Name: 一个微流体装置量化细菌趋稳定的浓度梯度 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-04-19T17:40:00.000+00:00
Duration: 9 min 28 s
Description: 了解利用微流控装置研究大肠杆菌RP 4 37在稳定化学趋化梯度中的定向运动机制。该方法可精确控制化学效应物浓度，为细菌行为研究提供可靠的实验平台。

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本工作部分得到了美国国家科学基金会（CBET 0846453）的支持。

1. 采用标准SU-8光刻技术制备硅模板1(未在本视频中展示.
 <ol>
<li>采用标准的SU-8光刻方法制备用于制造包含微流控网络和趋化室的PDMS模具的SU-8“母模”（SU-8 2025，MicroChem，Newton，MA）。此类母模可在任何微加工设施中制备（例如斯坦福微流控制造中心；<a href="http://thebigone.stanford.edu/foundry/">http://thebigone.stanford.edu/foundry/</a>）。</li>
<li>在进行PDMS复制之前，将SU-8母模置于连接真空源的干燥器中，并暴露于氟硅烷蒸气中，以促进PDMS从母模上顺利脱模。将一滴氟硅烷滴加到纸巾上，抽真空1分钟。解除真空后静置30分钟，使氟硅烷完成沉积。将SU-8母模保存于密闭容器中以备后续使用。</li>
</ol>
2. 从SU-8模具复制成型PDMS：流体层和控制层通过从SU-8模具复制成型PDMS制备。
<ol>
<li>按10:1的质量比混合PDMS预聚物与交联剂，并在真空干燥器中脱气1小时（或直至PDMS混合物中的气泡完全去除）。</li>
<li>将SU-8模具置于培养皿中，小心地将PDMS混合物倒在SU-8模具表面，达到所需厚度。</li>
<li>将含有PDMS和SU-8母模的培养皿在80°C下加热2小时，使PDMS固化。</li>
<li>从加热板上取下已固化的带有PDMS的SU-8母模，小心剥离PDMS模具。所需结构将被嵌入PDMS模具中。</li>
<li>使用20号钝头针在PDMS模具上打孔，用于连接梯度发生器和细胞进样口的管路。</li>
</ol>
3. PDMS 装置的键合：
 <ol>
<li>用异丙醇清洁玻璃显微镜载玻片，并用氮气或气流吹干。</li>
<li>将PDMS和玻璃载玻片置于等离子体灰化仪中进行氧气等离子体处理。</li>
<li>将PDMS模具与玻璃载玻片接触，将接触后的载玻片和PDMS模具在65°C下加热15分钟。</li>
</ol>
4. 组装PDMS装置
<ol>
 <li>使用剃刀刀片将导管以45°角切割至设备所需的正确长度。</li>
 <li>使用镊子将导管的一端插入设备上打好的孔中（例如出口）。</li>
 <li>使用镊子将一根钝头30号针头插入导管的另一端。</li>
 <li>对所有其余孔重复步骤4.2。</li>
 <li>用3 mL注射器收集1 mL趋化缓冲液（CB），注意从注射器中排除气泡。</li>
 <li>将针座固定在出口导管的一端。</li>
 <li>向针座中加入CB，并轻敲针座以去除任何气泡。</li>
 <li>将少量CB从注射器尖端推出，并在不夹带空气的情况下将3 mL注射器连接到针座上。</li>
 <li>推动CB流经设备，直到所有剩余的针座均充满CB。此步骤应可去除大部分气泡。</li>
 <li>用含有待测趋化效应物适当浓度的CB填充两个500 μL注射器。通过推出少量液体形成液滴，将液滴接触针座中的液体并连接，以消除气泡的形成。</li>
 <li>类似地，将装有CB的注射器连接至细菌入口。当将细菌引入设备时，此注射器将被移除。</li>
</ol>
5. 高度运动性菌株的培养 E. coli
<ol>
<li>过夜培养菌液 E. coli RP437 菌株在 20 mL 胰蛋白胨肉汤（TB）中携带 GFP 表达质粒 32°C 振荡培养。加入适当浓度的抗生素以维持质粒。在本方案中，我们使用低拷贝质粒pCM182，用于在设备中基于荧光检测细菌。对于 E. coli，于适宜条件下培养细胞 32°C 建议在高运动性条件下进行，因为较高温度下运动性较低。 </li>
