啮齿类动物手术的注意事项

此处所述的所有动物实验操作必须遵循机构动物伦理指南，并经IACUC批准。所有操作必须遵守3R原则——替代（Replacement）、减少（Reduction）和优化（Refinement），并由经过培训的人员执行。

1. 术前规划

每项实验动物操作均应在兽医的指导下制定，以确定合适的手术方案、麻醉措施以及术后镇痛计划。这些考虑因素应指导手术环境的设置和动物的术前准备。尽管相关指南并未要求啮齿类动物手术必须在专用手术室进行，但所用区域必须使用适当的硬质表面消毒剂进行清洁，并严格按照生产商推荐的浓度和作用时间使用。该区域应保持整洁、无杂物，且不应位于送风和排风管道的正对路径上，以免气流导致动物体温过低。在进行手术操作期间，应限制人员进出该房间。此外，应设立专门用于术前准备（尤其是动物毛发去除）以及术后恢复与护理的区域，该区域应尽可能邻近手术室，条件允许时可设于手术室内。通常情况下，在手术进行期间，必须划定专用空间，仅用于手术及相关活动。该区域需实施严格管控，以防止因在同一房间内手术前后开展其他无关活动而导致交叉污染。

术前准备应包括对实验动物进行体格检查，以识别可能影响手术的潜在健康状况。由于啮齿类动物代谢率很高且脂肪储备非常有限，因此在手术前不应禁食。应通过皮肤弹性测试评估动物的 hydration 状态。轻轻提起肩部上方的皮肤，在正常 hydration 的动物中，皮肤会迅速恢复原位；而在脱水动物中，皮肤不能立即恢复到正常位置。还应记录动物的整体外观，例如姿势和被毛状况。呈现弓背姿势或被毛杂乱的动物可能患有疾病。检查应在麻醉给药前立即进行，任何异常情况均应记录在动物的病历中。最后，在准备大鼠或小鼠接受手术时，必须考虑其解剖结构和生理特点。

在设置好手术区域并确认动物健康状况良好后，开始进行手术前准备。第一步是诱导麻醉。有关麻醉诱导和维持的详细指导，请参考相应的实验方案。动物麻醉后，如有必要，将其从麻醉诱导舱中取出，并放置在准备区域以进行脱毛。在继续操作前，应通过反射检查（如足底回缩反射）确认麻醉深度是否足够。脱毛操作应在远离手术台的独立区域进行，以尽量减少污染。对于长时间的手术操作，应使用眼用润滑剂以防止角膜干燥。

2. 平台

两种动物的体表面积与体积之比较大，因此在手术过程中容易发生低体温，尤其是在手术暴露体腔的情况下。为防止低体温，可使用加热的手术平台。

用于啮齿类动物手术的平台通常由不锈钢或硬质塑料制成，必须覆盖绝缘材料或配备辅助热源，以防止动物在手术过程中体温散失。辅助热源包括循环水加热垫、强制送风加温毯、加热灯，或覆盖在手术平台上的泡沫垫层。市面上可购买到内置热源的手术平台。所有平台都应采用易于消毒且不透水的材料制成。

预防低体温的其他方法包括使用大体积绝缘材料、在动物与手术台之间放置隔热材料，以及使用外部热源。大体积绝缘材料可在纤维基质内截留空气，形成围绕动物的“静止空气层”。可在动物下方使用循环热水毯。该设备有从啮齿类到马科动物等多种规格，可通过内置恒温器提供精确的温度支持。

化学激活的加热源可以是一次性使用或可重复使用的。其中一种类型由一个塑料袋组成，袋内装有化学溶液和一块金属片，当按压时会引发放热反应。这会导致液体固化并释放热量。通常情况下，它们提供的热量有限，仅适用于较短时间的操作。其他类型的化学加热源在室温下呈固态，但在加热后会变为液态。当动物放置在加热垫上时，液体释放热量，随着温度降低，垫内物质逐渐固化。这类加热源能够长时间持续释放热量。其优点在于，温度不会超过激活温度（约39°C），因此无需使用恒温器。

