Name: 基本外科技术，在哥廷根微型猪:气管插管，膀胱导尿，股血管的导管和Transcardial灌注 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-06-26T14:00:00.000+00:00
Duration: 13 min 26 s
Description: 学习哥廷根微型猪的基本外科技术，包括气管插管、膀胱导尿和股血管导管置入。掌握这些关键方法有助于提升生物医学研究中的手术安全性与实验可靠性。

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

本研究得到了伦德贝克基金会、卡伦·艾丽丝·延森基金会、丹麦中部地区卫生研究基金以及奥胡斯大学医院临床医学研究所的经费支持。我们衷心感谢唐纳德·F·史密斯、安德斯·斯滕·索伦森、亨里克·索伦森、阿斯比约恩·艾特鲁普-克里斯滕森以及帕斯克霍伊加德工作人员提供的娴熟协助。

1. 插管
<ol>
	<li>气管插管所需设备：辅助通气装置、开口器、带钝头的低压吸引装置、直型刀片长度在17至25 cm之间的兽用喉镜、导丝、装有空气的注射器、听诊器和胶带。对于成年哥廷根小型猪，适用的气管插管尺寸为5至7 mm10。本视频中使用的是5.5 mm的导管10。</li>
	<li>将小型猪仰卧位放置，并妥善支撑，以确保喉部通道保持直线。</li>
	<li>由助手轻轻拉出舌头并固定张开下颌，避免过度伸展头部。气道旋转或头部过度后仰可能导致气道阻塞，使喉部开口更难识别，并增加导管进入气管的难度。</li>
	<li>将喉镜插入咽腔，用于下压舌头，使会厌可见。使用吸引管的尖端将会厌从软腭处移开。然后用喉镜的尖端将会厌向上推至舌根部，从而暴露喉部开口。</li>
	<li>当杓状软骨和声带清晰可见时，在呼气期间轻柔地旋转并推进气管插管进入气管。</li>
	<li>根据制造商说明为导管气囊充气，注意避免过度充气，以免引起气道肿胀和水肿。猪有一支支气管专门通向右侧前肺叶，因此必须将导管置于气管分叉上方。使用合适尺寸的导管，并通过胶带将导管近端固定于吻部，有助于实现正确位置。</li>
	<li>当小型猪成功完成插管后，应能通过导管感受到通畅的气流，听诊胸部时可在左右两侧胸壁均听到呼吸音。</li>
	<li>将呼吸机监测系统连接至小型猪后，应可测得正常的呼气末二氧化碳值，并可观察到与呼吸机设定参数一致的、随呼吸节律变化的二氧化碳波形6,10。</li>
	<li>二氧化碳和血氧饱和度数值在初期可能受到术前用药和麻醉诱导的影响，但在适当通气后应迅速恢复至正常水平6,10。即使实施了人工辅助通气仍出现发绀迹象，提示导管位置不当，最常见的错误是误将导管插入食管。</li>
</ol>
2. 经尿道膀胱插管术
<ol>
	<li>此操作仅适用于雌性猪。对于成年小型猪，宜选用8或10号弗利导尿管。由于尿道外口存在弯曲且尺寸较小，建议使用带导丝的导尿管。小型小型猪可使用鼻窥器，而体型较大的动物则可选用叶片较长的窥器。所需设备还包括钝头镊子、盛有生理盐水的注射器、润滑剂以及密闭式尿液引流袋。</li>
	<li>为在导尿过程中更好地观察尿道外口，应将小型猪仰卧放置，并在腰部下方垫一支撑物，同时由助手将后肢向前牵拉。</li>
	<li>插入润滑后的窥器并张开，以暴露阴道壁。雌性动物的尿道外口位于阴道底部，距阴道口至宫颈距离的约三分之一至二分之一处（图1A）。但由于动物处于仰卧位，尿道外口的位置看起来呈倒置状态。</li>
	<li>使用钝头镊子控制导尿管，使导尿管尖端与镊子保持同一直线。小心地将导尿管插入尿道开口（图1B）。若导尿过程中施力过大，尿道容易受到损伤。然而，导尿管通过尿道外括约肌时，最初可能会遇到轻微阻力。若阻力持续存在，可能提示动物镇静深度不足，此时应等待一段时间，使麻醉药物充分发挥作用。</li>
	<li>当导尿管进入膀胱时，取出导丝，可见尿液流出。</li>
	<li>根据制造商说明，用生理盐水充盈导尿管球囊，并轻柔地向外牵拉导尿管，直至球囊卡在膀胱颈部。</li>
	<li>连接密闭式尿液引流袋。</li>
	<li>用胶带将导尿管固定于尾部，以防止在操作动物时导尿管意外移位。</li>
</ol>
3. 股动脉和股静脉插管
<ol>
	<li>所需设备包括：手术刀、钝头手术剪、组织镊、小型钝头手术镊、小型自持式组织牵开器、持针器、手术棉签、带针缝线、肝素化生理盐水（用于冲洗以维持导管通畅性）、两根18号静脉留置针、两根4-French带导引器的Brite Tip鞘管及Seldinger导丝。</li>
	<li>在开始操作前，应通过检测趾间疼痛反射来评估麻醉深度。</li>
