Name: 脑浸润白细胞的分离 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-06-13T12:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 44 s
Description: 学习从TMEV感染小鼠脑中分离浸润白细胞的方法，通过密度梯度离心技术纯化免疫细胞群体，并结合流式细胞术进行表型分析。该方法适用于研究病毒性脑炎中的神经免疫反应机制。

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

本工作由美国国家神经疾病与卒中研究所（NINDS）提供的基金NS64571（CLH）、梅奥诊所早期职业发展奖（CLH）以及唐纳德和弗朗西丝·赫德里希的慷慨捐赠（CLH）资助。我们谨向梅奥诊所流式细胞术核心实验室提供协助表示感谢。

1. 颅内病毒注射：
本实验技术已由本实验室及同行进行了修改并广泛使用。简言之，对年轻小鼠（优选5-6周龄）进行颅内注射Theiler's小鼠脑脊髓炎病毒Daniel株（TMEV）或假感染（1, 10），以诱导脑组织浸润性白细胞（BILs）的产生。请注意，Daniel株、BeAN株和GDVII株所获得的结果会有所不同。为获取BILs，小鼠接种2×105 PFU的TMEV，并感染24小时。
<ol>
<li>将注射针头（27 号，¼ 英寸，Kendall）连接至自动 1 ml Hamilton 注射器，并设定递送 10 μl 病毒液。</li> 
<li>小心吸取含 TMEV 的 10 μl DMEM 液体至注射器中，注意避免气泡产生。在适当情况下，假感染小鼠注射 10 μl 无病毒 DMEM。</li> 
<li>注射前，将约 1 mL 异氟烷倒入含有带棉垫底层金属网格的钟形罩内。</li>
<li>将小鼠直接置于钟形罩内的金属网格上，直至其轻度麻醉，对足趾夹捏无反应且因吸入麻醉剂而固定不动，约需 10–15 秒。小鼠不应直接接触异氟烷，因该物质可能具有刺激性和腐蚀性。</li>
<li>在麻醉状态下，通过剃毛和染色快速定位颅骨额叶皮层区域的适当坐标以准备注射。注射的一般位置为前囟前 1 mm，矢状缝右侧 1 mm 处（图 1）。尽管立体定位注射适用于某些实验情况，但我们发现大多数实验中无需剃毛或染色，采用徒手注射即可。沿两个轴方向用针尖分开毛发即可进行注射。</li> 
<li>进行注射时，使针头垂直于颅骨，压入骨内至约 3 mm 深度。</li> 
<li>按下 Hamilton 注射器按钮，将病毒注入脑内，注入后等待 2 秒，使病毒充分进入脑组织，再撤出针头。</li>
<li>小心拔出针头，将小鼠放入清洁干燥的笼子中。小鼠从麻醉中苏醒迅速，数分钟内即可恢复正常活动。应密切关注出现异常症状的小鼠，例如注射部位大量出血，必要时应实施安乐死。必须遵循正确的动物操作规范6，并遵守美国国立卫生研究院（National Institutes of Health）及机构动物护理与使用委员会（Institutional Animal Care and Use Committee）的指导方针。</li>
</ol>
2. 脑浸润白细胞制备：
<ol>
<li>准备可容纳 30 ml 的圆底 Oak Ridge 离心管，每管中加入 10 ml RPMI 1640、9 ml Percoll 和 1 ml 10X PBS，在脑组织取出过程中将离心管置于室温台面上静置。</li>