<li>使用过夜培养物接种20 mL TB培养基于250 mL锥形瓶中，使600 nm处的光密度约为0.05。将培养物置于摇床中振荡培养 32°C. </li>
<li>在 OD 值达到指定条件时收获细胞600 约0.35至0.45，通过400 × g低速离心5分钟获得。 </li>
<li>重悬细胞至 OD600 在含有预期位于通道中部浓度的趋化效应物的CB中，OD值约为0.35。 </li>
<li>加入RFP标记的死细胞，使其OD值达到600 约为0.35的GFP表达活细胞。死亡（红色）细胞用作内部对照，以确保任何迁移现象并非由流动效应引起。</li>
</ol>
6. 监测趋化性
<ol>
<li>从细胞进样针接头中移除部分 CB。用细胞悬液重新填充。</li>
<li>缓慢吸取重悬的细胞至50μL注射器中。此步骤需缓慢操作，以免鞭毛受到剪切力损伤，从而降低细胞运动能力。</li>
<li>将50μL注射器连接至进样针接头，操作方法如步骤4.10所述。</li>
<li>将装置置于配备高速相机的荧光显微镜载物台上，用于图像采集。将进样端的注射器（包括500 μL梯度注射器和50 μL细胞注射器）放入注射泵中，并启动流体流动，以形成浓度梯度并使细胞流经管路。</li>
<li>当细胞进入趋化室后，等待约20分钟，使系统稳定后再开始成像。</li>
<li>在趋化室不同位置（对应不同暴露时间）采集绿色（活细胞）和红色（死细胞）荧光图像。通常，我们在每个位置以3秒间隔采集100张图像。</li>
</ol>
7. 数据分析：以下步骤可使用任何市售的图像分析软件（例如 ImageJ、Metamorph）或使用 Matlab 编写的简单代码完成。
<ol>
<li>去除图像中的背景像素（即设定阈值像素强度，并移除所有强度低于该阈值的像素）。这可以最大限度地减少分析中的噪声。</li>
<li>利用死亡细胞（红色荧光）的位置确定图像的中心。由于死亡细胞不表现出趋化性，因此该位置代表细胞进入趋化室的位置，在无迁移的情况下即为可被检测到的位置。</li>
<li>在图像中定位活细胞（绿色荧光）。</li>
<li>将图像划分为若干通道，并确定每个通道中的活细胞数量。在我们之前的研究3中，将1050 μm宽的趋化室划分为64个通道，每个通道约16 μm宽。</li>
<li>对所有图像重复步骤7.1至7.3，并对所有图像中每个通道的细胞计数进行累加。这给出了在整个实验持续时间内每个通道检测到的总细胞数。</li>
<li>计算趋化分配系数（CPC），该系数表示迁移方向，方法如下：位于死亡细胞高浓度侧（右侧）和低浓度侧（左侧）的每个细胞分别赋予+1和-1的乘数。也就是说，沿浓度梯度向上迁移的细胞乘以+1，而沿梯度向下移动的细胞乘以-1。将所有乘积值相加后，再归一化到检测到的细胞总数。例如，CPC值为0.40表示有比低浓度侧多40%的总细菌移动到了高浓度侧（即趋化效应物为引诱剂，因为检测到更多细菌沿梯度向上移动）。</li>
<li>计算趋化迁移系数（CMC），该系数根据细胞迁移的距离对迁移进行加权，方法如下：根据细胞迁移距离的比例对每个通道的细胞计数进行加权。移动至最远高浓度位置（通道64）的细胞赋予+1的权重因子，移动至高浓度侧一半位置的细胞赋予+0.5的权重因子，而移动至最远低浓度位置的细胞则赋予-1的权重因子。将所有加权后的细胞计数相加，并归一化到细胞总数以得到CMC。</li>
</ol>
代表性结果3,4：
我们已使用微流控装置（图1A) 用于研究趋化性 E. coli 在吸引物（天冬氨酸、自诱导物-2）和排斥物（NiSO₄）的浓度梯度中4，吲哚）3,4典型的趋化性菌株5 E. coli 表达GFP的RP437，以及卡那霉素灭活的 E. coli 表达红色荧光蛋白以监测流体效应的TG1细胞。在其中形成的浓度梯度 μFlow 设备如图所示 图1B将细胞入口封闭，使其无液体流过，并在装置内建立稳定浓度梯度，范围为0至100 ng/mL的荧光素。通过检测装置内各位置的像素强度，确定荧光素的浓度分布。数据表明，细菌进入趋化室时会遇到一个线性浓度梯度。 图 2A 和 B 显示荧光图像 E. coli RP437 在天冬氨酸梯度（0 100 μM）和 NiSO4 (0 225 μM）。对这些典型趋化吸引物和排斥物的观测反应符合预期。 