	<li>将小型猪仰卧位固定，并将后肢向外侧牵拉，以暴露股动脉和股静脉。在缝匠肌与股薄肌之间的皮肤皱褶处，识别内侧隐动脉浅表段搏动消失的位置。</li>
	<li>在此点头侧做一纵向浅表皮肤切口，以避免意外损伤内侧隐血管。</li>
	<li>使用钝头剪刀分离其下方的皮下组织。</li>
	<li>在内侧隐血管穿入点头侧，先用小型钝头手术镊，再以手指分离缝匠肌与股薄肌的筋膜层。</li>
	<li>使用小型自持式组织牵开器将两组肌肉分开，同时注意避免损伤股神经及血管。</li>
	<li>通过钝性分离法游离股动脉约1至2厘米长度。</li>
	<li>旋转斜面静脉留置针，使管腔朝向上方。轻微弯曲针体，以便更顺利地顺应血管走行。注意确保针芯仍可轻松前后移动。</li>
	<li>穿刺动脉后退出针芯，通过静脉留置针套管插入Seldinger导丝。</li>
	<li>在轻柔压迫动脉以确保导丝固定的同时，移除静脉留置针套管。</li>
	<li>将带导引器的鞘管沿Seldinger导丝置入，并推进至目标位置，随后移除导引器和Seldinger导丝。</li>
	<li>股静脉位于动脉的稍下方和内侧。在通过钝性分离法游离静脉后，按照前述动脉插管的方法进行静脉插管。</li>
	<li>为确认动脉和静脉导管位置正确，应从两个鞘管中抽取血液样本，并比较其颜色差异。每次采血后，务必使用肝素化生理盐水冲洗导管，以维持导管通畅。</li>
	<li>固定导管后，用数针缝线关闭皮肤切口。</li>
	<li>可在动脉和静脉周围放置血管环，以在穿刺前固定血管。尽管该方法具有一定优势，但我们通常避免进行此额外步骤，因其需要过度解剖血管，可能增加损伤外侧支和深支的风险。</li>
</ol>
4. 经心灌注
<ol>
	<li>进行该操作需要以下设备：灌注系统（图 2）、相关灌注液、手术刀、钝头手术剪、骨剪，以及两把大型自持式止血钳，其中至少一把应具有弯曲的尖端。自持式胸骨牵开器并非绝对必需，但可显著简化操作过程。</li>
	<li>经心灌注必须在通风良好的房间内进行，并配备高效排风系统，且具备收集灌注液和血液的设施，以便后续安全处理。</li>
	<li>静脉注射致死剂量的戊巴比妥后，在继续操作前应检测趾间疼痛反射。</li>
	<li>通过胸骨正中切开术可获得对心脏和主动脉的最佳通路。从胸骨柄开始，沿纵轴做一深部皮肤切口，延伸至剑突。在剑突下方的膈肌处做一小切口，以进入胸腔。</li>
	<li>将骨剪插入胸腔，并沿中线切开胸骨。执行此操作时需格外小心，因为心脏可能在某些部位与胸骨内壁粘连。因此，务必确保骨剪的刀片始终位于胸腔内，并紧贴胸骨内壁。</li>
	<li>胸骨切开后，置入自持式胸骨牵开器，打开胸腔。</li>
	<li>若心包仍完整，先在心尖处做一小切口，然后用手指钝性分离，打开心包囊。</li>
	<li>辨认左心室、右心耳、主动脉以及上腔静脉（图 1C）。</li>
	<li>在心尖附近做一小的浅表切口，使用钝头器械穿刺心肌，进入左心室。</li>
	<li>将灌注导管插入左心室内，并将导管尖端向头侧推进至主动脉。</li>
	<li>当手指在主动脉内触及导管时，使用自持式弯曲止血钳将导管固定到位。</li>
	<li>切开右心耳，开始通过灌注导管注入固定液。可感知灌注液在主动脉内的流动，随着灌注液持续流入小型猪的血管系统，血液将从切开的右心耳流出。注意，使用甲醛溶液进行全身灌注时，由于醛类交联作用影响神经和肌肉，可引起肢体强直性伸展及浅层肌肉抽搐。若使用压缩空气驱动而非重力驱动的灌注系统，应在储液罐排空前及时移除导管或夹闭透明硅胶管，以防止空气进入血管系统。</li>
</ol>
<img src="/files/ftp_upload/2652/2652fig1.jpg" alt="显示标注的心腔和血管的人类心脏解剖图，突出解剖学研究。" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="图1"> 图1. A：雌性哥廷根小型猪的尿道外口。B：导管插入后的尿道开口。C：经胸骨正中切开术后小型猪心脏的腹面观。
<img src="/files/ftp_upload/2652/2652fig2.jpg" alt="器官灌注装置示意图；显示压力管路、阀门、灌注液容器和套管。" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="图 2"> 图 2. A： 灌注系统由进液管路组成，管路上设有可调压力阀和一个杠杆，用于控制压缩空气进入盛有灌注液的容器。透明硅胶管将容器连接至由一段4 mm钢管制备的钝端套管。 B 和 C：通过按压进气杠杆，容器内压力升高，推动灌注液经套管流出。 D：当透明硅胶管和套管充满灌注液后，用夹子停止液体流动，系统即准备就绪，可供使用。