水袋通常以热水袋的形式提供，由一个带有塞子的橡胶或硅胶袋构成。这种水袋装入热水后，其外表面会释放热量。随着水温下降，水袋会逐渐散热。一种更现代的版本由一张塑料片和粘附在顶部的透水织物组成，两者之间填充有亲水性粉末，该粉末遇水后会吸收水分并膨胀。这种水袋既可用作热源，也可用作冷源。根据材料质量的不同，它可重复使用，并可通过微波炉加热或浸泡在热水中重新加热。

使用外部热源时必须采取预防措施。应使用直肠探针或放置在动物与热源之间的温度计监测体温。所有外部热源在使用前必须检查是否存在缺陷。

3. 脱毛

必须对手术部位进行准备，以尽量减少切口污染。应将毛发剪短或使用化学脱毛膏去除，后者可在毛囊处溶解毛发。虽然在动物清醒并手动固定的情况下有时也可进行剪毛，但使用脱毛膏仅可在麻醉动物上操作，以防止产品被摄入、造成眼部损伤或过度脱毛。若无其他选择，剃刀刮除也是一种方法，但该方法需要较高的技术技巧、额外的时间和耐心，以避免皮肤撕裂。手术区域应足够大，以便进行切口和缝合时不会将毛发带入手术伤口，但应尽可能小，以避免加重低体温。

1. 剪毛
   1. 可使用有线电动或电池供电的剪毛器进行剪毛，建议使用外科A40刀头。应考虑刀头的宽度：大鼠可使用标准的2英寸刀头，而小鼠则更适合使用½-1英寸的刀头。
   2. 应逆着毛发生长的方向进行剪毛。操作时需拉紧皮肤以保持稳定，因为啮齿类动物的皮肤与下方肌肉的附着较为松弛。
   3. 操作时需小心避免划伤或割破皮肤。剪毛时应将刀头的平面一端贴紧皮肤，切勿将刀齿垂直于皮肤使用。

图1. 使用毛发修剪器脱毛时的正确位置。

2. 化学脱毛膏或脱毛乳液
   1. 将产品涂抹于手术区域。
   2. 10 分钟后，必须彻底冲洗并清除皮肤上残留的所有脱毛剂痕迹，以避免对皮肤造成刺激或化学灼伤。

4. 外科洗手

外科刷手液应满足以下要求：1）能显著减少皮肤表面的微生物，且含有非刺激性抗菌成分；2）具有广谱抗菌特性；3）起效迅速；4）具有持续且累积的抗菌活性。

两种常用的清洁擦洗溶液是氯己定和碘伏。氯己定溶液对细菌和病毒均有效，即使在有机物存在的情况下仍能发挥作用。相比之下，碘伏具有广泛的杀菌作用，但在有机物存在时其效果会降低；其残留活性低于氯己定。

刷洗之间使用的冲洗液为无菌水或酒精。含有60%-95%酒精的酒精溶液可通过使蛋白质变性而发挥强大的抗菌作用。 然而，酒精可能对皮肤产生强烈刺激。无菌水在冲洗区域方面有效，但不具备任何抗菌特性。

1. 使用湿润的纱布海绵清除包括毛发和皮屑在内的大块碎屑。
2. 将浸有抗菌清洁液的纱布垫从切口部位开始涂抹于皮肤。消毒应从切口线开始，向外呈环形扩展。
3. 随后从切口部位开始应用抗菌冲洗液。用纱布以螺旋方式从切口线向手术区域外围擦拭皮肤，以去除清洁液。
4. 上述步骤重复三次。
5. 最后一次冲洗后，将一块无菌纱布垫覆盖在手术区域上。该纱布可用酒精或碘液浸湿。当动物被转运并安置在手术平台或手术台/工作台后，再移除纱布。