<li>将 Ficoll-Paque Plus 置于室温（RT）下。</li>
<li>采用改良的异氟烷过量法处死动物 5 使用不锈钢组织刮匙迅速取出脑组织，置于预冷的含有5 ml RPMI的15 ml锥形管中，冰上保存。在某些情况下，可采用PBS灌注以清除BILs制备物中的循环外周血细胞。进行PBS灌注前，应确保小鼠已充分且正确地麻醉。</li>
<li>将脑组织和RPMI溶液转移至7 ml玻璃Pyrex品牌Tenbroeck组织研磨器中，轻轻研磨10–15次。</li>
<li>向匀浆器中再加入5 ml RPMI，上下吹打两次。将脑匀浆液（约10 ml）转移至预先准备好的圆底管中，轻轻倒置混匀2-3次。</li>
<li>以7800g离心脑匀浆平均值 在Beckman Allegra X-22R临床离心机中，使用F0360固定角转子，于室温下离心30分钟。</li>
<li>离心后，去除漂浮在梯度顶部的髓鞘碎片。收集位于红细胞沉淀物上方的白细胞层（图2）。</li>
<li>通过滤器分离白细胞层 40 μm 将细胞滤过液收集至50 ml离心管中，用RPMI培养基定容至50 ml。</li>
<li>将含有稀释细胞悬液的离心管在临床离心机中以1500 rpm（600g）离心平均值在室温下孵育5分钟。 </li>
<li>吸弃上清液，收集细胞沉淀。将沉淀重悬于1 ml FACS缓冲液（含1%牛血清白蛋白、0.02%叠氮化钠的无钙无镁PBS）中，并将细胞悬液转移至5 ml圆底FACS管中。</li> 
<li>小心地将1 ml Ficoll-Paque Plus铺在悬液下方。</li> 
<li>在室温下，使用临床离心机以2500 rpm（1400 × g）离心25分钟，不使用刹车。</li>
<li>用1 ml移液器去除界面处的白色絮状层（图2），并转移至新的5 ml FACS管中。用4 ml FACS缓冲液洗涤细胞。</li>
<li>以1500 rpm（600g）离心管子平均值在临床离心机中于室温下离心5分钟以沉淀细胞。</li>
<li>吸弃上清液，收集细胞沉淀。将白细胞沉淀重悬于适量缓冲液中，置于新的FACS管内，冰上保存。 </li>
<li>计数细胞，通过台盼蓝排斥法评估细胞活力，并进行流式细胞术分析。通常情况下，研究者可获得约 5 x 105 细胞/动物</li>
</ol>
3. 流式细胞术免疫表型分析
<ol>
<li>分离并计数白细胞后，在临床离心机中以1500 rpm（600 gave）离心3分钟。</li>
<li>将细胞沉淀重悬于封闭缓冲液中，封闭缓冲液包含以下成分：FACS缓冲液、2.4G2杂交瘤上清液（Fc阻断剂；抗CD16/32）和胎牛血清，体积比为10:5:1，并在4°C孵育30分钟。</li>
<li>制备针对细胞外抗原的偶联抗体，按1:200浓度加入已封闭的细胞中，避光并在4°C孵育30分钟。在96孔V型底板中，每孔使用200 μl体积进行染色和孵育。必要时设置未染色细胞和荧光补偿对照样本作为适当对照。</li>
<li>将染色后的细胞在室温下使用适用于96孔板的转子，于临床离心机中以1500 rpm（600gave）离心3分钟。</li>
<li>吸除上清液，并用200 μl FACS缓冲液轻轻吹打重悬细胞3次进行洗涤。</li>
<li>重复上述洗涤步骤两次。</li>
<li>洗涤完成后，将细胞重悬于2%多聚甲醛中，并转移至FACS管。对于生物安全二级试剂处理的感染细胞，流式细胞术分析前必须进行固定。</li>