<ol><li>Lind, N. M., Moustgaard, A., Jelsing, J., Vajta, G., Cumming, P., Hansen, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+use+of+pigs+in+neuroscience%3A+modeling+brain+disorders%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosci+Biobehav+Rev%22%5BJournal%5D)">The use of pigs in neuroscience: modeling brain disorders.</a> Neurosci Biobehav Rev. 31, 728-751 (2007).</li>
<li>Ettrup, K. S., Sorensen, J. C., Bjarkam, C. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+anatomy+of+the+Gottingen+minipig+hypothalamus%5BTitle%5D)+AND+%22J+Chem+Neuroanat%22%5BJournal%5D)">The anatomy of the Gottingen minipig hypothalamus.</a> J Chem Neuroanat. 39, 151-165 (2010).</li>
<li>Larsen, M. O., Rolin, B., Sturis, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measurements+of+insulin+responses+as+predictive+markers+of+pancreatic+beta-cell+mass+in+normal+and+beta-cell-reduced+lean+and+obese+Gottingen+minipigs+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Endocrinol+Metab%22%5BJournal%5D)">Measurements of insulin responses as predictive markers of pancreatic beta-cell mass in normal and beta-cell-reduced lean and obese Gottingen minipigs in vivo.</a> Am J Physiol Endocrinol Metab. 290, 670-677 (2006).</li>
<li>Forster, R., Ancian, P., Fredholm, M., Simianer, H., Whitelaw, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+minipig+as+a+platform+for+new+technologies+in+toxicology%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pharmacol+Toxicol+Methods%22%5BJournal%5D)">The minipig as a platform for new technologies in toxicology.</a> J Pharmacol Toxicol Methods. , (2010).</li>
<li>Popov, A. F., Dorge, H., Hinz, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Accelerated+intimal+hyperplasia+in+aortocoronary+internal+mammary+vein+grafts+in+minipigs%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cardiothorac+Surg%22%5BJournal%5D)">Accelerated intimal hyperplasia in aortocoronary internal mammary vein grafts in minipigs.</a> J Cardiothorac Surg. 3, 20-20 (2008).</li>
<li>Swindle, M. M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSwindle%2C+MM+%22Swine+in+the+Laboratory%3A+Surgery%2C+Anesthesia%2C+Imaging%2C+and+Experimental+Techniques%22">Swine in the Laboratory: Surgery, Anesthesia, Imaging, and Experimental Techniques</a>. , Second ed., CRC Press. (2007).</li>
<li>Bjarkam, C. R., Cancian, G., Glud, A. N., Ettrup, K. S., Jorgensen, R. L., Sorensen, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MRI-guided+stereotaxic+targeting+in+pigs+based+on+a+stereotaxic+localizer+box+fitted+with+an+isocentric+frame+and+use+of+SurgiPlan+computer-planning+software%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">MRI-guided stereotaxic targeting in pigs based on a stereotaxic localizer box fitted with an isocentric frame and use of SurgiPlan computer-planning software.</a> J Neurosci Methods. 183, 119-126 (2009).</li>
<li>Val-Laillet, D., Blat, S., Louveau, I., Malbert, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+computed+tomography+scan+application+to+evaluate+adiposity+in+a+minipig+model+of+human+obesity%5BTitle%5D)+AND+%22Br+J+Nutr%22%5BJournal%5D)">A computed tomography scan application to evaluate adiposity in a minipig model of human obesity.</a> Br J Nutr. , 1-10 (2010).</li>
<li>Larsen, M., Bjarkam, C. R., Stoltenberg, M., Sorensen, J. C., Danscher, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+autometallographic+technique+for+myelin+staining+in+formaldehyde-fixed+tissue%5BTitle%5D)+AND+%22Histol+Histopathol%22%5BJournal%5D)">An autometallographic technique for myelin staining in formaldehyde-fixed tissue.</a> Histol Histopathol. 18, 1125-1130 (2003).</li>
<li>Alstrup, A. K. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anaesthesia+and+Analgesia+in+Ellegaard+G%C3%B6ttingen+minipigs%5BTitle%5D)+AND+%22Jannerup.DK%22%5BJournal%5D)">Anaesthesia and Analgesia in Ellegaard Göttingen minipigs.</a> Jannerup.DK. , (2010).</li>
<li>Jensen, K. N., Deding, D., Sorensen, J. C., Bjarkam, C. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+implantation+of+deep+brain+stimulation+electrodes+in+the+pontine+micturition+centre+of+the+Gottingen+minipig%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Neurochir+%28Wien%29%22%5BJournal%5D)">Long-term implantation of deep brain stimulation electrodes in the pontine micturition centre of the Gottingen minipig.</a> Acta Neurochir (Wien). 151, 785-794 (2009).</li>
<li>Cumming, P., Moller, M., Benda, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+PET+study+of+effects+of+chronic+3%2C4-methylenedioxymethamphetamine+%28MDMA%2C+%22ecstasy%22%29+on+serotonin+markers+in+Gottingen+minipig+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Synapse%22%5BJournal%5D)">A PET study of effects of chronic 3,4-methylenedioxymethamphetamine (MDMA, "ecstasy") on serotonin markers in Gottingen minipig brain.</a> Synapse. 61, 478-487 (2007).</li>
<li>Olsen, A. K., Keiding, S., Munk, O. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+hypercapnia+on+cerebral+blood+flow+and+blood+volume+in+pigs+studied+by+positron+emission+tomography%5BTitle%5D)+AND+%22Comp+Med%22%5BJournal%5D)">Effect of hypercapnia on cerebral blood flow and blood volume in pigs studied by positron emission tomography.</a> Comp Med. 56, 416-420 (2006).</li>
<li>Jonkers, B. W., Sterk, J. C., Wouterlood, F. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transcardial+perfusion+fixation+of+the+CNS+by+means+of+a+compressed-air-driven+device%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">Transcardial perfusion fixation of the CNS by means of a compressed-air-driven device.</a> J Neurosci Methods. 12, 141-149 (1984).</li>
</ol>

