减压和膀胱周期紊乱的模型，而非间歇导尿或反射性排尿的直接替代模型。
在出口阻力最小的条件下，该特性可能有利于研究膀胱去神经支配后的内在反应。然而，完全绕过尿道会消除下尿路功能障碍中具有临床相关性的组成部分，包括尿道阻力、外括约肌活动以及尿道括约肌协同失调（DSD）。因此，该模型不太适用于以出口梗阻或膀胱-括约肌相互作用为重点的研究。
此外，持续性尿液引流会有效消除正常的膀胱储尿和控尿机制，这可能独立影响膀胱的生理功能、顺应性及组织重塑。来自小鼠膀胱造瘘模型26的研究结果表明，尽管毒蕈碱受体表达未发生变化，正常储尿-排尿周期的破坏仍可降低胆碱能敏感性，提示下游信号通路发生了改变。在解读该模型所得结果的转化应用价值时，应考虑这些因素。此外，膀胱造瘘在概念上允许在同一动物体内模拟脊髓损伤（SCI）后不同阶段的膀胱管理状态。在损伤后的急性期，通过高位膀胱造瘘实现持续低压引流，可模拟临床中留置尿道导管或经皮耻骨上导尿管以及其他尿流改道方式等策略，旨在通过避免膀胱内高压和尿液潴留来保护膀胱及上尿路。在随后的慢性期，手术关闭膀胱造瘘口可使膀胱过渡至高压储尿与排尿状态，更接近于接受清洁间歇导尿管理的患者情况，在这些患者中，膀胱充盈、排空不全以及升高的储尿压力共同导致长期的膀胱结构重塑和功能障碍。
这种分阶段的方法可能有助于开展纵向研究，比较同一脊髓损伤模型中，在持续减压与恢复储尿条件下的膀胱结构、功能及分子适应性变化。因此，该方法或可帮助区分神经源性下尿路功能障碍（nLUTD）中由损伤本身和引流相关因素所致的成分，并弥合临床前实验范式与临床实践中膀胱管理时序演变之间的差距。目前，这一概念仍属假设，尚需专门的后续研究来验证造瘘口关闭后的可行性、安全性、可重复性以及相应的尿动力学特征。最后，尽管理论上造瘘术可通过避免尿道插管相关难题而在两性中均有利于膀胱管理，但本研究仅在雌性大鼠中进行。现有的啮齿类动物膀胱造瘘模型（包括上述小鼠研究）也主要在雌性动物中建立，表明支持该技术在不同性别中独立适用的有力证据仍然有限。因此，当前数据仅证明了该方法在雌性大鼠中的可行性，仍需进一步研究以确定雄性中是否可获得类似效果，并评估潜在的性别特异性差异。
在脊髓损伤大鼠中实施膀胱造瘘术提供了一种简单且可重复的方法，用于实现持续、低压的尿液引流，尤其是采用高位膀胱造瘘时，可保留部分膀胱储尿功能。尽管该模型无法模拟间歇性导尿，且绕过了尿道阻力和括约肌动力学，但它为研究去神经支配后以及在极低出口阻力条件下储尿-排尿周期中断所引发的膀胱内在反应提供了可控的实验环境。因此，该模型的转化应用主要局限于对膀胱重塑、减压处理及一般性膀胱功能维持的研究，且目前的数据仅限于雌性动物。未来的研究应将该模型扩展至雄性动物，并评估分阶段关闭膀胱造瘘口以重建高压储尿状态，从而更真实地反映临床慢性膀胱管理的情况。
披露
作者声明无利益冲突。
致谢
作者感谢伤口护理专家 Gerlinde Wiesinger 在优化伤口管理方案过程中所做出的宝贵贡献。
材料
| 姓名 | 公司 | 目录编号 | 评论 |
|---|---|---|---|
| 0.9% 氯化钠 | Fresenius Kabi, Graz, Austria | — | 无菌生理盐水 |
| 20G 注射针头 | Servoprax, Wesel, Germany | REF L1 0201 | 用于不锈钢丝的置入 |
| 24G 外周静脉导管 | B. Braun, Sempach, Switzerland | REF 4254074B | 用作经尿道导管（不带导丝） |
| 27G 注射针头 | B. Braun, Melsungen, Germany | REF 4657705 | 用于注射 |
| 6-0 涂层Vicryl缝线 | Ethicon, Puerto Rico, USA | REF V134H | 用于膀胱固定 |
| Actimaris 伤口冲洗液 forte | ActiMaris, Appenzell, Switzerland | REF 30350 | 0.2% 次氯酸钠溶液 |
| Actimaris 伤口冲洗液 sensitive | ActiMaris, Appenzell, Switzerland | REF 30300 | 0.04% 次氯酸钠溶液 |
| 阿替美唑（Antisedan 5 mg/mL） | Orion Pharma, Espoo, Finland | 无目录号 | 麻醉拮抗剂 |
| 膀胱造口校准棒（6–11 Charrière） | 无制造商信息 | 无目录号 | 用于膀胱造口校准 |