图3A 显示量化分布 E. coli RP437 在缺乏浓度梯度的情况下（即天冬氨酸的梯度为零），而 图3B和C 显示天冬氨酸和NiSO在梯度中的分布4这些反应的特异性（即迁移偏向性）表现为一种 E. coli RP437 Δ焦油 菌株（即缺乏用于实验的Tar趋化受体的菌株） E. coli 检测天冬氨酸和镍）在天冬氨酸或NiSO₄浓度梯度存在时，并未表现出迁移偏倚4空间分布特征中显现出的趋势与计算得到的CPC值和CMC值一致。迁移的CPC值 E. coli RP437 在天冬氨酸或 NiSO₄ 梯度中的反应4 分别为 +0.33 和 -0.33。相应的 CMC 值分别为 +0.13 和 -0.14。相比之下，CPC 和 CMC 值在 E. coli RP437 Δ焦油 在天冬氨酸或NiSO₄梯度中进行菌株培养4 可忽略不计。此外，在天冬氨酸无梯度条件下，CPC 和 CMC 分别为 +0.03 和 +0.02，表明在无梯度情况下迁移无偏向性。
<img src="/files/ftp_upload/1779/1779fig1a.jpg" alt="用于分析细菌运动的微流控趋化室示意图，含梯度生成器。" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="图1a"> <img src="/files/ftp_upload/1779/1779fig1b.jpg" alt="荧光强度图；归一化位置分析；光密度；光谱研究。" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="图1b"> 图1. 装置示意图与浓度梯度。 
(A) 微流控趋化装置的示意图。该装置由一个梯度混合模块（20 × 100 × 18750 μm）和一个趋化观察模块（20 × 1050 × 11500 μm）组成。进入装置的两条梯度通道宽度为500 μm，细菌入口宽度为50 μm。插图显示了信号分子（灰色）的梯度以及细菌对其产生的迁移响应。活细菌以实心椭圆表示，死细菌以空心椭圆表示。(B) 在装置中生成了0至100 ng/mL荧光素的浓度梯度，并通过荧光显微镜成像。在30分钟后采集荧光图像，并通过图像分析进行定量。
<img src="/files/ftp_upload/1779/1779fig2.jpg" alt="荧光显微镜图像，显示不同浓度下蛋白质聚集的剂量依赖性比较。" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="图2"> 图2. 趋化性 E. coli 微流控装置中的 RP437 
E. coli RP437 被暴露于 (A) 0- 的梯度中100 μM L-天冬氨酸或（B）0-225 μM NiSO4 在装置中，活细菌（绿色）向L-天冬氨酸迁移或远离镍的运动情况每2.5秒成像一次，持续30分钟。死亡细菌（红色）用作评估装置内流体效应的对照。图像通过自行开发的分析程序3进行量化。所示数据来自三次独立实验，为代表性的伪彩图像。
<img src="/files/ftp_upload/1779/1779fig3a.jpg" alt="细胞分布图；细胞数量与微通道内位置的关系；流式细胞术数据分析。" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="图3a"> <img src="/files/ftp_upload/1779/1779fig3b.jpg" alt="细胞分布分析图，细胞计数与通道位置的关系，电泳结果" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="图3b"> <img src="/files/ftp_upload/1779/1779fig3c.jpg" alt="细胞分布图，位置与细胞计数的关系，显示样品在通道内的浓度分布。" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="图3c"> 图3：对经典趋化吸引物和排斥物的迁移模式进行定量分析。 
RP437菌株在微流控装置中对以下物质的响应空间分布：(A) 均一浓度的100 μM L-天冬氨酸（即无浓度梯度）；(B) 0 至 100 μM 的天冬氨酸浓度梯度；以及 (C) 0 至 225 μM 的NiSO4浓度梯度。死细胞的分布以实线表示，RP437细胞的分布以虚线表示，RP437 eda+ Δtar细胞的分布以点线表示。所示数据为三次独立实验的平均值。