所有实验程序均经丹麦实验动物监察局和丹麦司法部批准，并依照《实验动物护理原则》（NIH 出版物第 86-23 号，1985 年修订版）进行。

本演示提供了在小型猪研究中常用的四种实验操作的逐步可视化指导12,13。所述技术在长白猪及其他大型实验动物（如犬和绵羊）中应用时，通常无需或仅需少量调整即可适用14。在进行可存活模型实验操作时，必须采用无菌技术以防止感染。
麻醉诱导对于动物福利和科学研究均具有重要意义，应在尝试气管插管前确保角膜反射消失以及良好的肌肉松弛。然而，由于诱导麻醉所使用的麻醉药物并非采用固定剂量，而是根据观察到的效应逐步给药，因此必须密切监测动物状态，以防发生呼吸暂停，尤其是在使用丙泊酚时尤为需要注意6,10。进行气管插管时，可使用利多卡因喷雾或肌肉松弛剂以利于导管置入，但神经肌肉阻滞剂的使用仅限于经过相关操作充分培训的人员操作，以符合伦理要求。插管过程中应避免损伤喉部通道，防止引发气管肿胀和水肿。气道水肿可使用非甾体抗炎药（NSAID）或其他类似抗炎药物治疗10。猪可在多种体位下进行插管，但仰卧位对于经常进行人类插管操作的人员而言通常更为方便，因为该体位下气道的解剖呈现方式较为相似6。插管过程中最常见的错误是误将导管插入食管，当动物处于仰卧位时，食管位于喉部通道正下方。请注意，必须首先清晰辨认杓状软骨和声带，方可推进导管。
通过尿道进行膀胱经尿道导尿在雌性猪中较易操作，而在雄性猪中该操作极为困难，甚至可能无法完成6。需要注意的是，由于雌性猪的尿道口位于阴道前方，因此可能误将导管插入较大的阴道开口。在存活实验中，建议使用无菌且具有消毒作用的润滑剂。此外，含有局部麻醉效果的润滑剂可能有助于减轻导尿过程中的困难。
在进行股动脉和股静脉插管时，非存活实验与存活实验所选用的导管类型及其固定方式有所不同，尤其是在导管需要长期植入的情况下6。例如，用于慢性植入的导管应具有高度生物相容性，配备用于固定的滞留珠或套袖结构，并且在长期使用过程中不会对血管壁造成损伤，从而避免诱发血栓形成或血管侵蚀6。
在本视频中，我们使用由压缩空气驱动的封闭系统进行心脏灌流。另一种选择是使用重力驱动的系统。与使用压缩空气的系统相比，重力系统的优点在于结构简单、效率高，且不存在加压空气进入血管系统的风险。然而，重力系统在灌流过程中产生的静水压会持续变化，这可能会影响组织学结果15。根据所要进行的组织病理学研究类型，可先用含肝素的生理盐水灌流动物，这可能具有优势。这一点在进行免疫荧光染色时尤为重要，可避免红细胞引起的自发荧光问题。此外，如果目标器官是脑，可夹闭降主动脉以节省固定液。但在猪中，这一步骤需要额外的解剖操作，会延长整个操作时间。

