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将目标细胞系作为贴壁的二维单层细胞进行培养。去除培养基,并用磷酸盐缓冲液(PBS)洗涤。随后加入胰蛋白酶,孵育至细胞从培养瓶表面脱落并变圆。加入新鲜培养基以中和胰蛋白酶,并重悬细胞。将混合液转移至锥形管中,使用离心机离心收集细胞沉淀。
弃去上清液,加入新鲜培养基重悬细胞沉淀。使用血细胞计数板对细胞数量进行计数,并计算工作浓度。随后,将适量的细胞悬液转移至圆底超低吸附多孔板中,进行孵育。细胞会沉降至孔底并发生聚集,最终相互黏附形成致密的三维细胞结构,即球状体(spheroid)。
在本示例实验方案中,我们将学习如何从结肠癌细胞系生成三维球状体,以及如何应用活细胞成像技术追踪其形成过程。首先,用5 mL磷酸盐缓冲液(PBS)洗涤目标结直肠癌细胞系,然后在37°C条件下加入0.5 mL胰蛋白酶消化5分钟,使细胞从培养瓶底部脱落。在显微镜下确认细胞脱落后,加入10 mL完全培养基以中和细胞解离酶活性,并通过离心收集细胞。将细胞沉淀重悬于5 mL新鲜完全培养基中进行计数,随后将细胞重悬至1.5 × 10³ 个细胞/mL的浓度。
然后将20微升细胞接种至96孔圆底培养板的每个孔中,并将该培养板放入37摄氏度、含5% CO2和95%湿度的培养箱内的自动成像装置中。登录该装置的采集软件,依次选择“Schedule to Acquire”(计划采集)、“Launch Add Vessel”(启动添加容器)、“Scan on Schedule”(按计划扫描)和“Create Vessel, New”(新建容器)。接着,选择扫描类型为“Spheroid”(类球体),并选择所需的明场和荧光通道。将放大倍数设置为10倍,选择培养板型号及其在成像装置抽屉中的位置。选择需要成像的孔位,并输入实验描述信息,包括实验名称、细胞类型和细胞数量。
在分析设置中,选择“延迟分析至稍后”,右键单击时间轴,选择“设置选定扫描组间隔”,将“每隔”设为四小时,将“总计”设为24小时。然后将起始时间设置为自动成像装置中孵育后至少一小时。为检查类球体生长进度,每两天登录成像软件,选择“查看最近扫描”。双击感兴趣的实验,在“图像通道”面板中选择“明场”。然后使用“测量图像特征”工具测量类球体的直径。在第4天,每孔添加50 µL完全培养基,以限制任何培养基显现效应的影响。