<ol><li>McDonald, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prototyping+of+microfluidic+devices+in+poly%28dimethylsiloxane%29+using+solid-object+printing%5BTitle%5D)+AND+%22Anal+Chem%22%5BJournal%5D)">Prototyping of microfluidic devices in poly(dimethylsiloxane) using solid-object printing.</a> Anal Chem. 74, 1537-1545 (2002).</li>
<li>Hansen, M. C., Palmer, R. J. J., Udsen, C., White, D. C., Molin, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+GFP+fluorescence+in+cells+of+Streptococcus+gordonii+under+conditions+of+low+pH+and+low+oxygen+concentration%5BTitle%5D)+AND+%22Microbiol%22%5BJournal%5D)">Assessment of GFP fluorescence in cells of Streptococcus gordonii under conditions of low pH and low oxygen concentration.</a> Microbiol. 147, 1383-1391 (2001).</li>
<li>Englert, D. L., Manson, M. D., Jayaraman, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Flow-Based+Microfluidic+Device+for+Quantifying+Bacterial+Chemotaxis+in+Stable%2C+Competing+Gradients%5BTitle%5D)+AND+%22Appl+Environ+Microbiol%22%5BJournal%5D)">A Flow-Based Microfluidic Device for Quantifying Bacterial Chemotaxis in Stable, Competing Gradients.</a> Appl Environ Microbiol. 75, 4557-4564 (2009).</li>
<li>Englert, D. L., Jayaraman, A., Manson, M. D. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aEnglert%2C+DL+%22Microfluidic+techniques+for+the+analysis+of+bacterial+chemotaxis%22">Microfluidic techniques for the analysis of bacterial chemotaxis</a>. , Humana press. (2009).</li>
<li>Mao, H., Cremer, P. S., &amp, M. anson <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+sensitive%2C+versatile+microfluidic+assay+for+bacterial+chemotaxis%5BTitle%5D)+AND+%22PNAS%22%5BJournal%5D)">A sensitive, versatile microfluidic assay for bacterial chemotaxis.</a> PNAS. 100 (9), 5449-5454 (2003).</li>
</ol>