<table><tbody><tr><td colspan="4">插管</td></tr><tr><td>呼吸机</td><td>GE Healthcare</td><td>1009-9002-000</td><td></td></tr><tr><td>钝头吸痰管</td><td>Unomedical</td><td>34091181</td><td></td></tr><tr><td>喉镜</td><td>Miller</td><td>85-0045（喉镜套装）</td><td></td></tr><tr><td>内径5.5 mm气管插管</td><td>Smiths Medical</td><td>100/199/055</td><td></td></tr><tr><td>导丝</td><td>Hudson RCI</td><td>5-151001</td><td></td></tr><tr><td>5 ml注射器</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>听诊器</td><td>Martin</td><td>17-262-00</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">膀胱导尿</td></tr><tr><td>含导丝的AquaFlate甘油硅胶导尿管（8-French）</td><td>R&amp;#252;sch</td><td>178003</td><td></td></tr><tr><td>鼻窥器</td><td>Martin</td><td>36-859-50</td><td></td></tr><tr><td>直肠窥器</td><td>Martin</td><td>30-613-15</td><td></td></tr><tr><td>钝头镊子</td><td>Martin</td><td>13-374-16</td><td></td></tr><tr><td>导管润滑凝胶</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cathejell Lidocain</td><td>Montavit</td><td>CJL08501</td><td></td></tr><tr><td>Instillagel Comb.</td><td>Falcon BD</td><td>08-40-200</td><td></td></tr><tr><td>A4尿液引流袋</td><td>Unomedical</td><td>38 155 1S</td><td></td></tr><tr><td>胶带</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td colspan="4">股动脉和股静脉导管插入 &lt;!--&lt;/td--&gt;</td></tr><tr><td>手术刀</td><td>Martin</td><td>10-295-11</td><td></td></tr><tr><td>钝头手术剪</td><td>Martin</td><td>11-881-18</td><td></td></tr><tr><td>组织镊</td><td>Martin</td><td>12-100-14</td><td></td></tr><tr><td>小型钝头手术镊</td><td>Martin</td><td>13-375-13</td><td></td></tr><tr><td>小型自持式组织牵开器</td><td>Martin</td><td>15-753-13</td><td></td></tr><tr><td>持针器</td><td>Martin</td><td>20-634-14</td><td></td></tr><tr><td>手术棉片</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>带针缝线</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>生理盐水</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>肝素</td><td>Leo Laboratories</td><td>585679</td><td></td></tr><tr><td>18G静脉留置针</td><td>BD Biosciences</td><td>393206</td><td></td></tr><tr><td>带导入器和Seldinger导丝的4-French导引鞘</td><td>Cordis</td><td>154-2629-1/0017</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">经心灌注</td></tr><tr><td>加压灌注系统</td><td>自制</td><td></td><td></td></tr><tr><td>排烟系统</td><td>Gram A/S</td><td>01750000 和 0303700</td><td></td></tr><tr><td>灌注液 5L</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>钝头手术剪</td><td>Martin</td><td>11-881-18</td><td></td></tr><tr><td>骨剪</td><td>F.S.T.</td><td>16150-24</td><td></td></tr><tr><td>大型弯头自持式钳</td><td>Martin</td><td>13-421-18</td><td></td></tr><tr><td>自持式胸骨牵开器</td><td>Rudolf Medical</td><td>7520-10</td><td></td></tr><tr><td>戊巴比妥</td><td>丹麦皇家兽医与农业大学（KVL）</td><td>200 mg/ml</td><td></td></tr><tr><td>22G静脉留置针</td><td>BD Biosciences</td><td>393202</td><td></td></tr></tbody></table>

哥廷根小型猪的基本外科技术：插管、膀胱导管插入、股血管导管插入及经心灌注

Basic Surgical Techniques in the G&ouml;ttingen Minipig: Intubation, Bladder Catheterization, Femoral Vessel Catheterization, and Transcardial Perfusion