<li>采用改良的流式细胞术方法在BD FACS Calibur仪器上检测固定后的细胞8，并使用FlowJo、WinMDI或其他可用的流式细胞术分析软件进行离线数据分析。</li>
<li>通常每样本需分析50,000至100,000个事件，以获得充分的免疫表型鉴定结果。</li>
</ol>
本实验中使用的直接偶联抗体：
使用克隆株 30-F11 检测 CD45。使用克隆株 Gr1、RB6-8C5 检测 Ly6C/G。使用克隆株 M1/70 检测 CD11b。使用克隆株 BM8 检测 F4/80。
4. 代表性结果：
我们展示了小鼠BILs在感染后24小时的细胞表型分析结果（图3）。使用PerCP偶联的抗小鼠CD45抗体对白细胞进行染色以检测免疫细胞，使用PE偶联的抗小鼠Ly6C/G抗体检测炎性单核细胞，使用APC偶联的抗小鼠CD11b抗体和APC偶联的抗小鼠F4/80抗体检测单核细胞谱系细胞。分析采用BD FACS Calibur仪器进行。
<img src="/files/ftp_upload/2747/2747fig1.jpg" alt="颅缝示意图，显示矢状缝、前囟点及测量位置；用于教学解剖。" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="图1"> 
图1. 注射位点的解剖定位。 注射位点位于前囟点前方1 mm、矢状缝右侧1 mm处。
<img src="/files/ftp_upload/2747/2747fig2.jpg" alt="Percoll 和 Ficoll 梯度示意图，显示通过密度梯度离心分离白细胞和BIL。" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="图 2"> 
图 2. 白细胞和BIL梯度分离示意图。 在Percoll梯度中，白细胞最初收集于髓鞘碎片层正下方、红细胞沉淀物上方。在Ficoll梯度中，界面处的白色絮状层（BIL）被收集。
<img src="/files/ftp_upload/2747/2747fig3.jpg" alt="流式细胞术图示白细胞分化；关键标记包括 CD45、Ly6C 和 F4/80。" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="图3"> 
图3. 感染后24小时脑浸润白细胞的免疫表型。小鼠脑组织中的白细胞通过差速密度离心法从颅内感染后24小时动物的组织匀浆中分离。细胞使用荧光标记的抗体对小鼠CD45、Ly6C/G、CD11b和F4/80进行染色。初步设门通过将免疫细胞标志物CD45与前向散射光（FSC，反映细胞大小）作图完成（C）。CD45你好 （A，D），CD45lo （B、E）和 CD45阴性 （F，G）随后分析单核细胞和巨噬细胞标志物 Ly6C/G、F4/80（A，B，F）和 CD11b（D，E，G）的相对表达水平。Ly6C/G+F4/80+CD11b+ 炎症性单核细胞几乎 exclusively 存在于 CD45你好 群体（A，D），与这些细胞从外周浸润一致。相比之下，Ly6C/G-F4/80loCD11b+ 巨噬细胞几乎 exclusively 存在于 CD45lo （B、E）和 CD45阴性 （G）群体，与驻留表型一致。在多次实验中，我们从未观察到CD45你好 细胞或 Ly6C/G+F4/80+CD11b+ 未感染或假感染小鼠脑内的炎性单核细胞（数据未显示）。