| 碳钢手术刀片 No. 11 | Aesculap, Tuttlingen, Germany | REF BB511 | 手术刀片 |
| 右泛醇眼膏（2%） | Fresenius Kabi, Graz, Austria | REF RA4302436 | 眼用软膏 |
| 恩诺沙星（Baytril 25 mg/mL） | Elanco, Monheim, Germany | 无目录号 | 抗生素 |
| 雌性Lewis大鼠（12周龄） | Charles River Laboratories, Sulzfeld, Germany | — | 实验动物 |
| 芬太尼（50 µg/mL） | hameln pharma, Hameln, Germany | 无目录号 | 麻醉剂 |
| 氟马西尼（0.1 mg/mL） | Fresenius Kabi, Graz, Austria | 无目录号 | 麻醉拮抗剂 |
| 加热垫 | Lenric, Littlehampton, UK | 无目录号 | 用于维持体温 |
| 带齿镊（Adson镊） | Fine Science Tools, Heidelberg, Germany | 11019-12 | 组织操作 |
| 显微带齿镊 | Medicon, Tuttlingen, Germany | 13.71.62 | 显微外科镊 |
| 长效美洛昔康（Metacam 5 mg/mL） | Boehringer Ingelheim, Ingelheim am Rhein, Germany | 无目录号 | 镇痛药 |
| 润滑凝胶（Cathejell C） | Montavit, Absam, Austria | 无目录号 | 用于经尿道插管和膀胱造口校准 |
| 美托咪定（Sedator 1 mg/mL） | Dechra, Aulendorf, Germany | 无目录号 | 麻醉剂 |
| 显微镜或手术放大镜（2.5–3.5×） | Evident Europe GmbH, Vienna, Austria | Olympus SZ61 | 用于显微手术 |
| 显微剪刀（Bonn剪刀） | Fine Science Tools, Heidelberg, Germany | 14084-08 | 显微外科剪刀 |
| 蚊式止血钳 | Fine Science Tools, Heidelberg, Germany | 13009-12 | 用于固定悬吊缝线 |
| 油性保湿保护膜 | Panin, Rovigo, Italy | 无目录号 | 术后皮肤保护 |
| 聚维酮碘溶液（7.5%） | B. Braun, Melsungen, Germany | 无目录号 | 皮肤消毒剂 |
| 手术刀柄 No. 3 | Fine Science Tools, Heidelberg, Germany | 10003-12 | 与 No. 11 手术刀片兼容 |
| 小型带齿镊 | Fine Science Tools, Heidelberg, Germany | 11050-10 | 用于尿道周围皮肤操作 |
| 不锈钢丝 | Vömel, Kronberg, Germany | 无目录号 | 用于保护性钢丝缝合 |
| 1 mL 注射器 | Becton Dickinson, Vienna, Austria | REF 303172 | 用于麻醉剂和拮抗剂给药 |
| 外用皮肤粘合剂 | Ethicon, Puerto Rico, USA | REF AHVM12 | 皮肤粘合剂 |
参考文献
- Fowler CJ, Griffiths D, de Groat WC. The neural control of micturition. Nat Rev Neurosci. 2008;9(6):453-66.
- de Groat WC, Yoshimura N. Anatomy and physiology of the lower urinary tract. Handb Clin Neurol. 2015;130:61-108.
- de Groat WC, Wickens C. Organization of the neural switching circuitry underlying reflex micturition. Acta Physiol. 2013;207(1):66-84.
- Taweel WA, Seyam R. Neurogenic bladder in spinal cord injury patients. Res Rep Urol. 2015;7:85-99.