哥廷根小型猪在神经科学、毒理学、糖尿病、肥胖症以及实验外科等研究领域的应用日益增多，这反映了该动物在解剖学和生理学上与人类的高度相似性1-6。哥廷根小型猪的体型允许使用与人类相似的外科器械和先进成像技术6-8。本教学视频旨在通过演示气管插管、经尿道膀胱导尿、股动脉和股静脉插管以及经心灌注等操作，提高科研人员对小型猪在生物医学研究中价值的认识。
气管插管应在小型猪接受全身麻醉时进行，因为该操作可维持气道通畅，允许辅助通气，并防止分泌物误吸入气道。经尿道膀胱插管可在长时间手术过程中提供有关水合状态以及肾功能和心血管功能的重要信息。此外，导尿可避免精密医疗技术设备受到污染，并防止膀胱过度膨胀，后者可能对动物造成伤害，并因迷走张力升高及生理参数改变而对实验结果产生不必要的干扰。动脉和静脉插管有助于反复采集血样并监测多种生理参数。在涉及基于框架的立体定向神经外科手术和脑成像的实验中，股血管插管相较于颈部血管插管更易于操作和接近。在开展需动物存活的实验时，血管插管操作必须严格遵循无菌技术，以防止感染。6经心灌注是最有效的固定方法，在制备用于组织学和组织化学研究的迷你猪器官时，可获得极佳的效果2,9有关猪类麻醉、手术及实验技术的更多信息，可参考 Swindle 2007。有关哥廷根小型猪的术前用药、麻醉诱导、辅助通气、镇痛以及术前和术后护理的补充信息，可通过互联网获取，网址为 <a href="http://www.minipigs.com">http://www.minipigs.com</a>10有关猪解剖学的详细信息，我们参考 Nickel 的著作 等第1-5卷11.

近年来，家猪和小型猪在科学研究中的应用显著增加。通过演示气管插管、经尿道膀胱导管插入、股动脉和股静脉导管插入以及经心灌注等操作方法，我们旨在进一步提升哥廷根小型猪在生物医学研究中的价值。