<ol><li>Buenz, E. J., Howe, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Picornaviruses+and+cell+death%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Picornaviruses and cell death.</a> Trends Microbiol. 14, 28-36 (2006).</li>
<li>Buenz, E. J., Limberg, P. J., Howe, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+high-throughput+3-parameter+flow+cytometry-based+cell+death+assay%5BTitle%5D)+AND+%22Cytometry+A%22%5BJournal%5D)">A high-throughput 3-parameter flow cytometry-based cell death assay.</a> Cytometry A. 71, 170-173 (2007).</li>
<li>Deb, C., Lafrance-Corey, R. G., Zoecklein, L., Papke, L., Rodriguez, M., Howe, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Demyelinated+axons+and+motor+function+are+protected+by+genetic+deletion+of+perforin+in+a+mouse+model+of+multiple+sclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neuropath.+Exp.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Demyelinated axons and motor function are protected by genetic deletion of perforin in a mouse model of multiple sclerosis.</a> J. Neuropath. Exp. Neurol. 68, 1037-1048 (2009).</li>
<li>Deb, C., Howe, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NKG2D+contributes+to+efficient+clearance+of+picornavirus+from+the+acutely+infected+murine+brain%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurovirol%22%5BJournal%5D)">NKG2D contributes to efficient clearance of picornavirus from the acutely infected murine brain.</a> J. Neurovirol. 14, 261-266 (2008).</li>
<li>Donovan, J., &amp, P. B. rown, , P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Euthanasia%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Protocols+in+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Euthanasia.</a> Current Protocols in Neuroscience. , A.4H.1-A.4H.4 (2005).</li>
<li>Donovan, J., Brown, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Handling+%26+restraint%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Protocols+in+Immunology%22%5BJournal%5D)">Handling & restraint.</a> Current Protocols in Immunology. 73, 1.3.1-1.3.6 (2006).</li>
<li>Donovan, J., Brown, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Parenteral+injections%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Protocols+in+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Parenteral injections.</a> Current Protocols in Neuroscience. , A.4F.1-A.4F.9 (2005).</li>
<li>Holmes, K. L., Otten, G., Yokoyama, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Flow+cytometry+analysis+using+Becton+Dickinson+FACS+Calibur%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Protocols+in+Immunology%22%5BJournal%5D)">Flow cytometry analysis using Becton Dickinson FACS Calibur.</a> Current Protocols in Immunology. , 5.4.1-5.4.22 (2002).</li>
<li>Howe, C. L., Ure, D., Adelson, J. D., LaFrance-Corey, R., Johnson, A., Rodriguez, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CD8%2B+T+cells+directed+against+a+viral+peptide+contribute+to+loss+of+motor+function+by+disrupting+axonal+transport+in+a+viral+model+of+fulminant+demyelination%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neuroimmunol%22%5BJournal%5D)">CD8+ T cells directed against a viral peptide contribute to loss of motor function by disrupting axonal transport in a viral model of fulminant demyelination.</a> J Neuroimmunol. 188, 13-21 (2007).</li>
<li>Lipton, H. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Theiler%27s+virus+infection+in+mice%3A+An+unusual+biphasic+disease+process+leading+to+demyelination%5BTitle%5D)+AND+%22Infect+Immun%22%5BJournal%5D)">Theiler's virus infection in mice: An unusual biphasic disease process leading to demyelination.</a> Infect Immun. 11, 1147-1155 (1975).</li>
</ol>