趋化分配系数（CPC）和趋化迁移系数（CMC）的计算方法如 Mao et al5 所述。若在高浓度侧检测到细胞，则赋予其值 +1；若在低浓度侧检测到细胞，则赋予其值 -1。将所有值相加后除以细胞总数，得到 CPC。CPC 的符号（正或负）表示迁移方向（朝向或远离信号）。尽管 CPC 可指示细胞是否将某种化学物质作为引诱剂或排斥剂作出响应，但它无法量化趋化反应的程度。为此，我们通过将细菌在装置宽度方向上的空间分布剖面划分为 64 个区段（细胞进样口两侧各 32 个区段），并根据迁移距离为每个区段中的细胞分配加权因子，从而计算 CMC。距离中心最远的区段（区段 1 和 64）乘以 +1（= 31.5/31.5）或 -1，因为其中包含迁移距离最大的细胞；接下来的两个区段（2 和 63）乘以 +0.968（= 30.5/31.5）或 -0.968；最后两个区段（即最靠近细胞进样口的区段 32 和 33）乘以 +0.015（= 0.5/31.5）或 -0.015。将加权后的值求和，并归一化至细胞总数，得到 CMC。CMC 为 +1 表示所有细菌完全沿浓度梯度迁移至流动腔室的壁面。在轻微吸引响应的情况下，C...