哥廷根小型猪在神经科学、毒理学、糖尿病、肥胖症及实验外科等研究领域的应用日益增多，反映了……

每当小型猪接受全身麻醉以进行手术时，应实施气管插管，以保持气道通畅、便于辅助通气，并防止气道受到吸入物污染。小型猪可在不同体位下进行插管，但将动物仰卧放置通常更便于常规进行人类插管操作的人员操作，因为该体位使气道的暴露方式与人类相似，也便于实施辅助通气。气管插管所需的设备包括用于张开口腔的吊带、低压吸引装置（配钝头吸管）、长度在17至25厘米之间的直板兽用喉镜、导丝、用于充气的注射器、听诊器以及胶布。适用于成年猪的剖腹术和小型猪。气管插管的尺寸应为5至7毫米。在本视频中，使用了5.5毫米的插管。将迷你猪仰卧放置并妥善固定。为确保喉部通道保持平直，由助手轻轻拉出舌头并撑开下颌。注意不要过度伸展头部，以免气道旋转或头部过度后仰，导致气道阻塞，增加喉部开口的识别难度。喉镜用于下压舌体，同时吸引管的尖端用于将会厌从软腭处推开。然后使用喉镜的尖端将会厌向上推起，朝向舌根方向，从而暴露喉部开口。随着环状软骨和声带的张开，即可看到声门，此时将气管导管轻柔地稍加旋转推进至气管内。在呼气过程中，根据制造商的说明对导管气囊进行充气。注意避免过度充气，以免引起气道肿胀和水肿。猪有一支支气管专门用于通气右前肺叶，因此将导管放置在气管分叉上方至关重要。这可以通过使用合适尺寸的导管，并用胶带在吻部水平固定导管近端来实现。当迷你猪正确插管后，应能感觉到气体自由通过导管，听诊胸部时可在胸腔左右两侧均听到呼吸音。将呼吸机与监测系统连接至迷你猪后，应可测得生理性的呼气二氧化碳值，并可观察到与呼吸机设定参数所决定的呼吸模式相对应的二氧化碳波形曲线。迷你猪的气管插管可能具有挑战性，因为其喉部通道狭窄，且声带的黏膜容易受到损伤。如果使用过大的导管或用力过大，可使用利多卡因喷雾或肌肉松弛剂来帮助导管插入。但神经肌肉阻滞剂的使用仅应由经过此类操作充分培训的人员进行。膀胱导尿可用于监测尿液生成，这在长时间手术过程中可提供有关水合状态以及肾脏和心血管功能的有用信息。通过尿道进行膀胱导尿在雌性猪中较易操作。尽管该操作在成年小型猪雄性个体中极为困难，甚至可能无法完成，但由于其尿道外口的曲度和大小，使用8或10法式尺寸的弗利导尿管较为合适。使用导丝打开导管更为理想。所需设备包括窥器、钝头镊子、装有生理盐水润滑剂的注射器以及密闭式尿液引流袋。为了在导尿过程中更好地观察外尿道口，应将小型猪仰卧放置，并在腰部区域下方提供支撑。当助手将后肢向头侧牵拉时，雌性动物的尿道外口位于阴道底部，距离宫颈约三分之一至二分之一处。但由于动物呈仰卧位，尿道外口的位置看起来呈倒置状态。使用钝头镊子控制导管，使导管尖端与镊子保持同一直线延伸。小心地将导管插入尿道口。如果在导管插入过程中用力过大，尿道容易受到损伤，但导管通过尿道外括约肌时，最初可能会感到轻微阻力。如果该问题持续存在，可能表明动物镇静深度不足。解决方法是等待一段时间，让麻醉发挥作用。当导管到达膀胱时，取出导丝，即可看到尿液流出。根据制造商的说明，用生理盐水充盈气囊，并轻轻向外牵拉导管，直至气囊卡在膀胱颈部。连接密闭式尿液引流袋，并用胶带将导管固定在尾巴上，以避免导管意外移位。在具备适当培训和经验的情况下操作动物时，经尿道膀胱插管可顺利进行。这种微创操作可防止精密医疗设备被污染以及避免因膀胱过度扩张引起的疼痛，后者可能因迷走神经张力升高和生理参数改变而对动物造成伤害并影响实验结果。动脉和静脉插管可用于多次采集血样以及监测各种生理参数。在进行存活实验中的血管插管时，必须采用严格的无菌技术，以避免感染。所需设备包括手术刀、钝头剪刀、手术剪、组织镊、小型钝头器械、手术镊、小型自持式组织牵开器、持针器、手术棉签、带针缝线，以及用作冲洗液的肝素化生理盐水，以维持导管通畅。两根18号静脉留置针，两个四法式带导引器和Seldinger导丝的亮头鞘管。通过检测趾间疼痛反射来评估麻醉深度。将迷你猪仰卧位固定，并将后肢向外侧牵拉，以接近股动脉和股静脉。在缝匠肌与股薄肌之间的皮肤皱褶处，辨认出浅表内侧隐动脉搏动消失的位置。在此位置近头侧做一纵向浅表皮肤切口，以避免意外损伤内侧隐血管。使用钝头剪刀分离其下方的皮下组织。在隐股静脉穿刺点的头侧，对缝匠肌和股薄肌的筋膜进行分离。首先使用小的钝头手术镊，然后用手指将这两组肌肉分开，并用小型自持式组织牵开器牵开，注意避免损伤股神经和血管；将动脉游离出约一至两厘米的长度。采用钝性分离技术，旋转斜面静脉留置针，使其管腔朝向上方。将针头稍微弯曲，以便更顺利地沿血管的曲率行进。请记住测试针头是否仍能前后移动。动脉已被穿刺。针头回撤后，将Seldinger导丝经Venton导管插入。在轻轻按压动脉以确保导丝固定的同时，移除Venflon导管。将带有导入器的鞘管沿导丝插入并推进至目标位置，随后移除导入器及导丝。股静脉位于动脉的稍下方和内侧。通过钝性分离暴露静脉后，按照先前描述的动脉插管方法对静脉进行插管。为确认动脉和静脉均正确置入导管，可从两根鞘管中抽血，并比较血液样本的颜色。每次采集血样后，均需用肝素化生理盐水冲洗导管。为保持导管通畅，需将导管固定并缝合皮肤。通过数针缝线，可将血管环置于动脉和静脉周围，以便在穿刺前固定血管。尽管该方法具有优势，但我们通常避免进行这一额外步骤，因为它需要对血管进行过多解剖，从而增加了损伤外侧支和深支的风险。本视频展示了如何进行股血管插管。相较于颈部血管插管，股血管插管更易于操作，因此更具优势。在进行涉及框架式立体定位神经外科手术和脑成像的实验时，经心脏灌注是最有效的固定方法，可获得最佳结果。在准备小型猪器官用于组织学和组织化学分析时，该操作需要以下设备：灌注系统及相关灌注液、静脉套管注射器、戊巴比妥、手术刀、钝头剪刀、骨剪以及两把大型自持式止血钳，其中至少一把应带有弯曲尖端。自持式胸骨牵开器并非绝对必要，但可显著简化操作。经心灌注必须在通风良好的房间内进行，并配备高效排烟系统，且具备收集大量液体和血液的设施，以便后续安全处理。注射致死剂量的戊巴比妥后，检测趾间疼痛反射。通过胸骨正中切开术可获得对心脏和主动脉的最佳入路。做一个从胸骨柄延伸至剑突的深部纵向皮肤切口。在剑突下方的膈肌处做一个小切口，以进入胸腔。将骨剪插入胸腔，沿中线切开胸骨。进行此操作时必须小心，因为心脏某些部位可能与胸骨内侧粘连。胸骨切开后，置入自持式胸骨牵开器，打开胸腔。若心包仍然完整，先在心尖处的心包上做一小切口，然后用手指钝性分离打开心包囊。辨认左心室、右心耳和主动脉。与上腔静脉一同，在心脏心尖附近做一个小的浅表切口，使用钝头器械穿刺心肌，进入左心室。将灌注导管插入左心室内，并将导管尖端向上推进至主动脉。当在主动脉内用第二和第三根手指触碰到导管时，用夹子将导管固定到位。使用自持式弯头镊子，切开右侧耳缘静脉，并开始通过灌注套管注入固定液。随着灌注液持续流入迷你猪的血管系统，可在主动脉处感受到强烈的液体流动，血液将从切开的右侧耳缘静脉大量流出。请注意，当使用多聚甲醛进行全身灌注时，由于醛类物质对神经和肌肉的交联作用，可观察到四肢强直性伸展以及浅层肌肉的抽搐现象。 使用压缩空气驱动的灌注系统时，务必在储液罐排空前取下套管或夹闭透明硅胶管，以避免空气进入血管系统。在本视频中，我们采用由压缩空气驱动而非重力驱动的灌注系统。使用压缩空气的系统优势在于，灌注过程中施加的静水压保持恒定，从而实现最佳的器官灌注效果。

