麻醉诱导与维持

此处所述的所有动物实验操作必须遵循机构动物伦理指南，并经机构动物护理和使用委员会（IACUC）批准。所有操作必须遵守“3R”原则——替代（Replacement）、减少（Reduction）和优化（Refinement），且必须由经过培训的人员执行。

手术及其他可能引起疼痛的操作所使用的麻醉剂的正确选择必须由兽医决定。该决定基于多种因素，包括操作的范围和持续时间、动物的物种和品系、年龄以及生理状态。

麻醉剂有吸入型和注射型两种。外科麻醉可以通过联合使用注射型和吸入型麻醉剂来实现。

1. 吸入麻醉诱导

吸入麻醉包括异氟烷、七氟烷和地氟烷，其中最常用的是异氟烷。这些麻醉剂使用更为普遍，因为使用它们更容易控制麻醉深度。通过配备精密挥发器的诱导室，可实现吸入麻醉剂的麻醉诱导。

1. 精密蒸发器
   精密蒸发器可与诱导室或面罩配合使用。每次操作前应检查麻醉机。若麻醉剂液位较低，应添加合适的麻醉剂。应检查废气清除系统，确保废气被完全清除。对于被动式废气清除麻醉系统，应称量清除罐以确定其是否仍有效。通常，当清除罐重量比初始重量增加50克时，即表示该清除罐已失效。
   1. 设备
      1. 诱导室、精密蒸发器、废气清除装置（被动式或主动式）以及液态麻醉剂（根据所使用的蒸发器类型选择异氟烷、七氟烷或地氟烷）。
   2. 准备
      1. 组装诱导室，使其输入端连接蒸发器，输出端连接废气清除系统。
   3. 诱导
      1. 应采用低应激操作技术（如使用隧道或手托法）处理动物，遵循现行指南以最小化应激并改善动物福利。
      2. 将动物放入诱导室中。某些诱导室具有滑动盖，另一些则具有带扣的铰链盖。
      3. 动物进入诱导室后，启动氧气流，并将精密蒸发器调节至诱导浓度（异氟烷为3–5%，或根据机构指南设定）。较低的麻醉剂输送浓度将导致更长的诱导时间。
      4. 使动物暴露于麻醉气体中，直至达到所需麻醉效果。
      5. 一旦动物完全麻醉，应在取出动物前用氧气冲洗诱导室，以防止工作人员接触麻醉气体。若诱导室置于通风橱内，则在打开前无需用氧气冲洗以清除麻醉气体。
      6. 抓住麻醉后动物的尾巴、颈背部皮肤或身体，轻柔地将其从诱导室中取出。
2. 面罩
   1. 设备包括啮齿类动物鼻锥或面罩、精密蒸发器、废气清除装置（被动式或主动式）以及液态麻醉剂（根据所使用的蒸发器类型选择异氟烷、七氟烷或地氟烷）。
   2. 准备
      1. 组装鼻锥或面罩，使其输入端连接蒸发器，输出端连接废气清除系统。
      2. 啮齿类动物麻醉机通常设有切换开关，用于将麻醉气体输送从诱导室切换至鼻锥或面罩。请确保该开关已正确设置为鼻锥麻醉输送模式。
   3. 诱导
      1. 由于麻醉气体具有刺激性气味，许多动物在面罩诱导时会表现出抗拒。推荐方法是先使用诱导箱进行诱导，再通过鼻锥维持麻醉。一旦动物的鼻子或面部被稳固地置于面罩中，即启动氧气流，并将精密蒸发器调节至诱导浓度（异氟烷为5%）。较低的麻醉剂输送浓度将导致更长的诱导时间，并可能增加动物挣扎行为。
      2. 必须密切监测动物的呼吸情况，因为在诱导过程中抓握过紧可能导致窒息。
      3. 一旦动物开始放松，即可调整其鼻子或面部在鼻锥或面罩中的位置，并在完全放松后将麻醉剂输送浓度降低至维持水平（异氟烷为1–2%，或根据机构指南设定）。