一种用于在稳定浓度梯度下定量细菌趋化性的微流控装置

A Microfluidic Device for Quantifying Bacterial Chemotaxis in Stable Concentration Gradients

趋化性使细菌能够接近吸引性化学物质的来源或避开排斥性化学物质的来源。细菌通过将当前浓度与几秒前检测到的浓度进行比较，持续监测特定趋化效应物的浓度。这种比较决定了细菌运动的总体方向。尽管在自然界中常常同时存在多种相互竞争的浓度梯度，但传统的研究细菌趋化性的方法在量化细菌对吸引物和排斥物浓度梯度的迁移反应方面并不理想。在此，我们描述了一种微流控趋化性模型的建立方法，该模型可向细菌施加精确且稳定的趋化效应物浓度梯度，并定量研究其对所施加梯度的响应。该装置具有良好的通用性，可通过扩散混合轻松生成任意所需绝对浓度和梯度强度的浓度梯度。本研究通过细菌对Escherichia coli RP437 对氨基酸和镍离子的浓度梯度。

本方案描述了一种用于在化学效应物的稳定浓度梯度中研究细菌趋化性的微流控装置的开发。

趋化性使细菌能够趋向吸引性化学物质的来源，或避开排斥性化学物质的来源。细菌会持续监测环境中的化学浓度变化……

将大肠杆菌 RP 4 37 引入一种趋化性装置中，在该装置内它们会暴露于特定的空间浓度梯度。进入腔室的细胞会遇到浓度梯度的中点。根据信号被感知为引诱物或排斥物，细菌会迅速沿浓度梯度向上或向下移动。您好，我是来自德克萨斯农工大学分子系统生物技术实验室和化学工程系的 Derek Engler。今天我们将向您展示一种利用微流控装置研究细菌趋化性的实验方法。在我们的实验室中，该方法用于研究大肠杆菌 RP437 在硫酸镍浓度梯度中的迁移行为。那么，让我们开始吧。流体层和控制层是通过将聚二甲基硅氧烷（PDMS）或聚甲基三甲氧基硅烷（Polymethyl SUBOXANE）在SU-8模具上进行复制模塑而制成的。开始此操作时，需将PDMS预聚物与交联剂按10:1的质量比混合。将混合物置于干燥器中脱气一小时，直至去除气泡。当PDMS混合物准备就绪后，将SU-8模具放入培养皿中，并小心地将混合物倾倒于SU-8模具表面，达到所需厚度。将含有PDMS和SU-8模具的培养皿在80摄氏度下加热两小时，以固化PDMS。两小时后，将固化并覆盖了PDMS的SU-8主模板从加热板上取下，并将PDMS模具从SU-8主模板上剥离。使用20号钝头针在PDMS模具上打四个孔，用于连接梯度发生器、细胞入口和细胞出口的管路。此时，我们已准备好组装PDMS装置，以实现PDMS装置的键合。首先，用异丙醇清洁玻璃显微镜载玻片，并用气流吹干。接着，将PDMS模具和玻璃载玻片放入等离子体刻蚀仪中进行氧气等离子体处理，时间约为30秒。然后将PDMS模具与玻璃载玻片接触，将接触后的载玻片和PDMS模具置于加热板上，在65摄氏度下加热15分钟。为了组装 PDMS 装置，使用剃刀刀片将管路以 45 度角切割至根据显微镜装置所需的确切长度。然后使用镊子将管路的一端插入装置上打出的四个孔中的任意一个。将钝头的30号针头接头插入管路的另一端。对所有剩余孔重复进行管路和针头接头的插入操作。用一支3毫升注射器吸取1毫升趋化物质、缓冲液或CB。注意从注射器中排出空气。使用移液器将CB加入出口针座，并轻敲针座以去除任何气泡。将少量CB从三毫升注射器的尖端推出，然后将注射器连接到针座，确保不混入空气。推动CB通过装置，直至所有剩余的针座均充满CB，这将去除大部分气泡。接下来，用含有适当浓度待测趋化效应分子的CB填充两支500微升注射器。通过推出注射器内少量液体以消除气泡形成，并接触针座中的液滴，然后连接注射器以制备高运动性细菌。进行趋化实验时，在32摄氏度下于胰蛋白胨肉汤（TB）中振荡培养大肠杆菌RP437（含GFP表达质粒）过夜培养物至次日。用该过夜培养物接种250毫升锥形瓶中的20毫升TB培养基，使600纳米处的光密度值约为0.05。当细胞的 OD 600 达到约 0.35 至 0.45 时，在 32 摄氏度下振荡培养。通过低速离心收集细胞，并将细胞重悬于含有趋化效应分子的 CB 缓冲液中，使细胞的 OD 600 约为 0.35，趋化效应分子的浓度应与通道中部预期浓度一致。最后，将 RFP 标记的死细胞以 OD 600 约为 0.35 的浓度加入表达 GFP 的活细胞中。这些死细胞将作为内部对照，以确保任何迁移现象并非由流动效应引起。此时细胞悬液已准备就绪，可加载至微流控装置中进行趋化实验。开始趋化实验时，从细胞进样针筒中取出部分 CB 缓冲液，并用细胞悬液重新填充。缓慢地用重悬的细胞填充一支50微升的注射器。操作时应缓慢进行，因为鞭毛可能被剪切，从而降低细胞运动能力。将50微升注射器连接到进样针座上，如前所述，先推出注射器内少量液体形成液滴，然后将该液滴接触针座内的液体，再将注射器固定到位。随后将装置置于配备高速相机的荧光显微镜载物台上，用于图像采集。将进样注射器放入注射泵中，启动流体流动，形成梯度，使细胞流经管路。当细胞进入趋化室后，等待约20分钟，使系统稳定。成像前，在趋化室长度方向上的不同位置采集活细胞绿色和死细胞红色荧光图像。通常，我们在每个位置以三秒为间隔采集100张图像。所获取的荧光图像可使用任何市售的图像分析软件进行分析，例如Image J或Metamorph，也可使用Matlab编写的简单代码进行分析。在本示例中，我们将使用MATLAB代码。首先通过设定的阈值像素强度去除图像中的背景像素，移除所有强度低于该阈值的像素，以最大限度减少噪声。在分析中，利用死亡细胞的位置来确定图像的中心。这代表细胞进入趋化室的位置，也是在无迁移情况下检测细胞的位置。接下来，在图像中定位活细胞，将图像划分为多个通道，并确定每个通道内的活细胞数量。在我们之前的研究中，将宽为10至50微米的趋化室划分为64个通道，每个通道宽约16微米。对所有图像重复上述步骤后，汇总各通道在所有图像中的总细胞数。由此可得到整个实验持续时间内各通道检测到的总细胞数。计算趋化性、分配系数（CPC），以表征细胞迁移方向。通过执行以下步骤，分别为位于高浓度或右侧以及低浓度或左侧的死细胞区域中的每个细胞分配 +1 和 -1 的乘数。将所有乘积值相加，并除以检测到的细胞总数进行归一化。计算趋化性迁移系数（chemo taxes, migration coefficient）或 CMC，该系数根据细胞迁移的距离对细胞迁移进行加权。移动到最高浓度位置通道64的细胞被赋予+1的权重因子，而移动到较高浓度一侧半程位置的细胞则被赋予+0.5的权重因子，移动到最低浓度位置的细胞权重为-1。将所有加权的细胞数量求和后，再除以细胞总数，以计算出CMC值。该图显示了在微流控装置中使用异硫氰酸荧光素形成的线性浓度梯度或浓度分布。本图通过蓝色和黄色染料展示了浓度梯度的形成。细胞入口为CA，因此无流体通过，可以看出在蓝色与黄色之间形成了一系列过渡色。以下是代表性趋化性实验的伪彩色图像，其中大肠杆菌RP 4 37暴露于装置中浓度从0到100微摩尔的L-天冬氨酸或从0到225微摩尔的硫酸镍的梯度环境中。每2.5秒对活的绿色细菌向L-天冬氨酸迁移或远离镍的运动过程成像一次，持续30分钟。呈红色的死细菌用作对照，以评估装置中流体流动的影响。该图展示了在无浓度梯度条件下，微流控装置中RP 4 37的空间分布情况，并与天冬氨酸梯度和硫酸镍梯度下的响应进行了比较。我们刚刚向您演示了如何监测大肠杆菌RP 4 37在硫酸镍梯度中的趋化行为。进行此操作时，需注意尽量减少对细胞的涡旋处理，以便能够利用高运动能力的亚群细胞。以上就是全部内容。感谢观看，祝您的实验顺利成功。