身体某些部位不适用标准的外科刷洗方法，包括眼睛、口腔和肛门区域。由于使用刷洗液会损伤眼表，因此仅在向眼内滴入保护性软膏后，对眼睑进行外科刷洗。在某些情况下，可使用生理平衡盐溶液冲洗眼睛，以清除明显的碎屑，并将细菌稀释至可接受手术的水平。口腔也难以充分清洁以满足手术要求。可用生理平衡盐溶液漱口，以稀释细菌；但需注意避免使用过多盐溶液，以防液体被吸入。牙龈、牙齿和舌头可用无毒的抗菌剂擦拭。然而，将溶液应用于黏膜可能导致药物的全身吸收。肛门区域的手术，例如直肠脱垂的外科复位，不被视为清洁手术。使用某些抗菌溶液可能加重组织损伤，并阻碍或延长愈合过程。用生理平衡盐溶液清洗该区域以去除明显碎屑，是此类手术准备的首选方法。

5. 定位

进行腹部手术时的动物体位固定，需使用胶带或结扎线将俯卧位动物的四肢固定于操作平台。若使用结扎线牵拉四肢，应注意避免影响足部血液循环，防止对四肢施加过大张力或过度牵拉而损伤关节，并避免妨碍动物呼吸。结扎时应采用快速释放结，仅在肢体上打一个半结环。一些市售的操作平台配备有内置的四肢牵拉装置，通常由不锈钢丝钩或球链构成，可根据动物体型进行调节。若使用胶带，必须将其粘贴于干燥的表面。

6. 铺巾

动物准备就绪并固定在手术台上后，应使用手术巾防止缝合材料污染，并维持手术部位的无菌区域。手术巾可采用可重复使用的布料、一次性纸质材料或一次性塑料粘性材料。

一次性无纺布手术单具有编织纤维结构，强度高，可裁剪成任意形状和尺寸，包括在手术单上开窗或开口，而不会导致切口边缘撕裂或散边。它们还具有防水性能。一次性手术单可购买预先包装并预先灭菌的产品，有多种尺寸和形状可供选择。布质手术单并非设计供外科医生裁剪以形成开窗，而是购买时已带有预先裁切并包边的窗口。布质手术单需要清洗和灭菌。若维护得当，布质手术单可使用多年，是一种经济的投资。

可以使用无菌技术固定纸张或布制手术巾；但在小型啮齿类动物中，通常避免使用毛巾钳等机械固定方式，以免造成组织损伤。推荐使用粘性手术巾，特别是对于成年大鼠等较大的啮齿类动物，因其有助于维持稳定的无菌区域。对于较小的啮齿类动物，需谨慎操作，以防手术巾放置后发生移位或脱落。

粘性手术巾分为透明和不透明两种。啮齿类动物手术首选透明手术巾，因其可直接观察动物状况。一些塑料手术巾由塑料和纸张复合而成，其中塑料部分覆盖在动物体表，纸张部分则用于扩展无菌区域。手术巾覆盖于手术切口部位的部分设计为可黏附于切口区域，外科医生可在进行皮肤切口时直接通过塑料部分进行切割。已灭菌的塑料薄膜被公认为是一种经济有效且适用于啮齿类动物手术的材料。使用薄膜包裹动物时需注意避免限制其呼吸运动。该薄膜有助于保持体温、便于观察动物，并在无菌区域与动物之间形成防潮屏障。此外，它还可辅助固定动物体位，替代四肢固定装置以协助手术操作。