2. 使用注射用麻醉剂诱导麻醉

注射用麻醉剂主要由氯胺酮与镇静剂或肌肉松弛剂混合而成。

常见的组合有：1）啮齿类鸡尾酒，包含氯胺酮（100 mg/ml）、赛拉嗪（20 mg/ml）、乙酰丙嗪（10 mg/ml）和无菌生理盐水（0.9% NaCl）；2）氯胺酮/赛拉嗪 2:1 混合液，包含氯胺酮（100 mg/ml）、赛拉嗪（20 mg/ml）和无菌生理盐水（0.9% NaCl）；以及 3）氯胺酮/赛拉嗪小鼠混合液，包含氯胺酮（100 mg/ml）、赛拉嗪（20 mg/ml）和无菌生理盐水（0.9% NaCl）。 使用氯胺酮/赛拉嗪组合时，仅可使用氯胺酮进行追加给药，不可使用赛拉嗪，原因在于这两种药物的半衰期不同。

氯胺酮需与镇静剂和/或肌肉松弛剂配伍，配制时应先制备成储备液，以便从中抽取单次剂量。配制过程中必须精确量取各成分，并用无菌生理盐水稀释，以确保向动物给予正确的剂量。由于氯胺酮属于管制药品，必须在"管制药品记录表"上记录瓶中药品的使用量，且每种混合制剂均须设有单独的"管制物质记录表"。配制混合液时，应缓慢将氯胺酮加入瓶中，因为若快速注入易产生泡沫。混合液应使用无菌带塞的20 ml瓶盛装。瓶子必须正确贴上标签，注明化合物名称、配制日期、有效期、氯胺酮批号（因其为管制物质）以及建议剂量。有效期可根据其中最早到期的成分确定（具体依机构或所在州的规定而定）。为准确记录氯胺酮的使用情况，空瓶和装满混合液的瓶子均需称重，并将重量记录在混合液标签及为每瓶单独准备的管制物质记录表上。氯胺酮混合液应储存于避光、温度可控的环境中，以保持其效价。