basic-surgical-techniques-gttingen-minipig-intubation-bladder

Research

科研

JoVE Journal

Medicine

医学

基本外科技术，在哥廷根微型猪：气管插管，膀胱导尿，股血管的导管和Transcardial灌注

介绍了一种在钛基血液接触性生物材料上接种自体细胞并检测其生物相容性的方法。该方法利用内皮祖细胞和钛管，在将钛管植入猪腔静脉后的数分钟内完成细胞接种。该技术可适用于多种其他可植入式 biomedical...

自体血管内皮祖细胞接种技术及心血管器械在大型动物模型中的生物相容性测试

来源：Rui Cerqueira1,2, Liliana Costa1, André Leite-Moreira1, Adelino Leite-Moreira1,2, André Lourenço1, Pedro...

在麻醉猪中进行超声引导下血管通路置入术

在麻醉猪中重复进行肺灌洗可诱导出类似于人类急性呼吸窘迫综合征（ARDS）主要特征的肺损伤。该实验方法通过在37 °C下反复使用0.9%生理盐水灌洗肺部，旨在建立一种可重复的、用于ARDS研究的气体交换障碍和血流动力学改变的实验模型。...

通过灌洗诱导猪肺表面活性物质耗竭作为急性呼吸窘迫综合征（ARDS）模型

麻醉诱导的发育性神经毒性（AIDN）研究主要集中于啮齿类动物，而这类动物对人类的广泛适用性有限。非人灵长类动物模型的相关性更高，但成本过高且实验操作困难。相比之下，仔猪是一种具有临床相关性和实用性的动物模型，非常适合用于麻醉神经毒性研究。...

使用仔猪模型研究麻醉诱导的发育性神经毒性（AIDN）：一种转化神经科学方法

我们介绍了一种通过诱导急性呼吸窘迫综合征（ARDS）在猪模型中建立右心室功能障碍的实验方案。我们展示了通过在主动脉和肺动脉周围放置血流探头来侵入性监测左心室和右心室心输出量的方法，以及在主动脉和肺动脉内进行血压测量的技术。...

ARDS 大动物模型中主动脉与肺动脉血流动力学的有创监测

本文描述了一种对小鼠下半身进行原位灌注的实验方案，包括膀胱、前列腺、性器官、骨骼、肌肉和足部皮肤。...

建立小鼠下腹部器官与后肢的原位闭路灌注技术

肾小球滤过率（GFR）是评估肾功能的理想指标。然而，采用菊粉注射并结合连续血液和尿液分析的标准测量方法在实际应用中并不实用。本文阐述了一种在仔猪中经皮测量GFR的实用方法。...

机械通气仔猪肾小球滤过率的经皮测量

本研究提出了一种采用双房技术的巴马微型猪临床前原位心脏移植模型。该模型适用于移植免疫学、药物评价及手术技术优化，可为临床心脏移植应用提供支持。...

使用双心房技术的巴马香猪原位心脏移植临床前模型

本研究介绍了一种在正常巴马猪中通过经主动脉途径进行靶向组织切割以干预主动脉瓣下结构的外科手术方法。...

经主动脉途径干预正常巴马猪瓣下结构的外科手术方法

分娩后对单绒毛膜（MC）双胎胎盘进行血管绘图，可详细展示双胎循环系统之间的血管连接。 <br...

单绒毛膜双胎胎盘血管造影术：导丝辅助插管与染料注射技术

学习哥廷根微型猪的基本外科技术，包括气管插管、膀胱导尿和股血管导管置入。掌握这些关键方法有助于提升生物医学研究中的手术安全性与实验可靠性。

哥廷根小型猪的基本外科技术：插管、膀胱导管插入、股血管导管插入及经心灌注

探索更多视频