无利益冲突声明。

我们常规使用流式细胞术来评估脑部浸润细胞制备的质量，并区分不同类型的免疫细胞2, 9。在急性期时间点，我们的BILs方法在CD45hi群体中获得较高比例的炎性单核细胞，同时在CD45lo群体中获得较高比例的巨噬细胞。这表明，通过我们的方法可稳定、可靠地表征脑内可重复的免疫反应。
该技术对于需要从小鼠脑组织中获取特征明确的免疫细胞群体的实验尤为重要。我们此前已通过尾静脉注射，将分离得到的脑浸润性白细胞转移至受体小鼠体内，成功开展了过继转移实验。 7，并通过多种方法对BILs进行了表征 体外 实验 9我们的BILs制备方法在需要区分脑内不同免疫细胞群体与常驻脑细胞（包括常驻巨噬细胞和小胶质细胞）的实验中尤为有益。另一项值得关注的应用包括在感染后第7天对从BILs中分离的总RNA进行实时RT-PCR分析，以鉴定效应功能。 3例如，我们检测了感染TMEV后第7天从穿孔素功能正常和穿孔素缺陷动物中分离的脑浸润淋巴细胞（BILs）中GAPDH、颗粒酶B和穿孔素的RNA水平。我们还利用BIL...

<table><tbody><tr><td>TMEV</td><td>Howe 实验室</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Daniel&amp;rsquo;s 菌株</td><td>Invitrogen</td><td>21063-029</td><td></td></tr><tr><td>异氟烷</td><td>Novaplus</td><td>NDC 0409-3292-49</td><td></td></tr><tr><td>圆底 Oak Ridge 离心管</td><td>Nalge Nunc 国际公司</td><td>3118-0030</td><td></td></tr><tr><td>RPMI 1640</td><td>Invitrogen</td><td>11875-093</td><td></td></tr><tr><td>Percoll</td><td>GE 医疗集团</td><td>17-0891-02</td><td></td></tr><tr><td>10X PBS</td><td>罗氏集团</td><td>11666789001</td><td></td></tr><tr><td>Ficoll-Paque Plus</td><td>GE 医疗集团</td><td>17-1440-02</td><td></td></tr><tr><td>台盼蓝 0.4% (w/v)</td><td>Mediatech, Inc.</td><td>25-900-CI</td><td></td></tr><tr><td>15 ml 圆锥形离心管</td><td>BD 生物科学公司</td><td>352097</td><td></td></tr><tr><td>7 mL 玻璃 Pyrex 品牌 Tenbr&amp;#8211;ck 组织研磨器</td><td>费舍尔科技公司</td><td>08-414-10B</td><td></td></tr><tr><td>40 &amp;mu;m 细胞筛</td><td>BD 生物科学公司</td><td>352340</td><td></td></tr><tr><td>50 mL 圆锥形离心管</td><td>BD 生物科学公司</td><td>352070</td><td></td></tr><tr><td>牛血清白蛋白</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A9647</td><td></td></tr><tr><td>叠氮化钠</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S8032</td><td></td></tr><tr><td>CMF-PBS</td><td>Mediatech, Inc.</td><td>21-040-CV</td><td></td></tr><tr><td>FACS 管</td><td>BD 生物科学公司</td><td>352054</td><td></td></tr><tr><td>胎牛血清</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F4135</td><td></td></tr><tr><td>2.4G2 杂交瘤细胞</td><td>ATCC</td><td>HB-197</td><td></td></tr><tr><td>Costar V 型底板</td><td>Corning</td><td>3894</td><td></td></tr><tr><td>Allegra X-22R 离心机或同等设备</td><td>贝克曼库尔特公司</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>96 孔板桶和转子</td><td>贝克曼库尔特公司</td><td>S2096</td><td></td></tr><tr><td>固定角转子</td><td>贝克曼库尔特公司</td><td>F0360</td><td></td></tr><tr><td>多聚甲醛</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P6148</td><td></td></tr><tr><td>BD FACS Calibur</td><td>BD 生物科学公司</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>FlowJo 7.5</td><td>Tree Star, Inc.</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>CD45</td><td>BD 生物科学公司</td><td>557235</td><td>克隆号：30-F11</td></tr><tr><td>Gr1 (Ly6C/G)</td><td>BD 生物科学公司</td><td>553128</td><td>克隆号：RB6-8C5</td></tr><tr><td>CD11b</td><td>eBioscience</td><td>17-0112-83</td><td>克隆号：M1/70</td></tr><tr><td>F4/80</td><td>eBioscience</td><td>17-4801-82</td><td>克隆号：BM8</td></tr></tbody></table>

脑浸润性白细胞的分离

Isolation of Brain-infiltrating Leukocytes

我们描述了一种从小鼠中制备脑浸润性白细胞（BILs）的方法。我们展示了如何通过快速颅内注射技术将鼠脑心肌炎病毒（Theiler's murine encephalomyelitis virus, TMEV）感染小鼠，以及如何从全脑组织中纯化出富含白细胞的浸润细胞群体。简言之，将小鼠置于密闭舱内用异氟烷麻醉后，使用哈密尔顿注射器直接手动注射至额叶皮层。感染后不同时间点，通过过量异氟烷麻醉处死小鼠，取出全脑组织，并用Tenbroeck组织研磨器在RPMI培养基中进行匀浆。脑匀浆液经连续30% Percoll梯度离心，以去除髓鞘及其他细胞碎片。细胞悬液随后经40 μm细胞筛过滤，洗涤后在不连续Ficoll-Paque Plus梯度液中离心，以富集并纯化白细胞。所得白细胞经洗涤后重悬于适当缓冲液中，用于流式细胞术免疫表型分析。流式细胞术结果显示，在感染早期阶段，C57BL/6小鼠脑内存在一群天然免疫细胞。感染后24小时，BILs中出现多种免疫细胞亚群，其中以Gr1+、CD11b+和F4/80+细胞群体显著富集。因此，该方法适用于表征脑内急性感染过程中的免疫应答反应。