1. 啮齿类动物混合麻醉剂的制备
   1. 制备麻醉溶液所需的设备包括3 cc注射器、12 cc注射器、22 g × 1"针头、1.8 cc浓度为100 mg/ml的可注射氯胺酮、1.8 cc浓度为20 mg/ml的可注射赛拉嗪、0.6 cc浓度为10 mg/ml的可注射乙酰丙嗪、15.8 cc无菌注射用生理盐水以及一个麻醉剂标签。
   2. 抽取15.8 cc无菌生理盐水并注入瓶中。使用12 cc注射器和3 cc注射器，并排除气泡以确保准确量取。
   3. 将氯胺酮、赛拉嗪和乙酰丙嗪加入瓶中。
2. 啮齿类动物混合麻醉剂的诱导使用
   1. 通常情况下，啮齿类动物混合麻醉剂用于小鼠麻醉。由于成年大鼠对该混合剂的反应存在个体差异，因此最好仅用于5周龄以下的大鼠。啮齿类动物混合麻醉剂可与吸入麻醉联合使用，尤其是在大鼠中。
   2. 通常根据体重给予小鼠啮齿类动物混合麻醉剂，计算公式如下：(体重 × 10) - 50 = 需给予的混合麻醉剂微升数（µL）。具体剂量会因品系、年龄和健康状况而异。
   3. 该溶液仅可通过腹腔注射给药。若肌肉注射，可能引起组织严重反应。
3. 氯胺酮/赛拉嗪2:1混合液的制备
   1. 制备该麻醉溶液所需的设备包括3 cc注射器、22 g × 1"针头、10 cc浓度为100 mg/ml的可注射氯胺酮、5 cc浓度为20 mg/ml的可注射赛拉嗪、一个带无菌塞的20 ml瓶以及一个麻醉剂标签。
   2. 将氯胺酮和赛拉嗪加入瓶中。
4. 麻醉诱导
   1. 氯胺酮/赛拉嗪2:1混合液用于大鼠麻醉，也可与吸入麻醉联合使用。
   2. 氯胺酮/赛拉嗪2:1混合液通常起始剂量为0.3 cc，后续麻醉时每次增加0.02 cc。具体剂量会因品系、年龄和健康状况而异。
   3. 氯胺酮/赛拉嗪2:1混合液仅可通过肌肉注射给药。
5. 氯胺酮/赛拉嗪小鼠混合液的制备
   1. 制备该麻醉溶液所需的设备包括3 cc注射器、22 g × 1"针头、3.6 cc浓度为100 mg/ml的可注射氯胺酮、0.4 cc浓度为20 mg/ml的可注射赛拉嗪、16 cc无菌生理盐水（0.9% NaCl）、一个带无菌塞的20 ml瓶以及一个麻醉剂标签。
   2. 将氯胺酮和赛拉嗪加入瓶中，配制成氯胺酮与赛拉嗪比例为9:1的溶液。
   3. 向瓶中加入生理盐水，最终形成氯胺酮/赛拉嗪9:1溶液与生理盐水按1:4比例混合的混合液。
6. 氯胺酮/赛拉嗪小鼠混合液的诱导使用
   1. 氯胺酮/赛拉嗪小鼠混合液也可与吸入麻醉联合使用。
   2. 通常根据体重给予小鼠氯胺酮/赛拉嗪小鼠混合液，计算公式如下：(体重 × 10) - 50 = 需给予的氯胺酮/赛拉嗪小鼠混合液微升数（µL）。具体剂量会因品系、年龄和健康状况而异。
   3. 氯胺酮/赛拉嗪小鼠混合液可通过腹腔注射给药。

3. 麻醉评估

可以通过测试对各种刺激的反应来评估麻醉深度。身体受到物理刺激会引起自主运动。用于评估麻醉深度的物理方法见表1。

表1. 评估麻醉深度的物理刺激方法。

还应使用心率、呼吸频率、血压、黏膜颜色和毛细血管再充盈时间等生理指标。虽然一般性观察可用于检测动物呼吸频率的变化，但若要利用心率或血压评估麻醉深度，则需要专门的设备。如果有心电图仪，可以测量心跳的速率和强度。测量血压时，可使用多种适配于尾巴甚至整个身体的装置。如表1所述，物理刺激会导致这三项参数均升高。

观察黏膜、眼睛、耳朵、口腔、鼻部、肛门以及（在较小程度上）脚掌和尾巴的颜色变化。这些区域应呈粉红色，表明呼吸和心脏功能正常。当动物进入IV期麻醉时，呼吸停止，导致黏膜及周围皮肤出现发绀，表现为蓝色或灰色。

毛细血管再充盈时间是指对组织施加压力使其变白后，外部毛细血管床恢复颜色所需的时间。用压舌板或手指按压麻醉动物的牙龈、耳廓或甲床，观察变白区域恢复为粉红色所需的时间，正常不应超过1-2秒。再充盈时间延长提示心率减慢或心肌收缩力下降，表明动物可能麻醉过深，接近死亡状态。

评估麻醉深度时，应使用多种不同的参数。对同一脚趾或耳朵反复进行捏压会导致该区域感觉迟钝，从而抑制反应，无法准确评估麻醉深度。应交替选择不同的脚趾和耳朵部位进行捏压评估。在整个手术过程中，应每隔10至30分钟重新评估一次麻醉深度。

研究表明，麻醉动物会出现心肺功能变化。使用注射类药物麻醉时，动物的呼吸频率较为稳定，但在心输出量方面表现出变异性。据报道，不同品系的动物对注射麻醉剂的反应差异很大，因此很难标准化给药剂量。 吸入性麻醉剂往往会降低呼吸频率，但对心血管系统的影响较小。由于在手术过程中可方便地调整吸入麻醉剂的剂量，该方法常为首选。