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Research

科研

JoVE Journal

Biology

生物学

一个微流体装置量化细菌趋稳定的浓度梯度

本文描述了微流控通道的制备及其在实验中的应用，用于研究海洋微生物在斑块状营养环境中的趋化觅食行为，以及细菌在剪切流中的游动行为。...

海洋微生物对微尺度营养层的趋化响应

使用微流控技术研究细菌趋化性——访谈

我们描述了一种用于微加工梯度生成微流控装置的方案，该装置可在定义明确的微环境中产生成分的空间和时间梯度。通过该方法，梯度生成微流控装置可用于研究细胞定向迁移、胚胎发育、伤口愈合以及癌症转移。...

一种用于细胞生物学的梯度生成微流控装置

来源：Scheidweiler, D., et al. 结合微流控装置与显微镜和流式细胞术研究多孔介质中跨空间尺度的微生物迁移。 J. Vis. Exp.

利用微流控装置评估细菌运动性

本视频展示了使用全芯片法进行中性粒细胞趋化实验。该方法通过免疫磁珠负向筛选直接从全血中分离中性粒细胞，随后在微流控芯片上进行趋化实验。...

一种基于微流控芯片的全血快速中性粒细胞趋化分析方法

本方案详细描述了一种旨在通过一滴全血测量人中性粒细胞趋化性的实验方法，具有高度的可重复性。该方法无需分离中性粒细胞，且实验准备时间仅需几分钟。微流控芯片技术使得在样本量有限的婴儿或小型哺乳动物中，能够随时间重复测量中性粒细胞的趋化性。...

用于从未处理全血中测量中性粒细胞趋化性的微流控平台

本文详细介绍了通过在单个微流控芯片上整合全血中性粒细胞分离和趋化实验，进行快速中性粒细胞趋化功能检测的方法。...

一种全芯片式快速中性粒细胞趋化分析方法：直接从一滴血样中完成检测

在发育、伤口愈合和癌症转移过程中，集体细胞迁移通常由生长因子或信号分子的浓度梯度所引导。本文介绍了一种将牵引力显微镜与微流控系统相结合的实验体系，并演示了如何在生化梯度条件下定量分析集体迁移的力学机制。...

牵引力显微镜与微流控技术结合用于趋化性集体迁移

本文介绍了一种在微流控和毫流控装置内通过光解反应生成动态化学梯度环境的实验方案。该方法适用于研究多种生物学过程，包括微生物在单细胞水平和群体水平上的运动行为、营养摄取以及对化学物质的适应性。...

生成可控的动态化学环境以研究微生物行为

本文介绍了一种原位趋化性检测方法的实验方案，这是一种新近开发的微流控装置，可实现对微生物行为在自然环境中的直接研究。...

原位趋化性实验检测水生生态系统中微生物行为

本文介绍了利用诱导剂梯度平板评估细菌群集运动能力，同时获得多个浓度响应的方法。...

在诱导剂梯度平板上定量细菌表面群集运动能力

了解利用微流控装置研究大肠杆菌RP 4 37在稳定化学趋化梯度中的定向运动机制。该方法可精确控制化学效应物浓度，为细菌行为研究提供可靠的实验平台。

一种用于在稳定浓度梯度下定量细菌趋化性的微流控装置

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