介绍了一种从小鼠脑组织中快速获取浸润性白细胞的方法。该方法利用连续Percoll梯度和不连续Ficoll梯度，选择并纯化富含白细胞的组分层。分离得到的白细胞随后可通过流式细胞术进行表征分析。

我们介绍了一种从小鼠中制备脑浸润性白细胞（BILs）的方法。我们展示了如何用 Theiler's murine ... 感染小鼠

本实验的总体目标是从急性感染泰勒鼠脑脊髓炎病毒（TMEV）的小鼠脑组织中获取富含白细胞的先天免疫细胞群体。首先通过颅内注射使小鼠感染 TMEV，随后在感染后 24 小时采集脑组织并轻柔匀浆，从而实现该目标。该操作流程的第三步是利用连续 Percoll 和不连续 Ficoll 梯度选择性纯化富含白细胞的细胞层。最终，可通过流式细胞术分析来表征参与脑部急性感染免疫反应的脑浸润白细胞群体的表型。大家好，我叫 Dr. Charles Howe。我们今天演示的方法有助于解答神经免疫学领域的关键问题。例如，急性感染期间浸润大脑的免疫细胞有哪些？今天由Reagan, la France来演示该方法。Corey，我实验室的高级研究技术员，为了诱导脑部浸润性白细胞。将一根27号针头连接到自动1毫升Hamilton注射器上，并将注射器设定为吸取10微升。小心避免气泡，吸取10微升含有2×10⁵ PFU Daniel株TMEV的DMEM，或10微升假感染的DMEM。麻醉一只五到六周龄的小鼠，并在麻醉状态下通过脚趾夹捏确认其是否已进入镇静状态。通过快速定位颅骨前额皮质区域的相应坐标来准备小鼠注射，沿前后线（AE）适当方向用针尖拨开小鼠毛发，使注射时针头垂直于颅骨表面，并将针头刺入骨层覆盖下约三毫米深度。为将病毒性感染的DMEM或假性感染的DMEM注入脑内，按下Hamilton注射器按钮，等待两秒钟使培养基进入脑组织，然后撤出针头。小心取出针头，将小鼠放入干净、干燥的笼子中。小鼠将在颅内病毒感染或假感染24小时后迅速从麻醉中苏醒，并在1分钟内恢复正常的生理功能。在分离脑部浸润性白细胞之前，向一个圆底Oakridge离心管中加入10毫升RPMI 1640培养基、每细胞1毫升的RPMI 1640以及1毫升10×PBS，并将该离心管置于室温下保存。将FI检测包（含增强剂）恢复至室温，并取一支15毫升锥形管，加入5毫升RPMI培养基，同时置于冰上。通过改良的异氟烷过量法处死动物后，迅速取出脑组织并放入该15毫升锥形管中，管内含5毫升RPMI培养基。随后将脑组织与RPMI溶液转移至7毫升玻璃Pyrex品牌10号布鲁克组织研磨器中，轻轻研磨10至15次，使脑组织匀浆化。接下来，向匀浆器中再加入五毫升 RPMI，用移液器将溶液上下吹打两次。将约 10 毫升脑匀浆液转移至先前准备好的圆底带棱离心管中，并轻轻倒置管体两到三次以混匀。随后，在固定角度转子离心机中，于室温下以 7,800 ×g 离心 30 分钟。离心后，去除漂浮在梯度液顶部的髓鞘碎片。白细胞层位于红细胞沉淀物上方。将白细胞层通过40微米细胞滤筛过滤至50毫升锥形管中。将溶液定容至50毫升。使用我们的PMI，在临床离心机中以600 ×g离心含有稀释后细胞悬液的离心管，离心5分钟。在室温下吸除上清液，并收集细胞沉淀。将沉淀重悬于1毫升fax缓