- Weld KJ, Dmochowski RR. Effect of bladder management on urological complications in spinal cord injured patients. J Urol. 2000;163(3):768-72.
- Panicker JN, Fowler CJ, Kessler TM. Lower urinary tract dysfunction in the neurological patient: clinical assessment and management. Lancet Neurol. 2015;14(7):720-32.
- Panicker JN. Neurogenic bladder: epidemiology, diagnosis, and management. Semin Neurol. 2020;40(5):569-79.
- Savic G, et al. Long-term survival after traumatic spinal cord injury: a 70-year British study. Spinal Cord. 2017;55(7):651-8.
- Kinnear N, et al. The impact of catheter-based bladder drainage method on urinary tract infection risk in spinal cord injury and neurogenic bladder: a systematic review. Neurourol Urodyn. 2020;39(2):854-62.
- Sartori AM, et al. Summary of the 2024 update of the European Association of Urology Guidelines on neurourology. Eur Urol. 2024;85(6):543-55.
- Ong HL, et al. Conservative bladder management and medical treatment in chronic spinal cord injury patients. J Clin Med. 2023;12(5):2021
- Abrams P, et al. A proposed guideline for the urological management of patients with spinal cord injury. BJU Int. 2008;101(8):989-94.
- Barre-Sinoussi F, Montagutelli X. Animal models are essential to biological research: issues and perspectives. Future Sci OA. 2015;1(4):FSO63.
- Ferreira A, Nascimento D, Cruz CD. Molecular mechanisms operating in animal models of neurogenic detrusor overactivity: a systematic review focusing on bladder dysfunction of neurogenic origin. Int J Mol Sci. 2023;24(4):3273.
- Doelman AW, et al. Assessing neurogenic lower urinary tract dysfunction after spinal cord injury: animal models in preclinical neuro-urology research. Biomedicines. 2023;11(6):1539.
- Bauer S, et al. Translational pitfalls in SCI bladder research: the hidden role of urinary drainage techniques in the rat model. Biology (Basel). 2025;14(8):928.
- Chang SM, et al. Urologic status of 74 spinal cord injury patients from the 1976 Tangshan earthquake, and managed for over 20 years using the Crede maneuver. Spinal Cord. 2000;38(9):552-4.
- GBD SCI Collaborators. Global, regional, and national burden of spinal cord injury, 1990-2019: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2019. Lancet Neurol. 2023;22(11):1026-47.
- Ding W, et al. Spinal cord injury: the global incidence, prevalence, and disability from the Global Burden of Disease Study 2019. Spine (Phila Pa 1976). 2022;47(21):1532-40.
- Di Benedetto V, et al. Vesicostomy in childhood: indications and results. Pediatr Surg Int. 1996;11(5-6):348-50.
- Vallasciani S, et al. Permanent cutaneous vesicostomy: a pragmatic approach to safely manage lower urinary tract dysfunction in pediatric patients with chronic and life-limiting conditions and neuropathic bladders. Front Pediatr. 2024;12:1409608.
- Donmez MI, et al. Long-term outcomes of cutaneous vesicostomy in patients with neuropathic bladder caused by spina bifida. J Pediatr Urol. 2017;13(6):622.e1-622.e4.
- Carpenter AR, Becknell B, Hirselj DA, McHugh KM. Urinary diversion via cutaneous vesicostomy in the megabladder mouse. Methods Mol Biol. 2012;886:393-402.
- Seyam RM, et al. Penile autotransplantation in rats: an animal model. Urol Ann. 2013;5(4):255-8.
- Becknell B, et al. Struvite urolithiasis and chronic urinary tract infection in a murine model of urinary diversion. Urology. 2013;81(5):943-8.
- Teimouri A, Wilcox DT, Malykhina AP, Wood D. Structural and functional bladder changes associated with disrupted voiding cycle in a murine model of cutaneous vesicostomy. J Pediatr Urol. 2026;22(1):105675.
- Herrera GM, Meredith AL. Diurnal variation in urodynamics of rat. PLoS One. 2010;5(8):e12298.
- Salih EM, et al. Temporary vesicostomy in pediatrics: what are the potential predictors of functional and morphological improvement of the upper urinary tract? J Pediatr Urol. 2021;17(6):834.e1-834.e9.
重印与许可
本文已发表
视频即将推出