活体成像：通过稳定成像窗口在细胞水平观察小鼠胰腺的方法

活体成像技术通过植入动物体内的成像窗口，实现对活体动物细胞的可视化观察，能够在不损害细胞功能的前提下，对细胞动态进行长期观测。

首先，取一只预先植入了由金属板支撑的胰腺成像窗的麻醉转基因小鼠。基板可将胰腺与肠管在空间上分离开，从而减少由蠕动等生理运动引起的运动伪影。

该转基因小鼠在胰腺胰岛的β细胞中，通过胰岛素基因启动子驱动表达绿色荧光蛋白（GFP）。

接下来，牢固握住小鼠尾巴，并喷洒消毒剂以去除任何表面污染物。将导管插入尾侧静脉。通过尾静脉注射含有红色荧光探针标记抗体的溶液。这些抗体将结合到血管内壁的细胞上，使其呈现红色染色。

现在，将小鼠转移至活体显微成像系统。将胰腺成像窗插入窗口固定装置中。先在低倍镜下开始成像，以定位被红色荧光标记的血管环绕的绿色荧光胰岛簇。随后提高放大倍数，以获得单个β细胞水平的高质量细胞成像。

首先打开活体显微镜及其激光电源。插入血管导管时，用食指和中指按压小鼠尾部近端以施加压力。如有需要，可用灯加热尾部。用70%乙醇喷雾消毒尾静脉，然后将30号导管插入尾侧静脉，并观察PE-10管中血液反流现象。使用丝质胶带固定导管以保持其稳定。

根据荧光探针的组合，适当注射 FITC 葡聚糖和 TMR 葡聚糖或其他荧光探针。插入直肠探针，通过恒温加热垫系统自动控制体温。然后，将活体显微成像准备过程中制备的胰腺成像窗插入窗夹持器中。将小鼠从手术平台转移至成像载台。

为了进行活体成像，首先使用较低倍率（例如4倍）对胰腺成像窗口中的胰腺进行整体扫描，以获取胰腺的全貌图像。确定感兴趣区域后，切换至更高倍率的物镜（如20倍或40倍），以分别实现横向和轴向分辨率约为0.5微米和3微米的细胞水平成像。

进行Z轴扫描或延时成像，以观察三维结构或细胞水平的动态过程，例如细胞迁移。