isolation-of-brain-infiltrating-leukocytes

Research

科研

JoVE Journal

Immunology and Infection

免疫学与感染

脑浸润白细胞的分离

在本视频中，我们演示了如何从患有实验性自身免疫性脑脊髓炎的大鼠中枢神经系统中分离单个核细胞。...

从患EAE大鼠中枢神经系统中分离单个核细胞

本文介绍了一种快速分离脑和脊髓组织中单个核细胞的高效方案，所获细胞可有效用于流式细胞术分析。...

使用Percoll梯度分离脑和脊髓单个核细胞

在本视频中，我们通过密度梯度离心法从小鼠大脑中分离单个核细胞。所获得的单个核细胞悬液可用于后续下游分析。...

从小鼠脑中分离单核细胞：一种通过密度梯度离心法分离脑内常驻单核细胞的技术

该视频展示了利用机械解离和酶消化法从小鼠脑组织中分离肿瘤浸润性外周血单个核细胞的过程。随后通过密度梯度离心收集免疫细胞，以用于后续分析。...

从小鼠脑组织中分离肿瘤浸润性免疫细胞

本文介绍了一种从感染约氏疟原虫ANKA株（Plasmodium berghei...

从感染Plasmodium berghei ANKA小鼠中分离和分析脑滞留白细胞

脑卒中后脑内髓系细胞的表征可通过体视学结合光学分数器方法，或通过脑白细胞悬液的流式细胞分析来实现。这两种技术均有助于对缺血性脑组织中主要髓系细胞亚群进行准确的表型区分。...

短暂性或永久性脑缺血模型中白细胞亚群的体视学与流式细胞术表征

炎症在缺血性脑卒中的发病机制中起着核心作用。越来越多的证据表明，炎症具有双重作用：一方面会加剧早期脑损伤，另一方面也参与后期的修复过程。本方案描述了从缺血脑组织中分离免疫细胞，并对其进行后续流式细胞术表型分析的方法。...

从小鼠缺血脑组织中分离免疫细胞及其流式细胞术分析

本文介绍了一种简单的方法，用于分离和流式细胞术分析胶质瘤浸润的外周血单个核细胞，该方法可获得随时间变化的定量数据，反映进入早期脑肿瘤微环境的免疫细胞数量及其活化状态。...

胶质瘤浸润性外周血单个核细胞的分离与流式细胞术分析

本文介绍了两种优化的实验方案，用于分析中枢神经系统（包括脑、脊髓和脑膜）中的常驻免疫细胞及外周来源的免疫细胞。这些方案有助于确定在稳态和炎症条件下定位于这些解剖区域的细胞的功能与组成。...

分离中枢神经系统组织及其相关脑膜用于免疫细胞的下游分析

本研究对分离灌注的小鼠脑脉络丛采用流式细胞术及两种不同的设门策略；该方案可鉴定出定位于此脑结构中的主要免疫细胞亚群。...

显微解剖小鼠脉络丛中免疫细胞的分离与鉴定

为了研究脑部疾病中的免疫反应，一种常用的方法是分析免疫细胞的变化。本文提供了两种简单且有效的方案，用于从小鼠脑组织和颅骨骨髓中分离免疫细胞。...

从小鼠脑和颅骨中分离免疫细胞

学习从TMEV感染小鼠脑中分离浸润白细胞的方法，通过密度梯度离心技术纯化免疫细胞群体，并结合流式细胞术进行表型分析。该方法适用于研究病毒性脑炎中的神经免疫反应机制。

脑浸润性白细胞的分离

探索更多视频