任何类型的手术单都应小心展开，避免接触非无菌区域、设备和人员；切勿通过抖动或挥动的方式展开。

1. 纸制铺巾：在单片铺巾法中，若铺巾未预先开窗，需将其展开以便切割出窗口。
   1. 术者将铺巾覆盖于动物体表，双手应置于不与患者接触的一侧铺巾上。
   2. 调整铺巾位置，使手术区域通过窗口清晰可见。
   3. 对于较大的大鼠，可用巾钳穿过动物皮肤将铺巾固定。
2. 带粘性窗口的纸制或塑料铺巾
   1. 带有粘性窗口的铺巾需撕去纸层，使粘性区域暴露，以便粘附于手术区域。
   2. 展开无菌铺巾时，粘性区域通常位于最上层，便于术者操作。
   3. 一旦粘性面暴露，应小心展开并翻转铺巾，使粘性面朝向动物体表。
   4. 必须确保铺巾放置准确，因为一旦粘性面接触动物体表，便无法再进行调整。
   5. 术者应轻压粘性部分，使其与手术区域皮肤紧密贴合，形成密封。
3. 布制铺巾
   1. 带窗口的布制铺巾不可裁剪，因此术者有责任选择具有足够大开口的铺巾，以充分暴露手术区域，但又不能过大，以免暴露未剃毛和未消毒的体表区域。
   2. 小心展开铺巾，露出窗口部分。
   3. 术者将铺巾覆盖于动物体表，双手应置于不与患者接触的一侧铺巾上。
   4. 调整铺巾位置，使手术区域通过窗口清晰可见。

图2. 通过正确放置的手术巾开窗所显露的手术区域。

4. 粘性手术巾：一种经济实用的啮齿类动物手术材料。
   1. 应从卷轴上小心拉出手术巾，确保所使用的部分保持无菌。
   2. 手术助手打开包装盒，拉出一段敷料，注意避免其接触盒子或其他任何表面。
   3. 术者双手握住敷料两侧，助手将其手持端剪断（约 3-4 英寸）。
   4. 丢弃剪下的边缘部分后，助手再将已取下的敷料段与卷轴其余部分分离。
   5. 术者握住敷料一侧，将其覆盖于动物体表。
   6. 该敷料的特性使其能够粘附于各种表面。
   7. 术者将薄膜按压贴合至动物体表，形成无菌区域。
   8. 无需使用巾钳，也无需担心手术巾移位。
   9. 操作时需注意避免限制动物呼吸运动。该敷料可帮助维持体温，便于观察动物状态，并在无菌区域与动物之间提供有效的防潮屏障。

7. 术中监测

麻醉患者必须持续监测体温、呼吸和心率，直至完全恢复。

体温可通过直接或间接方法进行监测。直接监测必须使用专为啮齿类动物设计的直肠探头。用于小动物的水银或电子直肠体温计对小鼠和大鼠而言过大，使用时可能损伤肛门括约肌和直肠组织。在易感品系中，此类操作可能诱发直肠脱垂。间接监测方法是将体温计放置在动物旁边，或置于动物体下与外部加热源接触。虽然该方法无法提供准确的体温数值，但可反映加热源的效果，并据此调节加热强度，以达到所需温度。

在没有专用设备的情况下，很难对小型啮齿类动物进行心率听诊和呼吸计数。

大多数监测为肉眼观察，仅能判断胸部或腹部呼吸运动的存在与否。心率通过触诊或肉眼观察胸壁细微运动来评估其是否存在。由于术中覆盖手术巾及动物体型较小，这种方法可能无法实施。

还可通过心电图（ECG）和脉搏血氧仪进行额外监测。ECG可评估啮齿类动物在麻醉和手术期间的心脏状态。脉搏血氧仪利用红光和红外光的折射来测量动脉血中的氧气含量。该技术已针对啮齿类动物进行改进，可通过尾巴或足掌进行检测。这两种对患者生命体征进行无创持续监测的方法均可轻松获取，且对手术区域的干扰极小。