关键术语与定义
为安全维持手术所需麻醉深度，必须对麻醉状态进行精确且持续的监测。需监测的参数包括心率、呼吸频率、体温和血液氧合水平。对于小鼠和大鼠而言，由于其体型较小，这些参数均难以直接监测。啮齿类动物心率极快，常规用于听诊的听诊器无法准确捕捉心率，仅可用于判断心跳是否存在。小鼠正常心率为每分钟328–780次，大鼠正常心率为每分钟250–600次。啮齿类动物的呼吸频率也较高，通过肉眼观察或听诊方式难以准确计数。小鼠正常呼吸频率为每分钟90–220次，大鼠为每分钟66–144次。为准确测定心率和呼吸频率，必须使用专用的电子监测设备。传感器可手术植入动物体内，也可体外放置，并与动物所处的监测平台相连接。
啮齿类动物麻醉相关死亡最常见的原因是低体温。啮齿类动物体表面积与体重之比较高，且麻醉状态下动物失去通过颤抖维持体温的能力。因此，在可存活手术过程中，必须监测体温并提供辅助热源（如加热垫）。小鼠正常体温范围为96.6–99.7°F（35.8–37.4°C），大鼠为96.6–99.5°F（35.9–37.5°C）。大多数体温计是为较大动物设计的，其原型为人用体温计。水银体温计已基本被数字式和电子式体温计取代。尽管数字式和电子式体温计在直肠、口腔和耳部使用时已被证实准确，但其尺寸不适用于小型啮齿类动物。专为小鼠和大鼠设计的直肠探头已可商业获取，建议使用。
血液氧合水平用于评估肺部摄取氧气是否充分，从而反映啮齿类动物动脉血中氧气浓度是否适当。监测氧摄取量也可间接评估呼吸与通气状况，因其可揭示氧气是否充分吸入以及代谢废气是否有效呼出。心率也影响血液氧合，心率下降将导致血氧水平降低，可能引起组织灌注不足。
麻醉人员的目标是以最低有效剂量或浓度的麻醉剂，使动物充分制动并完全消除疼痛感觉。为实现此目标，必须准确评估麻醉深度。麻醉分为四个阶段，其中手术麻醉阶段又分为四个平面。第一阶段表现为痛阈逐渐升高，仅出现轻微行为改变。第二阶段动物可能出现定向障碍，并表现出不规则呼吸模式，包括呼吸频率变化及偶发屏气。
第三阶段为手术麻醉阶段。I平面表现为翻正反射消失及呼吸模式改变。眼睑反射和吞咽反射在该平面减弱或消失，II平面则丧失喉部和角膜反射。  I平面和II平面均无遗忘和镇痛作用，因此动物必须达到III平面后方可开始手术操作。III平面导致肋间肌麻痹，从而出现腹式呼吸。尽管在III平面初期仅有部分镇痛作用，但随着麻醉加深，将逐步发展为完全遗忘和镇痛。在此水平下，动物已充分麻醉，适合进行手术操作。IV平面表示麻醉过量，动物可迅速进入第四阶段。
随着麻醉深度进一步加深，可能出现危及生命的并发症。第四阶段表现为肋间肌和膈肌完全麻痹，导致严重呼吸暂停，进而引发呼吸停止、延髓麻痹、血管运动功能衰竭，最终导致死亡。此时瞳孔散大并固定于散大状态，肌肉完全松弛。

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在手术或其他可能引起疼痛的操作中，正确使用麻醉剂不仅对动物福利至关重要，也直接影响所采集科学数据的可靠性。选择合适的麻醉方案涉及多种因素。麻醉深度必须严密监测，因为每只动物对药物的反应可能存在个体差异。通过合理选用麻醉剂并进行细致的监测，可以在无痛状态下完成操作，并使动物的生理变化降至最低。