8. 术后监测

术后恢复期间，应考虑在恢复笼下方使用加热垫。当前的科学文献和监管指南均强烈建议，对于实验动物（包括接受手术并植入装置的动物）应默认采用群养方式。单独饲养 increasingly 被视为一种显著的应激源，仅可在具备充分的科学或兽医依据时实施。此外，术前和术后镇痛应作为强制性要求予以提供。只有在书面说明不使用镇痛药物具有科学依据，并经机构动物照护与使用委员会（IACUC）明确批准的情况下，方可允许例外。在疼痛事件发生前给予镇痛措施，可最有效地降低疼痛刺激的强度。术前使用镇痛药物的优势包括：减轻疼痛刺激强度、提高动物术后舒适度、减少维持手术麻醉平面所需的麻醉药用量，以及在手术结束后实现更平稳的麻醉恢复过程。常用的术前和术后镇痛药物见表1。

药物类别	名称	剂量	给药频率
非甾体抗炎药（非管制物质）	Ketoprofen	2–5 mg/kg 皮下注射 小鼠 5 mg/kg 皮下注射 大鼠	每12–24小时一次 每12–24小时一次
非甾体抗炎药（非管制物质）	Flunixin meglumine	2.5 mg/kg 皮下注射 小鼠	每12–24小时一次
非甾体抗炎药（非管制物质）	Meloxicam	5–10 mg/kg 口服 小鼠 或 1–2 mg/kg 皮下注射 小鼠 5–10 mg/kg 口服 或 1–2 mg/kg 皮下注射 或 口服 大鼠	每12–24小时一次 每24小时一次 每12–24小时一次 每24小时一次
非甾体抗炎药（缓释制剂）	Meloxicam	4 mg/kg 皮下注射 大鼠	每72小时一次
非甾体抗炎药（非管制物质）	Acetaminophen	50 mg/kg 皮下注射/腹腔注射 或 100 mg/kg 口服 大鼠	每8–12小时一次
阿片类药物（管制物质）	Butorphanol	0.5–3.0 mg/kg 皮下注射 或 0.2–2 mg/kg 腹腔注射 小鼠 2.0 mg/kg 皮下注射 或 0.2–2 mg/kg 腹腔注射 大鼠	每4小时一次 每2–4小时一次 每4小时一次 每2–4小时一次
阿片类药物（管制物质）	Buprenorphine	0.05–2.5 mg/kg 皮下注射 或 腹腔注射 小鼠 0.01–0.5 mg/kg 皮下注射 大鼠	每6–12小时一次 每8–12小时一次
阿片类药物（缓释制剂）	Buprenorphine	0.5–1 mg/kg 皮下注射 小鼠，1–1.2 mg/kg 皮下注射 大鼠	每72小时一次
阿片类药物（管制物质）	Oxymorphone	0.2–0.5 mg/kg 皮下注射 小鼠，0.2–0.5 mg/kg 皮下注射 大鼠	每6–12小时一次 每6–12小时一次
酰胺类局部麻醉药	Bupivacaine	大鼠和小鼠剂量不得超过8 mg/kg

表1. 常用的术前预防性和术后用药。

关键术语与定义
外科手术分为存活性手术和非存活性手术，以及大型手术和小型手术。存活性手术是指在活体动物身上进行的外科操作，该动物已完全麻醉，并预期能够从麻醉和手术中完全恢复。非存活性手术或终末性手术是指在动物从麻醉中苏醒前实施安乐死的外科操作。大型手术包括打开或穿透颅腔或体腔（如胸腔或腹腔）的操作，或导致永久性身体或生理功能损伤的手术，例如截肢。小型手术则不穿透体腔，也不会造成永久性功能缺失，例如皮下植入应答器。所有手术均要求对动物进行适当的麻醉，并以人道方式对待。
本视频将帮助您解答的问题
通过采用无菌技术，术后感染的发生率可显著降低。在手术过程中尽量减少组织创伤，采取措施预防低体温，控制术后疼痛与不适，并在动物恢复正常活动能力之前使用营养补充剂，这些措施均可减轻手术引发的负面代谢反应程度，并提高存活性手术成功的可能性。